Name: larval rna interference in the red flour beetle, tribolium castaneum
Uploaded: 2014-10-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min
Description: Watch this Scientific Journal Video about Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum at JoVE.com

私たちは技術的なサポートのためにマイアミ大学のバイオインフォマティクスやゲノム機能研究センター（CBFG）を感謝します。この作品は、マイアミ大学の起動許可（YT）、国立科学財団（：IOS 0950964 YT）によってサポートされていました。

<ol>
	<li>Denell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+Tribolium+as+a+genetic+model+system+and+its+early+contributions+to+evo-devo.">Establishment of Tribolium as a genetic model system and its early contributions to evo-devo.</a> Genetics. 180, 1779-1786 (2008).</li><li>Klingler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tribolium.">Tribolium.</a> Curr Biol. 14, R639-R640 (2004).</li><li>Richards, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genome+of+the+model+beetle+and+pest+Tribolium+castaneum.">The genome of the model beetle and pest Tribolium castaneum.</a> Nature. 452, 949-955 (2008).</li><li>Bucher, G., Scholten, J., Klingler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parental+RNAi+in+Tribolium+(Coleoptera).">Parental RNAi in Tribolium (Coleoptera).</a> Curr Biol. 12, 85-86 (2002).</li><li>Tomoyasu, Y., Denell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+RNAi+in+Tribolium+(Coleoptera)+for+analyzing+adult+development.">Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development.</a> Dev Genes Evol. 214, 575-578 (2004).</li><li>Tomoyasu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exploring+systemic+RNA+interference+in+insects+a+genome-wide+survey+for+RNAi+genes+in+Tribolium.">Exploring systemic RNA interference in insects a genome-wide survey for RNAi genes in Tribolium.</a> Genome biology. 9, R10 (2008).</li><li>Miller, S. C., Miyata, K., Brown, S. J., Tomoyasu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+systemic+RNA+interference+in+the+red+flour+beetle+Tribolium+castaneum+parameters+affecting+the+efficiency+of+RNAi.">Dissecting systemic RNA interference in the red flour beetle Tribolium castaneum parameters affecting the efficiency of RNAi.</a> PLoS ONE. 7, e47431 (2012).</li><li>Tomoyasu, Y., Arakane, Y., Kramer, K. J., Denell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+co-options+of+exoskeleton+formation+during+wing-to-elytron+evolution+in+beetles.">Repeated co-options of exoskeleton formation during wing-to-elytron evolution in beetles.</a> Curr Biol. 19, 2057-2065 (2009).</li><li>Miller, S. C., Brown, S. J., Tomoyasu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+RNAi+in+Drosophila.">Larval RNAi in Drosophila.</a> Dev Genes Evol. 218, 505-510 (2008).</li><li>Brown, S. J., Mahaffey, J. P., Lorenzen, M. D., Denell, R. E., Mahaffey, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+RNAi+to+investigate+orthologous+homeotic+gene+function+during+development+of+distantly+related+insects.">Using RNAi to investigate orthologous homeotic gene function during development of distantly related insects.</a> Evolutio., &amp; development. 1, 11-15 (1999).</li><li>Philip, B. N., Tomoyasu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+knockdown+analysis+by+double-stranded+RNA+injection.">Gene knockdown analysis by double-stranded RNA injection.</a> Methods Mol Biol. 772, 471-497 (2011).</li><li>Clark-Hachtel, C. M., Linz, D. M., Tomoyasu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insights+into+insect+wing+origin+provided+by+functional+analysis+of+vestigial+in+the+red+flour+beetle.">Insights into insect wing origin provided by functional analysis of vestigial in the red flour beetle.</a> Tribolium castaneum, Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 16951-16956 (2013).</li><li>Kitzmann, P., Schwirz, J., Schmitt-Engel, C., Bucher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNAi+phenotypes+are+influenced+by+the+genetic+background+of+the+injected+strain.">RNAi phenotypes are influenced by the genetic background of the injected strain.</a> BMC genomics. 14, 5 (2013).</li><li>Parrish, S., Fleenor, J., Xu, S., Mello, C., Fire, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+anatomy+of+a+dsRNA+trigger+differential+requirement+for+the+two+trigger+strands+in+RNA+interference.">Functional anatomy of a dsRNA trigger differential requirement for the two trigger strands in RNA interference.</a> Molecular cell. 6, 1077-1087 (2000).</li><li>Winston, W. M., Molodowitch, C., Hunter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Systemic RNAi in C elegans requires the putative transmembrane protein SID-1. 295, 2456-2459 (2002).</li><li>Tomoyasu, Y., Wheeler, S. R., Denell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrabithorax+is+required+for+membranous+wing+identity+in+the+beetle+Tribolium+castaneum.">Ultrabithorax is required for membranous wing identity in the beetle Tribolium castaneum.</a> Nature. 433, 643-647 (2005).</li><li>Trauner, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+insertional+mutagenesis+of+a+coleopteran+stored+grain+pest,+the+red+flour+beetle+Tribolium+castaneum,+identifies+embryonic+lethal+mutations+and+enhancer+traps.">Large-scale insertional mutagenesis of a coleopteran stored grain pest, the red flour beetle Tribolium castaneum, identifies embryonic lethal mutations and enhancer traps.</a> BMC Biol. 7, 73 (2009).</li><li>Yang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Probing+the+Drosophila+retinal+determination+gene+network+in+Tribolium+(II)+The+Pax6+genes+eyeless+and+twin+of+eyeless.">Probing the Drosophila retinal determination gene network in Tribolium (II) The Pax6 genes eyeless and twin of eyeless.</a> Developmental biology. 333, 215-227 (2009).</li><li>Horn, T., Boutros, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=E-RNAi+a+web+application+for+the+multi-species+design+of+RNAi+reagents--2010+update.">E-RNAi a web application for the multi-species design of RNAi reagents--2010 update.</a> Nucleic acids research. 38, 332-339 (2010).</li></ol>

著者らは、開示することは何もない。

<html> dsRNA分子の長さと濃度を含むRNAiの成功を保証するために考慮する必要がある重要な問題の数、異なるdsRNA分子間の競争（しようとした複数のノックダウン時）、およびオフターゲット効果の可能性があります（OTE）。 dsRNAは長 dsRNA分子の長さは、（dsRNAの長い上限は現在不明であるが）長いdsRNAがRNAiの7,14,15をトリガするために、より効率的であることで、全身のRNAi反応の効率に影響を与える。 dsRNAは長さがTに効果的なRNAiを誘導するために50塩基対よりも長いことが必要であるコクヌスト 7。 150 bpおよび500bpの間のdsRNAはRNAi実験のための理想的であるように思われる。長いdsRNA分子を用いることもできるが、それらはますます困難になるOTEの機会が増加し、遺伝子クローニング段階を有することになる。 dsRNAは濃度ve_content &quot;&gt;遺伝子ノックダウンの程度が異なるが、dsRNAの濃度に応じて実現することができる。を1μg/μlを頻繁に近いヌル表現型を生産するための妥当な出発濃度、であるように思われる（目的の遺伝子（群）によって異なる場合があります）。RNAiは、より強いRNAiの表現型を得るために、より高い濃度（ 例えば 、7〜8μgの/μl）を用いて行うことができる。dsRNAの段階希釈したRNAiは、時には低形質の表現型のシリーズを生成するために有益であることができる（寅泰の補足データら 2009年8、Borràs-カステル未発表データ）。 RNAiのコンクール複数遺伝子ノックダウンは、T.で達成することができる同時に、いくつかの異なるdsRNA分子を注入しコクヌスト 。しかし、それはまた、生物内に存在するいくつかの異なるdsRNA分子を有することが多いのRNAiのコンポーネントにアクセスするためのdsRNA間の競争が生じることが知られている<s&gt; 7,14アップ。それは、一のdsRNA（他人を競合を回避するために、複数遺伝子ノックダウンを試みるときに、すべてのdsRNAは、同じ長さおよび同じ濃度を用いることが重要であるが、発現レベルが大きく間で異なる場合のdsRNAの長さおよび濃度の更なる調整が必要な場合が標的遺伝子）。私たちだけでなく、他の人は、成功した（ 例えば 、寅泰ら 、2005 16、寅泰ら 2009 17、およびYang ら 2009 18）ダブル、トリプルノックダウンを行った。実現可能なものの可能性が高いすべての4つの標的遺伝子のためのRNAi効率の有意な減少を引き起こすように、四重のRNAi（またはそれ以上）は、困難な場合があります。 オフターゲティング OTEは、RNAiベースのアプローチのための固有の問題である。 OTEを最小化する一つの方法は、dsRNAを設計する際にこれらの領域を他の遺伝子と類似の配列を共有する標的遺伝子内の領域を識別し、回避することである。 T.に対する単純なBLAST分析コクヌストの予測遺伝子セットは、そのような領域を識別することができます。いくつかのオンラインツールは、潜在的なOTE（ 例えば、E-RNAiの19）の評価を可能にする。標的遺伝子の2つの非重複領域のためのRNAiの実行は、表現型がOTEによって引き起こされる観察可能性を排除するための簡単​​で効率的な方法である。 （二つの非重複領域に類似の配列を共有しない限り）は、2つの非重複領域のため、RNAiは、同じ表現型を生成する場合OTEの可能性が最小化される。 表現型の解析以外の手段によって遺伝子ノックダウンの評価は、多くの場合、効果的に存在するRNAi関連のデータに重要である。遺伝子ノックダウンを評価するための二つの主要な方法は定量RT-PCRおよびウエスタンブロット分析である。定量RT-PCRは、標的mRNAのレベルを測定する便利な方法であり、T.のものを含む多くのRNAi関連の研究において使用されているコクヌスト （Miller らを参照してください。2012年7など）。しかし、それが私たちは最近、標的mRNAレベルはRNAiを（タンパク質産物が下方制御されているが）（Borràs-カステル未発表データ）によってアップレギュレートされているいくつかのケースを見てきたようにER、注意が、注意しなければならない。アップレギュレーションこのRNAiを誘発されたmRNAが広範囲または特定の遺伝子に特有のものができればそれは現在不明である。ウェスタンブロット分析は、遺伝子ノックダウンを確認するための別の方法である。それは最終タンパク質産物の量を測定するため、この方法は非常に信頼性があります。標的遺伝子のタンパク質産物に対して特異的な抗体の必要性は、このアプローチの欠点である。表現型分析に加えて、複数の独立した測定値を利用するのRNAiベースの分析によって得られた表現型データの信頼性を増加させる。 Tのその構想以来、 コクヌスト 、RNAiは、主に開発し、パターン形成において遺伝子機能を研究するために使用されてきた。これらのT。コクヌスト発達研究がCHARACで非常に成功している遺伝子の進化的に保存されており、分岐した機能をterizing（Denell 2008年及び2004クリングラー2に概説されている）。 Tのしかし、RNAiをベースの研究コクヌストは発生生物学に限定されるものではない。例えば、RNAiは、ストレス耐性、捕食、攻撃性、配偶者選択、活動パターン、および防御機構を含む、生理学的および行動反応、広範囲の遺伝子機能を研究するために利用することができる。 これらのコンテキストにRNAiを適用する一つの問題は、多面的効果の可能性である。多くの場合、目的の遺伝子は、Tを通じてさまざまな役割を持つことになりますコクヌストのライフサイクルは、このように困難な意図しない表現型効果なし遺伝子の除去を行う。しかし、簡単にステージの多様でRNAiを実行する能力は、多くの場合、これらの多面的な効果を回避するための有効な戦略であることができる。たとえば、代わりに幼虫や蛹の成人でRNAiを行うことは、私たちはUNINを回避できる可能性がある初期の開発中に遺伝子ノックダウンによって引き起こされる致死性を傾向があった。 TのRNAi応答の柔軟性コクヌストは、このように 、このモデルの生理学的および行動反応における遺伝子機能の実験にRNAiを適合させるための魅力的な選択肢となります。 T.コクヌストシステムはまた、教授の研究室での使用に最適です。T.コクヌストは、頻繁な継代培養せずに室温（25℃）で小麦粉/酵母混合物に容易に培養すること、およびT.におけるRNAi技術ができるコクヌストは若い、学習科学者と研究室に適応できるほど簡単である。 RNAiは、生物学のさまざまな分野において必須の技術になってきているように、学生は、この技術にさらされていることが重要です。 Tの幼虫のRNAi技術の直接的な性質コクヌストもTを作り、研究に関与することが、より多くの学生を奨励教室指向遺伝システムのための主要な候補をコクヌスト 。&lt;/ pの&gt;

An erratum was issued for <a href="http://www.jove.com/video/52059">Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum</a>. There was a typo in the settings for Sutter P-87 in step 4.1.

An erratum was issued for <a href="http://www.jove.com/video/52059">Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum</a>.

Erratum: Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

コクヌストモドキ、 コクヌストは 、原因部分的には、RNA干渉（RNAi）1-3を実施するのしやすさに生物学のさまざまな分野で人気を集めています。のRNAiベースの遺伝子ノックダウン技術は、複雑な遺伝的方法を利用することなく、分析科学者が機能喪失を実行することを可能にする。T.コクヌストショー堅牢な全身RNAi応答、甲虫の体腔4-6に二本鎖RNA（dsRNA）の単純な注入を介して任意の段階でRNAiを実行することが可能となる。複数の遺伝子を同時にノックダウンTにも可能である同時に7,8に2つ以上の異なるdsRNA分子を注入しコクヌスト 。また、低形質の表現型の一連の注入されたdsRNAの8の濃度を低下させることによって生成することができる。これらの機能は、Tの伝統的なフォワード遺伝学へのRNAiベースの逆遺伝学的手法魅力的な代替案を作るコクヌスト 。以来、事実上すべてのT.コクヌスト組織は、細胞外dsRNA分子9に感受性であり、この技術は、研究者が多様な状況における多種多様な組織を研究することを可能にする。また、このレポートでは、TにRNAiを行うに焦点を当てていたがコクヌスト 、ここで説明する多くの手順は、他の昆虫にも適用可能である。したがって、このプロトコルは、Tにおける興味のコンテキストで機能喪失を実行したい人のための有用な分析をされているコクヌスト 、ならびに他の昆虫へのRNAiベースの手法を適用を希望する研究者にとって。 幼虫へのdsRNAを注入すると、幼虫、蛹および成虫期4,5,10などの甲虫のライフステージのさまざまなで機能的な分析を可能にする。私たちは、以前に分子生物学の手順11を含む当社の全体的な幼虫のRNAiプロトコルを報告している。現在のレポートでは、最高のビジュアル側近で説明されていたdsRNA注入手順を記述するに焦点を当てる。私たちは、提供する詳細なステップバイステップの注入手順だけでなく、良い面と悪い面の射出例。この視覚的なプロトコルは、これまでのプロトコルを補完するものであり、組み合わせたときに、彼らはTに幼虫のRNAi手順のより包括的なビューを提供コクヌスト 。さらに、当社は、RNAi、生理学的研究のためのRNAiベースのアッセイのアプリケーションの成功だけでなく、教育の実験室での幼虫のRNAiプロトコルの適用性に影響を与える可能性dsRNA分子のパラメータについて説明します。

<table><tbody><tr><td>Organic whole wheat flour&amp;nbsp;</td><td>Heartland Mill Inc. Kansas</td><td>G1</td><td></td></tr><tr><td>Brewer&amp;rsquo;s yeast</td><td>MP Biomedicals</td><td>2903312</td><td>Sift yeast with #35 stainless sieve before use. Wear protective mask and cover the sieve with plastic wrap, as the sifted yeast is a fine particle and respiratory hazardus.</td></tr><tr><td>6 oz plastic &lt;em&gt;Drosophila&lt;/em&gt; stock bottles</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-888</td><td></td></tr><tr><td>Sieve</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>04-881N</td><td>8 in. dia. x 2 in.D. Use #25 (Nominal opening 710 &amp;micro;m) for larvae, pupae, and adults.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Sieve</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>04 881 10P</td><td>8 in. diameter #35 (Nominal seive opening: 600 &amp;micro;m)&amp;nbsp; Stainless Steel Sieves, 8 in. dia. x 2 in.D. This sieve is ideal to remove clumps from yeast powder.</td></tr><tr><td>Sieve receiver</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>04-866B</td><td>8 in. diameter</td></tr><tr><td>1.5 Quart spouted sample pan&amp;nbsp;</td><td>Seedburo Equipment Co.</td><td>Model 33</td><td>collection pan</td></tr><tr><td>Incubator</td><td>BioCold Environmental Inc</td><td>BC26-IN</td><td>Keep it 30 &amp;deg;C with 70% humidity.</td></tr><tr><td>Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>S374500</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>S397-500</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>P217-500</td><td></td></tr><tr><td>Food dye&amp;nbsp;</td><td>Kroger</td><td></td><td>green, blue, or red preferable</td></tr><tr><td>Microscope glass slide&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>22-038-103</td><td></td></tr><tr><td>Tack-It Over&amp;amp;Over</td><td>Aleene&#039;s</td><td></td><td>Repositionable glue for sticky slides. Double sided tape can be used as an alternative, however, we found that the adhesiveness varies.</td></tr><tr><td>Plastic CD case</td><td>Amazon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Boroslilicate glass capillary</td><td>Sutter Instrument</td><td>BF100-50-15</td><td>O.D. 1 mm, I.D. 0.5 mm, 15 cm. Without filament</td></tr><tr><td>Needle puller</td><td>Sutter Instrument</td><td>P-87 or P-97&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Removable mounting putty&amp;nbsp;</td><td>Loctite Fun-Tak</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Compressed gas duster</td><td>OfficeMax</td><td>OM96091</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11231-30</td><td>Dumoxel #3 (to manipulate beetles)</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11252-20</td><td>INOX #5 (to break needle tips)</td></tr><tr><td>Ethyl ether, anhydrous&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>E138-500</td><td></td></tr><tr><td>Nylon mesh</td><td>Flystuff/Genessee Scientific</td><td>57-102</td><td>120 &amp;micro;m pore size/49% open area</td></tr><tr><td>Media bottle, 100 ml</td><td>VWR</td><td>89000-926</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td>SteREO Discovery V12. Injection microscope.</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Fisher/Zeiss</td><td>12-070-513&amp;nbsp;</td><td>Stemi2000. Use to break the needle and place larvae onto the sticky slide.</td></tr><tr><td>X-Y mechanical stage&amp;nbsp;</td><td>Zeiss</td><td>4354600000000000</td><td></td></tr><tr><td>X-Y mechanical stage&amp;nbsp;</td><td>Microscopenet.com</td><td>A512</td><td>Inexpensive alternative</td></tr><tr><td>Manipulator</td><td>Narishige</td><td>M-152</td><td></td></tr><tr><td>Magnetic stand</td><td>Narishige</td><td>GJ-1&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Glass capillary holder</td><td>Narishige</td><td>IM-H1&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>30 ml Disposable syringe</td><td>BD syringe</td><td>309650</td><td>BD Luer-Lok Tip</td></tr><tr><td>Four-way stopcock&amp;nbsp;</td><td>Cole-Parmer Instrument Co.</td><td>EW-30600-03</td><td>Stopcocks with Luer connections; 4-way; male slip</td></tr><tr><td>Art paint brush</td><td>Amazon</td><td>Art Advantage Oil and Acrylic Brush Set, 24-Piece</td><td>Any general paint brush will work.</td></tr></tbody></table>

larval rna interference in the red flour beetle, tribolium castaneum

コクヌストモドキ、 コクヌストは 、完全に注釈付きのゲノム配列、トランスポゾン遺伝子導入し、効果的なRNA干渉（RNAi）を含む、遺伝学的および発生研究のための実験的なツールのレパートリーを提供しています。これらの利点の中でも、RNAiをベースの遺伝子ノックダウン技術は、 コクヌスト研究の中核にある。T.コクヌストショー堅牢な全身RNAi応答は、単に甲虫の体腔内に二本鎖RNA（dsRNA）を注入することによって、任意のライフステージでのRNAiを実行することが可能となる。 本稿では、Tにおける当社の幼虫のRNAi技術の概要を説明しますコクヌスト 。プロトコルは、Tの適切な段階は、（i）単離を含み注射のためのコクヌスト幼虫 、噴射セット用（ii）の準備、および（iii）のdsRNA注入。幼虫RNAiは、機能喪失phenotypにすばやくアクセスを提供してくれ、シンプルでありながら強力なテクニックです複数の遺伝子ノックダウン表現型だけでなく、低形質の表現型のシリーズを含むES、。事実上すべてのT.以来コクヌスト組織は細胞外dsRNAの影響を受けやすい、幼虫のRNAi技術は、研究者は外部環境への生物の応答の遺伝的基礎を含む多様な文脈での多種多様な組織を研究することができます。また、この技術の単純さは、T.を作り、研究のより学生の関与を刺激教室の設定で使用するための理想的な遺伝システムをコクヌスト 。

成功した注射のための重要なステップの一つは、良好な針を作ることです。ステップ6で説明したように、針の先端が前T.を注入により破壊される必要があるコクヌスト 。良い及び悪い針の例としては、 図1に示されている。良い針は0.05mm程度の直径の開口（ 図1B）と、鋭利な硬い先端を有する。 図2は、成功した注射（ 図2Aおよび2B）だけでなく、失敗した注射剤（ 図2C-2F）のいくつかのケースを提示します。適切なサイズの注射針と、針の先端は、最小の抵抗（ 図2A）と幼虫のクチクラを貫通し、およびdsRNA溶液（緑色）は、任意の漏れ（ 図2B）ことなく幼虫に流れ込む。それも適切なサイズの注射針とのdsRNA溶液をオーバーフロー（ 図原因になりますように、過剰注入しないでください2C）。針の先端が薄すぎると、ニードルチップは、多くの場合（ 図2D）注射が困難で、幼虫のキューティクルと屈曲部を貫通することができない。この問題が発生した場合、トリミングニードルチップは、時には役立ちます。大きな針は幼虫のクチクラ（ 図2E）を貫通するいくつかの困難はあるものの、多くの場合、まだ使用可能である。しかしながら、dsRNAの溶液を大量に容易しばしばdsRNAの溶液（ 図2F）のオーバーフローを生じるとしても注射器にわずかな圧力で針から押し出される。 RNAiを行う場合は、観察された効果は、dsRNAの非特異的効果、又は引き起こされる損傷のような注射手順（の結果ではないことを確認するためにRNAiが正常に動作していることを評価するための陽性対照、および陰性対照を有することが重要である注射、またはエーテル麻酔からの異常）による。 EYFPを標的とするdsRNAの注射は、としての役割を果たすことができる良い陽性対照PU-11株 5,7を使用した場合。 EYFP dsRNAは、最後の幼虫に注入されると、将来の翼原基におけるEYFPシグナルの有意な減少が、早くも1日後噴射（ 図3A）として観察することができる。 EYFPのノックダウンは、dsRNAの濃度は1など（十分に高い場合蛹（ 図3C及び3D）を通って、カブトムシの一生持続する二日EYFPのdsRNA（ 図3B）を注入し、このノックダウンした後に完了したμgの/μl）を、非内因性遺伝子配列であり、形態学的または生理学的混乱（ 図3A〜3D）を引き起こすべきではない7。EYFP dsRNAは、陰性対照としても使用することができる。 私たちは、どのようにEFの別の例として、 痕跡（VG）のための幼虫RNAiの画像、クリティカル翼遺伝子12を提供したこの注射ベースのRNAi技術はTにあるfective コクヌスト 。 VGのためのdsRNAは最後から二番目の段階の幼虫（最後の幼虫期の前に1段目）に注入されると、翼構造体の完全な喪失は、蛹（ 図3Eおよび3F）で観察することができる。その結果、大人にも完全に翼構造（ 図3Gおよび3H）を欠いている。 VGのためのRNAiの結果は堅牢性とT.におけるRNAiの全身の両方の性質を例示しているコクヌスト 。 <img alt="図1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52059/52059fig1highres.jpg" width="500" /> 図1：切れ目のない良い、悪い針の（A）（B）としてはよく壊れた良い針の先端（C）が大きすぎると鈍いです壊れた針の先端（D）の先端。損紙の<html>薄すぎる、n個の針。スケールバー（赤色）は0.05ミリメートルである。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52059/52059fig1highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52059/52059fig2highres.jpg" width="500" /> 図2：（A）A、適切なサイズの注射針は、終齢幼虫に挿入された（B）幼虫が適切に緑色のdsRNA溶液を注入した（C）過剰注入による注入点でのdsRNA溶液のオーバーフロー（D ）幼虫クチクラに浸透することができない細い針を。（E）終齢幼虫に挿入された大規模な注射針。（F）幼虫は、オーバーフローおよびdsRNA液の漏れ、その結果、大規模な針で注入した。矢印は、針を示している。ove.com/files/ftp_upload/52059/52059fig2highres.jpg &quot;ターゲット=&quot; _ブランク」&gt;この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 <img alt="図3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52059/52059fig3highres.jpg" width="500" /> 図3：T.で成功したRNAiの例コクヌスト。（AD）EYFP 発現の減少におけるEYFPのdsRNA結果の最後の幼虫注入。から得られる（A）幼虫注射後1日である。（B）幼虫二日注射後。（C）コントロール蛹。（D）蛹幼虫EYFPのdsRNA注入。陰性対照は緩衝液インジェクション（A、B）およびDsRedの dsRNAの注入（C、D）である。矢頭および矢印は、EYFPの発現を示すか、それぞれ、翼原基と目にその欠如。（EH）ペンVGのための究極の幼虫のRNAi。（E）野生型蛹。（F）VGのRNAi蛹。翼構造の欠如は、蛹（矢印）。G）野生型の大人。（H）VGたRNAi成人ですでに表示されている。ウィング関連構造が完全に（矢印）が欠落している。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52059/52059fig3highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

Watch this Scientific Journal Video about Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum at JoVE.com

Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

RNA干渉（RNAi）は、遺伝子ノックダウン技術は、 コクヌスト研究の中核にあるベース。ここでは、 コクヌストにおける当社の幼虫のRNAi技術の概要を説明します。幼虫RNAiは、研究者が多様な文脈で遺伝子機能を研究することができ、機能喪失型の表現型への迅速なアクセスを提供する単純な、しかし強力な技術である。

レッドフラワービートル幼虫RNA干渉、<em&gt;コクヌストモドキ</em

The red flour beetle, Tribolium&#160;castaneum, offers a repertoire of experimental tools for genetic and developmental studies, including a fully ...

larval-rna-interference-in-the-red-flour-beetle-tribolium-castaneum

Research

JoVE Journal

Biology

Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

16.0K ビュー.  Miami University.  RNA干渉（RNAi）は、遺伝子ノックダウン技術は、 コクヌスト研究の中核にあるベース。ここでは、 コクヌストにおける当社の幼虫のRNAi技術の概要を説明します。幼虫RNAiは、研究者が多様な文脈で遺伝子機能を研究することができ、機能喪失型の表現型への迅速なアクセスを提供する単純な、しかし強力な技術である。 

ビデオ: Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Here, we present protocols for rearing an intermediate-germ beetle, Dermestes maculatus (D. maculatus) in the lab. We also share protocols for embryonic and parental RNAi and methods for analyzing embryonic phenotypes to study gene function in this species.

隠すビートルにノックダウン飼育し、二本鎖RNA媒介遺伝子、<em&gt; Dermestes maculatus</em

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative ...

遺伝学

RNA Interference in Ticks

Ticks are obligate hematophagous ectoparasites of wild and domestic animals and humans, and are considered to be second worldwide to mosquitoes as vectors of human diseases1 and the most important vectors affecting cattle industry worldwide2. Ticks are classified in the subclass Acari, order Parasitiformes, suborder Ixodida and are distributed worldwide from Arctic to tropical regions3. Despite efforts to control tick infestations, these ectoparasites remain a serious problem for human and animal health4,5.
RNA interference (RNAi)6 is a nucleic acid-based reverse genetic approach that involves disruption of gene expression in order to determine gene function or its effect on a metabolic pathway. Small interfering RNAs (siRNAs) are the effector molecules of the RNAi pathway that is initiated by double-stranded RNA (dsRNA) and results in a potent sequence-specific degradation of cytoplasmic mRNAs containing the same sequence as the dsRNA trigger7-9. Post-transcriptional gene silencing mechanisms initiated by dsRNA have been discovered in all eukaryotes studied thus far, and RNAi has been rapidly developed in a variety of organisms as a tool for functional genomics studies and other applications10.
RNAi has become the most widely used gene-silencing technique in ticks and other organisms where alternative approaches for genetic manipulation are not available or are unreliable5,11. The genetic characterization of ticks has been limited until the recent application of RNAi12,13. In the short time that RNAi has been available, it has proved to be a valuable tool for studying tick gene function, the characterization of the tick-pathogen interface and the screening and characterization of tick protective antigens14. Herein, a method for RNAi through injection of dsRNA into unfed ticks is described. It is likely that the knowledge gained from this experimental approach will contribute markedly to the understanding of basic biological systems and the development of vaccines to control tick infestations and prevent transmission of tick-borne pathogens15-19.

A method for RNA interference (RNAi) by injection of dsRNA into unfed ticks is described. RNAi is the most widely used gene-silencing technique in ticks where the use of other methods of genetic manipulation has been limited.

ダニのRNA干渉

Ticks are obligate hematophagous ectoparasites of wild and domestic animals and humans, and are considered to be second worldwide to mosquitoes as vectors ...

免疫・感染学

Double-stranded RNA Oral Delivery Methods to Induce RNA Interference in Phloem and Plant-sap-feeding Hemipteran Insects

Phloem and plant sap feeding insects invade the integrity of crops and fruits to retrieve nutrients, in the process damaging food crops. Hemipteran insects account for a number of economically substantial pests of plants that cause damage to crops by feeding on phloem sap. The brown marmorated stink bug (BMSB), Halyomorpha halys (Heteroptera: Pentatomidae) and the Asian citrus psyllid (ACP), Diaphorina citri Kuwayama (Hemiptera: Liviidae) are hemipteran insect pests introduced in North America, where they are an invasive agricultural pest of high-value specialty, row, and staple crops and citrus fruits, as well as a nuisance pest when they aggregate indoors. Insecticide resistance in many species has led to the development of alternate methods of pest management strategies. Double-stranded RNA (dsRNA)-mediated RNA interference (RNAi) is a gene silencing mechanism for functional genomic studies that has potential applications as a tool for the management of insect pests. Exogenously synthesized dsRNA or small interfering RNA (siRNA) can trigger highly efficient gene silencing through the degradation of endogenous RNA, which is homologous to that presented. Effective and environmental use of RNAi as molecular biopesticides for biocontrol of hemipteran insects requires the in vivo delivery of dsRNAs through feeding. Here we demonstrate methods for delivery of dsRNA to insects: loading of dsRNA into green beans by immersion, and absorbing of gene-specific dsRNA with oral delivery through ingestion. We have also outlined non-transgenic plant delivery approaches using foliar sprays, root drench, trunk injections as well as clay granules, all of which may be essential for sustained release of dsRNA. Efficient delivery by orally ingested dsRNA was confirmed as an effective dosage to induce a significant decrease in expression of targeted genes, such as juvenile hormone acid O-methyltransferase (JHAMT) and vitellogenin (Vg). These innovative methods represent strategies for delivery of dsRNA to use in crop protection and overcome environmental challenges for pest management.

This article demonstrates novel techniques developed for oral delivery of double-stranded RNA (dsRNA) through the vascular tissues of plants for RNA interference (RNAi) in phloem sap feeding insects.

篩部と半翅目昆虫の植物 sap 供給の RNA 干渉を誘発する二本鎖 RNA の経口配信方法

Phloem and plant sap feeding insects invade the integrity of crops and fruits to retrieve nutrients, in the process damaging food crops. Hemipteran ...

環境学

Light Sheet-based Fluorescence Microscopy of Living or Fixed and Stained Tribolium castaneum Embryos

The red flour beetle Tribolium castaneum has become an important insect model organism in developmental genetics and evolutionary developmental biology. The observation of Tribolium embryos with light sheet-based fluorescence microscopy has multiple advantages over conventional widefield and confocal fluorescence microscopy. Due to the unique properties of a light sheet-based microscope, three dimensional images of living specimens can be recorded with high signal-to-noise ratios and significantly reduced photo-bleaching as well as photo-toxicity along multiple directions over periods that last several days. With more than four years of methodological development and a continuous increase of data, the time seems appropriate to establish standard operating procedures for the usage of light sheet technology in the Tribolium community as well as in the insect community at large. This protocol describes three mounting techniques suitable for different purposes, presents two novel custom-made transgenic Tribolium lines appropriate for long-term live imaging, suggests five fluorescent dyes to label intracellular structures of fixed embryos and provides information on data post-processing for the timely evaluation of the recorded data. Representative results concentrate on long-term live imaging, optical sectioning and the observation of the same embryo along multiple directions. The respective datasets are provided as a downloadable resource. Finally, the protocol discusses quality controls for live imaging assays, current limitations and the applicability of the outlined procedures to other insect species.
This protocol is primarily intended for developmental biologists who seek imaging solutions that outperform standard laboratory equipment. It promotes the continuous attempt to close the gap between the technically orientated laboratories/communities, which develop and refine microscopy methodologically, and the life science laboratories/communities, which require 'plug-and-play' solutions to technical challenges. Furthermore, it supports an axiomatic approach that moves the biological questions into the center of attention.

Light Sheet-based Fluorescence Microscopy of Living or Fixed and Stained Tribolium castaneum Embryos

Imaging the morphogenesis of insect embryos with light sheet-based fluorescence microscopy has become state of the art. This protocol outlines and compares three mounting techniques appropriate for Tribolium castaneum embryos, introduces two novel custom-made transgenic lines well suited for live imaging, discusses essential quality controls and indicates current experimental limitations.

光シートベースの蛍光生活の顕微鏡または固定し、染色<em&gt;モドキTribolium castaneum</em&gt;胚

The red flour beetle Tribolium castaneum has become an important insect model organism in developmental genetics and evolutionary developmental biology. ...

発生生物学

RNA Interference in Aquatic Beetles as a Powerful Tool for Manipulating Gene Expression at Specific Developmental Time Points

RNA interference (RNAi) remains a powerful technique that allows for the targeted reduction of gene expression through mRNA degradation. This technique is applicable to a wide variety of organisms and is highly efficient in the species-rich order Coleoptera (beetles). Here, we summarize the necessary steps for developing this technique in a novel organism and illustrate its application to the different developmental stages of the aquatic diving beetle Thermonectus marmoratus. Target gene sequences can be obtained cost-effectively through the assembly of transcriptomes against a close relative with known genomics or de novo. Candidate gene cloning utilizes a specific cloning vector (the pCR4-TOPO plasmid), which allows the synthesis of double-stranded RNA (dsRNA) for any gene with the use of a single common primer. The synthesized dsRNA can be injected into either embryos for early developmental processes or larvae for later developmental processes. We then illustrate how RNAi can be injected into aquatic larvae using immobilization in agarose. To demonstrate the technique, we provide several examples of RNAi experiments, generating specific knockdowns with predicted phenotypes. Specifically, RNAi for the tanning gene laccase2 leads to cuticle lightening in both larvae and adults, and RNAi for the eye pigmentation gene white produces a lightening/lack of pigmentation in eye tubes. In addition, the knockdown of a key lens protein leads to larvae with optical deficiencies and a reduced ability to hunt prey. Combined, these results exemplify the power of RNAi as a tool for investigating both morphological patterning and behavioral traits in organisms with only transcriptomic databases.

RNA interference is a widely applicable, powerful technique for manipulating gene expression at specific developmental stages. Here, we describe the necessary steps for implementing this technique in the aquatic diving beetle Thermonectus marmoratus, from the acquisition of gene sequences to the knockdown of genes that affect structure or behavior.

特定の発生時における遺伝子発現を操作するための強力なツールとしての水生カブトムシのRNA干渉

RNA interference (RNAi) remains a powerful technique that allows for the targeted reduction of gene expression through mRNA degradation. This technique is ...

RNAi Interference by dsRNA Injection into Drosophila Embryos

Genetic screening is one of the most powerful methods available for gaining insights into complex biological process 1. Over the years many improvements and tools for genetic manipulation have become available in Drosophila 2. Soon after the initial discovery by Frie and Mello 3 that double stranded RNA can be used to knockdown the activity of individual genes in Caenorhabditis elegans, RNA interference (RNAi) was shown to provide a powerful reverse genetic approach to analyze gene functions in Drosophila organ development 4, 5.
Many organs, including lung, kidney, liver, and vascular system, are composed of branched tubular networks that transport vital fluids or gases 6, 7. The analysis of Drosophila tracheal formation provides an excellent model system to study the morphogenesis of other tubular organs 8. The Berkeley Drosophila genome project has revealed hundreds of genes that are expressed in the tracheal system. To study the molecular and cellular mechanism of tube formation, the challenge is to understand the roles of these genes in tracheal development. Here, we described a detailed method of dsRNA injection into Drosophila embryo to knockdown individual gene expression. We successfully knocked down endogenous dysfusion(dys) gene expression by dsRNA injection. Dys is a bHLH-PAS protein expressed in tracheal fusion cells, and it is required for tracheal branch fusion 9, 10. dys-RNAi completely eliminated dys expression and resulted in tracheal fusion defect. This relatively simple method provides a tool to identify genes requried for tissure and organ development in Drosophila.

RNAi Interference by dsRNA Injection into Drosophila Embryos

RNA interference has been proven very effective to analyze gene function in Drosophila tracheal development. A detailed protocol used by Jiang lab to inject dsRNA into fly embryos to knockdown gene expression is illustrated. This technique has the potential for screening genes required for tissue and organ development in Drosophila.

dsRNAをインジェクションによるRNAiの干渉にショウジョウバエ胚

Genetic screening is one of the most powerful methods available for gaining insights into complex biological process 1. Over the years many improvements ...

生物学

Using RNA-mediated Interference Feeding Strategy to Screen for Genes Involved in Body Size Regulation in the Nematode C. elegans

Double-strand RNA-mediated interference (RNAi) is an effective strategy to knock down target gene expression1-3. It has been applied to many model systems including plants, invertebrates and vertebrates. There are various methods to achieve RNAi in vivo4,5. For example, the target gene may be transformed into an RNAi vector, and then either permanently or transiently transformed into cell lines or primary cells to achieve gene knockdown effects; alternatively synthesized double-strand oligonucleotides from specific target genes (RNAi oligos) may be transiently transformed into cell lines or primary cells to silence target genes; or synthesized double-strand RNA molecules may be microinjected into an organism. Since the nematode C. elegans uses bacteria as a food source, feeding the animals with bacteria expressing double-strand RNA against target genes provides a viable strategy6. Here we present an RNAi feeding method to score body size phenotype. Body size in C. elegans is regulated primarily by the TGF- &beta; - like ligand DBL-1, so this assay is appropriate for identification of TGF-&beta; signaling components7. We used different strains including two RNAi hypersensitive strains to repeat the RNAi feeding experiments. Our results showed that rrf-3 strain gave us the best expected RNAi phenotype. The method is easy to perform, reproducible, and easily quantified. Furthermore, our protocol minimizes the use of specialized equipment, so it is suitable for smaller laboratories or those at predominantly undergraduate institutions.

Using RNA-mediated Interference Feeding Strategy to Screen for Genes Involved in Body Size Regulation in the Nematode C. elegans

We demonstrate how to use the RNAi feeding technique to knock down target genes and score body size phenotype in C. elegans. This method could be used for a large scale screen to identify potential genetic components of interest, such as those involved in body size regulation by DBL-1/TGF-&beta; signaling.

線虫における身体サイズ調節に関与する遺伝子をスクリーニングするための戦略を給餌RNA媒介干渉を用いた<em&gt; Cエレガンス</em

Double-strand RNA-mediated interference (RNAi) is an effective strategy to knock down target gene expression1-3. It has been applied to many model systems ...

Practical Use of RNA Interference: Oral Delivery of Double-stranded RNA in Liposome Carriers for Cockroaches

RNA interference (RNAi) has been widely applied for uncovering the biological functions of numerous genes, and has been envisaged as a pest control tool operating by disruption of essential gene expression. Although different methods, such as injection, feeding, and soaking, have been reported for successful delivery of double-stranded RNA (dsRNA), the efficiency of RNAi through oral delivery of dsRNA is highly variable among different insect groups. The German cockroach, Blattella germanica, is highly sensitive to the injection of dsRNA, as shown by many studies published previously. The present study describes a method to demonstrate that the dsRNA encapsulated with liposome carriers is sufficient to retard the degradation of dsRNA by midgut juice. Notably, the continuous feeding of dsRNA encapsulated by liposomes significantly reduces the tubulin expression in the midgut, and led to the death of cockroaches. In conclusion, the formulation and utilization of dsRNA lipoplexes, which protect dsRNA against nucleases, could be a practical use of RNAi for insect pest control in the future.

This manuscript demonstrates the depletion of gene expression in the midgut of the German cockroach through oral ingestion of double-stranded RNA encapsulated in liposomes.

RNA 干渉法の活用: ゴキブリのリポソーム キャリアで二本鎖 RNA の経口デリバリー

RNA interference (RNAi) has been widely applied for uncovering the biological functions of numerous genes, and has been envisaged as a pest control tool ...

遺伝子機能解析のための Trichogramma dendrolimi におけるRNAi技術の進歩

RNA Interference in the Egg Parasitoid, Trichogramma dendrolimi Matsumura

The egg parasitoids, Trichogramma spp, are recognized as efficient biological control agents against various lepidopteran pests in agriculture and forests. The immature stages of Trichogramma offspring develop within the host egg, exhibiting remarkable diminutiveness (approximately 0.5 mm in adult length). RNA-interference (RNAi) methodology has emerged as a crucial tool for elucidating gene functions in numerous organisms. However, manipulating RNAi in certain small parasitoid species, such as Trichogramma, has generally posed significant challenges. In this study, we present an efficient RNAi method in Trichogramma denrolimi. The outlined procedure encompasses the acquisition and isolation of individual T. dendrolimi specimens from host eggs, the design and synthesis of double-stranded RNA (dsRNA), the in vitro transplantation and cultivation of T. dendrolimi pupae, the micro-injection of dsRNA, and the subsequent assessment of target gene knockdown through RT-qPCR analysis. This study furnishes a comprehensive, visually detailed procedure for conducting RNAi experiments in T. dendrolimi, thereby enabling researchers to investigate the gene regulation in this species. Furthermore, this methodology is adaptable for RNAi studies or micro-injections in other Trichogramma species with minor adjustments, rendering it a valuable reference for conducting RNAi experiments in other endoparasitic species.

著者スポットライト: ボルバキア誘発性テリトコウス単為生殖とRNA干渉による遺伝的ツールキット開発の調査

The manipulation of RNA interference (RNAi) presents a formidable challenge in many parasitoid species with diminutive size, such as Trichogramma wasps. This study delineated an efficient RNAi method in Trichogramma denrolimi. The present methodology provides a robust model for investigating gene regulation in Trichogramma wasps.

レッドフラワービートル幼虫RNA干渉、

要約

さらに動画を探す

この動画の章

隠すビートルにノックダウン飼育し、二本鎖RNA媒介遺伝子、

ダニのRNA干渉

篩部と半翅目昆虫の植物 sap 供給の RNA 干渉を誘発する二本鎖 RNA の経口配信方法

光シートベースの蛍光生活の顕微鏡または固定し、染色

特定の発生時における遺伝子発現を操作するための強力なツールとしての水生カブトムシのRNA干渉

dsRNAをインジェクションによるRNAiの干渉にショウジョウバエ胚

線虫における身体サイズ調節に関与する遺伝子をスクリーニングするための戦略を給餌RNA媒介干渉を用いた

RNA 干渉法の活用: ゴキブリのリポソームキャリアで二本鎖 RNA の経口デリバリー

卵に寄生する Trichogramma dendrolimi Matsumura におけるRNA干渉

卵に寄生する Trichogramma dendrolimi Matsumura におけるRNA干渉

レッドフラワービートル幼虫RNA干渉、

要約

さらに動画を探す

この動画の章

隠すビートルにノックダウン飼育し、二本鎖RNA媒介遺伝子、

ダニのRNA干渉

篩部と半翅目昆虫の植物 sap 供給の RNA 干渉を誘発する二本鎖 RNA の経口配信方法

光シートベースの蛍光生活の顕微鏡または固定し、染色

特定の発生時における遺伝子発現を操作するための強力なツールとしての水生カブトムシのRNA干渉

dsRNAをインジェクションによるRNAiの干渉にショウジョウバエ胚

線虫における身体サイズ調節に関与する遺伝子をスクリーニングするための戦略を給餌RNA媒介干渉を用いた

RNA 干渉法の活用: ゴキブリのリポソーム キャリアで二本鎖 RNA の経口デリバリー

卵に寄生する Trichogramma dendrolimi Matsumura におけるRNA干渉

卵に寄生する Trichogramma dendrolimi Matsumura におけるRNA干渉

RNA 干渉法の活用: ゴキブリのリポソームキャリアで二本鎖 RNA の経口デリバリー