この作品は、財団・ド・フランス、研究所国立・デ・ラ・サンテエ・デ・ラ・RECHERCHEMédicale、ピエール＆マリー・キュリー大学とプログラムのINVESTISSEMENTSドールアベニール「ANR-10-IAIHU-06からの助成金によってサポートされていました。

すべての手順は、欧州連合（指令63分の2010 / EU）のガイドラインに沿って行われ、動物実験でのチャールズ・ダーウィン倫理委員会によって承認されました。我々は、しかし、ほとんどの手順は、すべての人の特定のニーズにマッチするように適合させることができ、ここで私たちは日常的に我々の研究室で使用する手順について説明します。 1.外科の準備注：すべての切開と圧力点を繰り返し局所麻酔薬（リドカインまたはブピバカイン）で浸透されるべきです。無菌製剤は、いくつかの修正が実施されるべき必要とされる場合、本手順は、端末です。 <ol><li>腹腔内（IP）注射を分離ローカル二つにペントバルビタールナトリウム（40mg / kg）およびケタミン（50mg / kg）でラットを麻酔。 </li><li>動物は全身麻酔下に行くと繰り返し麻酔の外科的平面が（つま先ピンチへの反応）が達成されていないことを確認してみましょう。 FEにラットを置きますedback加熱ブランケットとは、37°C​​の周囲のコア温度を維持するために、直腸プローブを挿入します。 </li><li>麻酔薬のその後の注入を容易にし、繰り返し針穿刺30で臓器を穿孔回避するために、腹腔内にカテーテルを配置します。 <ol><li>胃の右下または左象限内に位置する領域の上の領域 - 小（3ミリメートル〜2）の上に髪をクリップ。 注：脱毛クリームを使用することもできます。 </li><li>鋭いハサミやメスで皮膚上の3ミリメートル切開 - 2を行います。腹膜腔が観察されるまで鈍的切開を使用して、脂肪と筋肉層を除去。 </li><li>キャビティ内の小さなカテーテル2センチ、手術用接着剤で傷口を閉じます - 約1を挿入します。 注意：直径およびカテーテルの長さの合計が最小であるべきである（。 例えば 、2フランス語-内径0.043ミリメートルに相当）デッドボリュームを減らすために。ポリウレタンチューブが最も適しています。 </li><li>ループおよび縫合糸トンを作ります彼は、所定の位置に固定するために皮膚にカテーテル。 </li></ol></li><li>人工呼吸時の換気を制御するために気管チューブを取り付けます。 <ol><li>前のステップについては、関心領域の準備（1 - 右胸骨柄上記気管の上を2cm）、髪を除去し、皮膚を切開。 </li><li>脇唾液腺を移動し、静かに筋肉の最後の層を解剖することにより気管を露出させた後、脂肪と筋肉の最初の層を分析鈍いです。 </li><li>慎重に気管を介して組織を除去し、小さな鉗子を使用して、その下のスレッドをスライドさせます。スレッドと外科医の結び目を作るが、まだタイトません。 </li><li> 2軟骨環の間の気管の横方向を切開。気管内スワブの血液があれば。 </li><li>適切な直径の気管チューブを挿入し、安定したチューブを固定するために、スレッドの結び目を締めます。さらなる安定性のために、スレッドは、さらに、気管内チューブのより高い点で取り付けることができます。 </li><li> Sutur電子傷近いかは、外科用ステープルを使用しています。気管チューブを再利用することを意図している場合は、ここで手術用接着剤を避けてください。 </li></ol></li><li>定位フレームに動物をインストールして、慎重に次の生理的変数の監視：ECOG、のSpO 2、のEtCO 2、および内部温度（心電図、心電図を介して）心拍数を。麻酔や生理状態の適切な深さを保つためにこれらの変数を監視し、調整します。具体的には、ペントバルビタールナトリウムの小さい用量（10mg / kgの）必要に応じて麻酔を補います。 </li><li>乾燥を避けるために、両眼に眼軟膏を適用します。縦切開（約2センチ）作り、頭皮の上に髪をクリップし、メスまたはキューレットを使用して頭蓋骨を覆う結合組織を切除。 </li><li>歯科用ドリルで関心のある領域上に小さい（〜1.5ミリメートルの直径）開頭を行います。 注：ここでは、一次体性感覚野のバレルフィールドは（7対象としている - 耳線へ8ミリメートルの前方を、4.5-正中線31に対して横5.5ミリメートル）。熱を放散するために繰り返し洗浄します。 </li><li>優しく硬膜に小さな穴を作るために極細のピンセットを使用してください。 ECOG電極を配置する頭蓋穿孔内〜0.5ミリメートルの領域を確保（次のステップを参照）。永久に0.9％NaCl溶液（または人工脳脊髄液）との湿った皮質を保ちます。 </li><li>髄膜で覆われていない皮質領域を避け、硬膜上に低インピーダンス（〜60kΩの）銀電極（ECOG電極）を配置し、ヘッドの反対側の頭皮の筋肉に基準電極を配置します。 </li><li>この段階（最後のペントバルビタールナトリウム注射後30分）では、IPカテーテルを介してペントバルビタールナトリウム（10〜15ミリグラム/ kg /時）またはフェンタニル（3-6μgの/ kg /時）の反復注射によって麻酔を維持します。後者は非同期化、覚醒のような、皮質のプロファイルになります前者は遅い振動、睡眠のような、ECOGパターンになります。 </li><li>人工Vを調整します呼吸頻度および量は、ラットの自発呼吸（ - 115呼吸/分で32正常範囲70）と同様になるようentilationシステム。その後、気管チューブに機械的な換気を接続し、（両側の）適切な胸郭のインフレを確認します。そうでない場合、気管軸換気チューブの位置を調整します。必要に応じて、注射器または真空ポンプに接続されたカテーテルを用いて気管内に存在する分泌を吸います。 </li><li>全ての生理学的変数32-35とECOG 29,36のパターンが麻酔の安定した外科手術面を反映している場合、最初の注射のために、ラット、40mgの/キロを麻痺させる各脚にガラミンのtriethiodideの筋肉内注射を行い、その後は20mg / kgの、すべての2時間19,29,36,50。 </li></ol> 2.細胞内記録<ol><li> 〜0.2μmの先端を有するガラスマイクロピペット（シャープ微小電極を）引きなどの抵抗がbetwee範囲nは50と80MΩはかつて2​​ M酢酸カリウム（KAC）を充填しました。 </li><li> （ヘッドステージを介して）細胞内のアンプにピペット溶液を接続するには銀/塩化銀（銀/塩化銀）のワイヤを使用して特定のホルダーにピペットを置きます。ホルダーは、マイクロマニピュレータに接続する必要があります。ラットの首の筋肉にAg / AgCl参照電極を配置します。 </li><li>ゆっくりと関心領域まで脳内にピペットを挿入し、現在の段階に応じて電圧降下を監視することにより、その抵抗を確認。必要に応じてピペットをクリアする話題（またはザップ）アンプのボタンを使用します。 </li><li>脳の動きを低減するためにシリコーンエラストマーまたは4％アガロースでそれをカバーする前に（ECOGまたは細胞内の電極に触れないように注意してください）​​開頭術を乾燥させるために綿棒または合成吸収三角形を使用してください。 </li><li>セルに近づいたときに、その抵抗値が増加するまで、2ミクロンのステップ - 1でピペットを下げます。その後penetraにアンプの話題機能を使用ニューロンにTE。 </li></ol> 3.等電点電気泳動の状態を誘導します<ol><li>同時に、ニューロンの膜電位、ECOGおよび生理学的変数を監視しながら、この段階で（細胞内電流、電流-電圧の関係、感覚刺激応答を注入するための応答を発射など 、）適切な実験プロトコルを実行します。 </li><li>細胞内の電極は、記録セッション中膜電位と活動電位特性の両方の安定を分析することによって、細胞内で安定していることを確認してください。ない場合は、次のステップに進み、記録が安定するまで再び待つか、別のニューロンを検索しません。 </li><li>ペントバルビタールナトリウムの高いが赤外線致死量を注入IP回線を経由して（〜/ kgを90 mgのは、ペントバルビタール初期状態から35ミリグラム/キログラムなどとフェンタニル初期状態から155ミリグラム/キログラムまでと低くすることができます）。 注：15内 - 20分、細胞内およびECOG WAveformsは一過次第に完全な等電状態に崩壊するいわゆる「バースト抑制を「プロファイル37,38を 、到達するために断続的に電気無音でスローダウンする必要があります。しかしなSpO 2とのEtCO 2が比較的安定とどまるべきである-心拍数が大幅に（20％〜10で）遅くなることが期待されます。 </li><li>等電状態に達していない場合は、ペントバルビタールナトリウム（ステップ3.1投与量の約10％）の少量を注入。等電点電気泳動状態がまだ達成されていない場合はより多くの麻酔薬を追加する前に、15分待ってください。 </li><li>記録されたニューロンの統合的特性にネットワークダイナミクスの影響を比較するための実験プロトコルを繰り返します。 注：麻酔注射を中止した後、電気的な脳活動が完全に3〜4時間以内に回復する必要があります。 </li><li>実験の最後に、ペントバルビタールナトリウムの致死量を注入する（200ミリグラム/ kgのIP）にラットを安楽死させます。 </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

ここでは、ネットワークと細胞レベルの両方で生体内自発的な脳の電気的活動に抑制するための新しい方法を説明します。この手順は、等電昏睡41として知られている極端な脳の状態をもたらします。臨床的観点からは、そのようなelectrocerebral非アクティブは、EEG上で見ることができる最も深刻な異常です。これは、主にどちらか死んまたは遷延性植物状態42に?...

任意の環境刺激または行動作業の非存在下では、脳は、脳波（EEG）波として、頭皮の記録可能な電気活動の連続的なストリームを生成する「休止」。この内因性の脳活動の細胞内相関は、求心性のネットワーク1,2の継続的な活動を反映し、興奮性と抑制性シナプス電位の組み合わせで構成されている（また、「シナプスノイズ」として知られている）背景膜電圧の変動によって特徴付けられます。この自発的な活動は、警戒の異なる状態で周波数と振幅で変化します。単一ニューロンの興奮性と応答性にネットワーク活動の影響を解明することは神経科学3,4の主要な課題の一つです。 多くの実験と計算の研究では、統合propertie上の継続的なシナプス活性の機能的影響を検討していますニューロンの秒。しかし、背景シナプスノイズの影響を受け、異なる神経細胞のパラメータの役割は、とらえどころのないままになります。例えば、膜の脱分極の平均レベルは、正に5,6または負7-9活動電位を誘発する感覚入力の能力と相関が見出されました。また、いくつかの調査は他の人がいることを示し、求心性シナプス入力の連続的に変化する流れに起因する膜電位の変動は、強くその入出力関係3,10-13のゲインを調節することによって、単一ニューロンの応答性に影響を与えることを示唆しているのに対し、阻害シャントによって媒介される膜入力コンダクタンスの変化にかかわらず、膜変動14,15の大きさのニューロンの利得を調節するのに十分です。最後に、目を覚まし動物で行われた最近の研究では、単一ニューロンにおける感覚情報の処理が非常に警戒aの状態に依存してどのように強調しましたndは現在の行動の需要16,17。 高度に相互接続システム内の指定されたプロセスの機能的役割を解明する簡単な戦略は、その不在は、具体的にシステムの機能を変化させる方法を決定することです。この方法は、広く実験的病変または異なる脳領域18-21の不活性化、または特定のイオンチャネル22,23の薬理学的遮断を使用して、たとえば、神経科学の研究に用いられてきました。特に、機能的接続性とネットワークダイナミクスは、単一のセルの計算24-27にどのように影響するかを明らかにするために、in vivoで適用されています。しかし、今日まで、ニューロンの発火を阻止および/ ​​またはそれらの基本的な生物物理学的特性を摂動することを意図するものでローカル操作は部分的に有効であることができ、比較的小さな脳容積28に限定されています。 これらの制限を克服するために、我々は、新たなインビボ実験的アプローチを開発しました指定された脳の状態で記録された単一神経細胞の電気生理学的特性を比較するために、ラット、 すなわち、全脳のシナプス活動29の完全な抑制後に得られたものに、動的な特定のネットワークに埋め込 ​​まれました。制御条件において、二つの異なる皮質ダイナミクスを生成することができます。睡眠のようなelectrocorticographic（ECOG）のパターンは、ペントバルビタールナトリウムの適度な用量の注射によって誘発されました。また、覚醒状態（覚醒状パターン）を根底にある皮質の活動に匹敵する小振幅の高速ECOG波はフェンタニルの注入によって生成することができます。同じECOG細胞内記録を維持しながら、続いて、内因性の脳の電気的活動の完全なサイレンシングは、等電ECOGと細胞内活動によって特徴付けられる、ペントバルビタールナトリウムの高用量の全身注射によって得られました。このような極端な昏睡状態の誘導は、潜在的に致命的なconsequenを持っている可能性があるため生物学的機能上のCESは、生理学的変数の慎重かつ継続的な監視が不可欠でした。したがって、我々は細心の注意を払って実験を通じてハートビート周波数、呼気終末CO 2濃度（のEtCO 2）、O 2飽和度（SpO 2）およびラットの中心温度を追いました。 我々は、in vivoでの長期かつ安定した録音のために特に適している鋭い微小電極を使用して、これらの異なる状態の間に単一ニューロンの特性を評価します。ここで説明する手順は、他の電気生理学的およびイメージング手法と組み合わせることができ、他の動物モデルに拡張することができます。

<table><tbody><tr><td>Sodium Pentobarbital</td><td>Centravet</td><td>Pentobarbital</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine 500</td><td>Merial</td><td>Imalg&amp;egrave;ne 500</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl&amp;nbsp;</td><td>Janssen-Cilag</td><td>Fentanyl</td><td></td></tr><tr><td>Xylocaine</td><td>Centravet</td><td>Xylovet</td><td></td></tr><tr><td>Gallamine triethiodide</td><td>Sigma</td><td>G8134</td><td></td></tr><tr><td>ECoG amplifier</td><td>A-M Systems</td><td>AC amplifier, Model 1700</td><td></td></tr><tr><td>Intracellular amplifier</td><td>Molecular Devices</td><td>Axoclamp 900A</td><td></td></tr><tr><td>Data acquisition interface</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>CED power 1401-3&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Data analysis software</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>Spike2 version 7</td><td></td></tr><tr><td>micromanipulator</td><td>Scientifica</td><td>IVM-3000</td><td></td></tr><tr><td>Capillary Puller</td><td>Narishige</td><td>PE-2</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillaries</td><td>Harvard Apparatus</td><td>GC150F-10</td><td></td></tr><tr><td>Silver wire 0.125 mm (intracellular recording)</td><td>WPI</td><td>AGT0525</td><td></td></tr><tr><td>Ag-AgCl reference</td><td>Phymep</td><td>E242</td><td></td></tr><tr><td>Silver wire 0.25 mm (ECoG recording)</td><td>WPI</td><td>AGT1025</td><td></td></tr><tr><td>Artificial respiration system</td><td>Minerve</td><td>Alpha Lab</td><td></td></tr><tr><td>Physiological parameters monitoring</td><td>Digicare</td><td>LifeWindow Lite</td><td></td></tr><tr><td>Heating Blanket</td><td>Harvard Apparatus</td><td>507215</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>FST</td><td>15005-08</td><td></td></tr><tr><td>Forceps Dumont #5</td><td>FST</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Forceps Dumont #5SF</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>IP Polyurethane catheter - 0.43x0.69 mm&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Instech</td><td>BTPU-027</td><td></td></tr><tr><td>Silicon elastomere</td><td>WPI</td><td>KWIK-CAST</td><td></td></tr><tr><td>Dental drill</td><td>NSK</td><td>Y1001151 and P496</td><td></td></tr><tr><td>Surgical glue</td><td>3M</td><td>vetbond</td><td></td></tr></tbody></table>

induction of an isoelectric brain state to investigate the impact of endogenous synaptic activity on neuronal excitability in vivo

方法ニューロンのプロセス情報は、それらの固有の膜特性上および求心性シナプスのネットワークのダイナミクスの両方に依存します。特に、強い警戒の状態の関数として変化する内因的に生成されたネットワーク活動は、有意に神経の計算を調節します。自発的な脳のダイナミクスが単一ニューロン「統合的特性に与える影響を、異なる調査するために、我々は、ペントバルビタールナトリウムの高用量の全身注射によって、 生体内でのすべての脳の活性を抑制することからなるラットにおける新しい実験戦略を開発しました。継続的に組み合わせた皮質脳波（ECOG）と細胞内記録によって監視皮質の活動は、次第に安定した等電点電気泳動プロファイルにつながる、鈍化しています。深い昏睡状態にラットを入れ、この極端な脳の状態は、注意深く実験を通して動物の生理学的定数を測定することによってモニターしました。細胞内Recordingsは、私たちは、このような睡眠 - 覚醒サイクルに遭遇するなどの生理学的に関連する皮質ダイナミクス、中に埋め込まれた同じニューロンの統合的な性質を特徴づけると比較させ、脳は完全に沈黙していたとき。

等電脳の状態を誘導し、維持することは、インビボ実験手順で繊細です。直接神経細胞の興奮と伝達関数29に皮質ネットワーク活動の影響を研究するための強力なツールであることが証明されている。 図1は、ECOGと重要な定数を含むマルチパラメータモニタリングを示し、動物の生理的状態の（ 図1Aの前に等電状態の）?...

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Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

この手順では、等電脳の状態で、その結果、生理学的に関連する脳の状態の間、継続的な電気的活動の完全な廃止後に単一ニューロンからの長期的なin vivoでの細胞内記録を行います。動物の生理学的定数は慎重に人工的な昏睡状態への移行中に監視されています。

等電点電気泳動脳の状態の誘導は、神経細胞の興奮に内因性シナプス活性の影響を調査するために、<em&gt;インビボ</em

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

8.0K ビュー.  Inserm U1127. この手順では、等電脳の状態で、その結果、生理学的に関連する脳の状態の間、継続的な電気的活動の完全な廃止後に単一ニューロンからの長期的なin vivoでの細胞内記録を行います。動物の生理学的定数は慎重に人工的な昏睡状態への移行中に監視されています。 

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Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

同時電気生理学的記録およびげっ歯類の脳における阻害剤のマイクロ注射

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

神経科学

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

覚醒マウスにおける神経活性物質のMicroiontophoreticアプリケーションと組み合わせることで神経活動の細胞外記録

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

急性<em&gt;インビボ</em&gt;麻酔ラットにおけるHyperdirect経路からの局所場ポテンシャルとマルチユニット活性の電気生理学的記録

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

記録と電極アレイに結合された齧歯動物の脳スライスにおけるてんかん活動の変調

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Generation and On-Demand Initiation of Acute Ictal Activity in Rodent and Human Tissue

Controlling seizures remains a challenging issue for the medical community. To make progress, researchers need a way to extensively study seizure dynamics and investigate its underlying mechanisms. Acute seizure models are convenient, offer the ability to perform electrophysiological recordings, and can generate a large volume of electrographic seizure-like (ictal) events. The promising findings from acute seizure models can then be advanced to chronic epilepsy models and clinical trials. Thus, studying seizures in acute models that faithfully replicate the electrographic and dynamical signatures of a clinical seizure will be essential for making clinically relevant findings. Studying ictal events in acute seizure models prepared from human tissue is also important for making findings that are clinically relevant. The key focus in this paper is on the cortical 4-AP model due to its versatility in generating ictal events in both in vivo and in vitro studies, as well as in both mouse and human tissue. The methods in this paper will also describe an alternative method of seizure induction using the Zero-Mg2+ model and provide a detailed overview of the advantages and limitations of the epileptiform-like activity generated in the different acute seizure models. Moreover, by taking advantage of commercially available optogenetic mouse strains, a brief (30 ms) light pulse can be used to trigger an ictal event identical to those occurring spontaneously. Similarly, 30 - 100 ms puffs of neurotransmitters (Gamma-Amino Butyric Acid or glutamate) can be applied to the human tissue to trigger ictal events that are identical to those occurring spontaneously. The ability to trigger ictal events on-demand in acute seizure models offers the newfound ability to observe the exact sequence of events that underlie seizure initiation dynamics and efficiently evaluate potential anti-seizure therapies.

Acute seizure models are important for studying the mechanisms underlying epileptiform events. Furthermore, the ability to generate epileptiform events on-demand provides a highly efficient method to study the exact sequence of events underlying their initiation. Here, we describe the acute 4-aminopyridine cortical seizure models established in mouse and human tissue.

齧歯動物および人間のティッシュの急性発作活動の生成とオン ・ デマンド開始

Controlling seizures remains a challenging issue for the medical community. To make progress, researchers need a way to extensively study seizure dynamics ...

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional investigation of long-range connections requires targeted recordings of single neurons combined with the specific stimulation of identified distant inputs. This is often difficult to achieve with conventional and electrical stimulation techniques, because axons from converging upstream brain areas may intermingle in the target region. The stereotaxic targeting of a specific brain region for virus-mediated expression of light-sensitive ion channels allows selective stimulation of axons originating from that region with light. Intracerebral stereotaxic injections can be used in well-delimited structures, such as the anterior thalamic nuclei, in addition to other subcortical or cortical areas throughout the brain.
Described here is a set of techniques for precise stereotaxic injection of viral vectors expressing channelrhodopsin in the mouse brain, followed by photostimulation of axon terminals in the brain slice preparation. These protocols are simple and widely applicable. In combination with whole-cell patch clamp recording from a postsynaptically connected neuron, photostimulation of axons allows the detection of functional synaptic connections, pharmacological characterization, and evaluation of their strength. In addition, biocytin filling of the recorded neuron can be used for post-hoc morphological identification of the postsynaptic neuron.

This protocol describes a set of methods to identify the cell-type specific functional connectivity of long-range inputs from distant brain regions using optogenetic stimulations in ex vivo brain slices.

マウス脳スライスにおける長距離入力の光遺伝学的刺激のための生体内脳内立体注射

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional ...

Ex Vivo Optogenetic Interrogation of Long-Range Synaptic Transmission and Plasticity from Medial Prefrontal Cortex to Lateral Entorhinal Cortex

Studying the physiological properties of specific synapses in the brain, and how they undergo plastic changes, is a key challenge in modern neuroscience. Traditional in vitro electrophysiological techniques use electrical stimulation to evoke synaptic transmission. A major drawback of this method is its nonspecific nature; all axons in the region of the stimulating electrode will be activated, making it difficult to attribute an effect to a particular afferent connection. This issue can be overcome by replacing electrical stimulation with optogenetic-based stimulation. We describe a method for combining optogenetics with in vitro patch-clamp recordings. This is a powerful tool for the study of both basal synaptic transmission and synaptic plasticity of precise anatomically defined synaptic connections and is applicable to almost any pathway in the brain. Here, we describe the preparation and handling of a viral vector encoding channelrhodopsin protein for surgical injection into a pre-synaptic region of interest (medial prefrontal cortex) in the rodent brain and making of acute slices of downstream target regions (lateral entorhinal cortex). A detailed procedure for combining patch-clamp recordings with synaptic activation by light stimulation to study short- and long-term synaptic plasticity is also presented. We discuss examples of experiments that achieve pathway- and cell-specificity by combining optogenetics and Cre-dependent cell labeling. Finally, histological confirmation of the pre-synaptic region of interest is described along with biocytin labeling of the post-synaptic cell, to allow further identification of the precise location and cell type.

Ex Vivo Optogenetic Interrogation of Long-Range Synaptic Transmission and Plasticity from Medial Prefrontal Cortex to Lateral Entorhinal Cortex

Here we present a protocol describing viral transduction of discrete brain regions with optogenetic constructs to permit synapse-specific electrophysiological characterization in acute rodent brain slices.

エクスビボ 内側前頭前野から外側嗅内皮質への長距離シナプス伝達と可塑性の光遺伝学的調べ

Studying the physiological properties of specific synapses in the brain, and how they undergo plastic changes, is a key challenge in modern neuroscience. ...

脳血流と電場のマッピング:マウスにおける電極配置

Placement of Extracranial Stimulating Electrodes and Measurement of Cerebral Blood Flow and Intracranial Electrical Fields in Anesthetized Mice

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and variations in the substrate supply to the brain. This paper describes a protocol for measuring CBF responses to transcranial alternating current stimulation (tACS). Dose-response curves are estimated both from the CBF change occurring with tACS (mA) and from the intracranial electric field (mV/mm). We estimate the intracranial electrical field based on the different amplitudes measured by glass microelectrodes within each side of the brain. In this paper, we describe the experimental setup, which involves using either bilateral laser Doppler (LD) probes or laser speckle imaging (LSI) to measure the CBF; as a result, this setup requires anesthesia for the electrode placement and stability. We present a correlation between the CBF response and the current as a function of age, showing a significantly larger response at higher currents (1.5 mA and 2.0 mA) in young control animals (12-14 weeks) compared to older animals (28-32 weeks) (p &lt; 0.005 difference). We also demonstrate a significant CBF response at electrical field strengths &lt;5 mV/mm, which is an important consideration for eventual human studies. These CBF responses are also strongly influenced by the use of anesthesia compared to awake animals, the respiration control (i.e., intubated vs. spontaneous breathing), systemic factors (i.e., CO2), and local conduction within the blood vessels, which is mediated by pericytes and endothelial cells. Likewise, more detailed imaging/recording techniques may limit the field size from the entire brain to only a small region. We describe the use of extracranial electrodes for applying tACS stimulation, including both homemade and commercial electrode designs for rodents, the concurrent measurement of the CBF and intracranial electrical field using bilateral glass DC recording electrodes, and the imaging approaches. We are currently applying these techniques to implement a closed-loop format for augmenting the CBF in animal models of Alzheimer's disease and stroke.

著者スポットライト:アルツハイマー病モデルにおける脳血流を改善するための刺激ベースのアプローチ 

We describe a protocol for assessing dose-response curves for extracranial stimulation in terms of brain electrical field measurements and a relevant biomarker-cerebral blood flow. Since this protocol involves invasive electrode placement into the brain, general anesthesia is needed, with spontaneous breathing preferred rather than controlled respirations.

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and ...

等電点電気泳動脳の状態の誘導は、神経細胞の興奮に内因性シナプス活性の影響を調査するために、

要約

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同時電気生理学的記録およびげっ歯類の脳における阻害剤のマイクロ注射

覚醒マウスにおける神経活性物質のMicroiontophoreticアプリケーションと組み合わせることで神経活動の細胞外記録

急性

記録と電極アレイに結合された齧歯動物の脳スライスにおけるてんかん活動の変調

齧歯動物および人間のティッシュの急性発作活動の生成とオン・デマンド開始

マウス脳スライスにおける長距離入力の光遺伝学的刺激のための生体内脳内立体注射

エクスビボ内側前頭前野から外側嗅内皮質への長距離シナプス伝達と可塑性の光遺伝学的調べ

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

等電点電気泳動脳の状態の誘導は、神経細胞の興奮に内因性シナプス活性の影響を調査するために、

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同時電気生理学的記録およびげっ歯類の脳における阻害剤のマイクロ注射

覚醒マウスにおける神経活性物質のMicroiontophoreticアプリケーションと組み合わせることで神経活動の細胞外記録

急性

記録と電極アレイに結合された齧歯動物の脳スライスにおけるてんかん活動の変調

齧歯動物および人間のティッシュの急性発作活動の生成とオン ・ デマンド開始

マウス脳スライスにおける長距離入力の光遺伝学的刺激のための生体内脳内立体注射

エクスビボ 内側前頭前野から外側嗅内皮質への長距離シナプス伝達と可塑性の光遺伝学的調べ

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

齧歯動物および人間のティッシュの急性発作活動の生成とオン・デマンド開始

エクスビボ内側前頭前野から外側嗅内皮質への長距離シナプス伝達と可塑性の光遺伝学的調べ