This work was supported by core facilities of the Center for Translational Neuroscience supported by NIH award P20 GM103425 and P30 GM110702 to Dr. Garcia-Rill. This work was also supported by grants from FONCYT-Agencia Nacional de Promoci&#242;n Cient&#236;fica y Tecnol&#242;gica; BID 1728 OC.AR. PICT-2012-1769 and UBACYT 2014-2017 #20120130101305BA (to Dr. Urbano).

全ての実験プロトコルは、アーカンソー医科大学の施設内動物管理使用委員会（プロトコル番号＃3593）によって承認され、実験動物の管理と使用のための国立衛生研究所のガイドラインと一致したしました。 標準人工脳脊髄液（aCSFの）の調製<ol><li> 原液Aの調製 <ol><li>化学物質を添加する前に、きれいな1リットルのビーカーに蒸留水700ミリリットルを追加します。 </li><li>連続して500ミリリットルの容量を攪拌しながら、塩化ナトリウムの136.75グラム、塩化カリウムの6.99グラム、 硫酸マグネシウムの2.89グラム、およびのNaH 2 PO 4の2.83グラムを追加します。 </li><li>希釈した後、1リットルの最終体積に到達するより多くの蒸留水を追加し、各化合物の最終濃度は、117 mMの塩化ナトリウム、4.69ミリモルのKCl、1.2mMのMgSO 4を、および1.18ミリモルのNaH 2 PO 4です。 </li><li> 2週間まで4℃で冷蔵して保管する。 </li></ol></li><li> ストック溶液Bの調製 <ol><li>化学物質を追加する前にクリーン1Lビーカーに蒸留水700ミリリットルを追加します。 </li><li>連続して500ミリリットルの容量を攪拌しながら、D-グルコースおよびNaHCO 3の41.84グラムの41.45グラムを追加します。 </li><li>希釈した後、1リットルの最終体積に到達するために多くの蒸留水を追加し、各化合物の最終濃度は11.5 mMのD-グルコース、および24.9 mMの炭酸水素ナトリウムです。 </li><li> 2週間まで4℃で冷蔵して保管する。 </li><li> 50ミリリットルストックBと株式Aの各実験ミックス50ミリリットルの前に、最終濃度aCSFの溶液を得、継続的にカルボゲンでそれを酸素化しながら、室温で残すように蒸留水で1 Lにもたらす（95％O 2から5パーセント CO 2ミックス）少なくとも30分間。のみ各実験の開始時に最終濃度aCSFのを準備し、一日の終わりに捨てます。 </li></ol></li></ol>スクロース、人工脳脊髄液の調製（スクロース-aCSFの） <ol><li> ストック溶液 C の調製 <ol><li>化学物質を添加する前に、きれいな1リットルのビーカーに蒸留水700ミリリットルを追加します。 </li><li>連続蒸留水500mlを攪拌しながら、ショ糖の240グラム、 炭酸水素ナトリウムの6.55グラム、塩化カリウムの0.671グラム、MgCl 2を4.88グラム、 塩化カルシウムの0.22グラムとアスコルビン酸の0.21グラムを追加します。 </li><li>希釈した後、1リットルの最終体積に到達するより多くの蒸留水を追加し、各化合物の最終濃度は701.1 mMのスクロースであり、78ミリモルのNaHCO 3、9ミリモルのKCl、24ミリモルのMgCl 2、1.5mMのCaCl 2を1.2 mMのアスコルビン酸。 </li><li> 1週間まで4℃でストック溶液Cを保管してください。 </li><li>各実験ミックス前に連続的にカルボゲン（95％O 2 - 5％CO 2混合物）を用いてそれを酸素化しながら、最終濃度スクロースaCSFの溶液を得、室温で残すように蒸留水600mlでストックCを50mlを300ml少なくとも30分間。 </li></oL&gt; </li></ol> 3.スライスの準備<ol><li>カルボゲンでそれを酸素化しながら、氷で100ミリリットルスクロースaCSFの溶液できれいなビーカーを置き、0.1 M NaOH溶液数滴を加えながらpHメーターを用いて7.4にpH値を固定する（ときのpH &lt;7.4）または0.1 M HCl溶液（ pHが&gt; 7.4）。 </li><li>ショ糖aCSFのでビブラトームのカッティング室を埋めると、それに酸素。カッティングチャンバに結合されたグリセロールベースの​​冷凍システムの電源をオンにし、それが0に冷却できるようにするために15分を待つ - 4°C。 </li><li> （; &lt;50μlの最終容量を使用して、70 mgの/ kg、 腹腔内）ケタミンと（大人時限妊娠Sprague-Dawleyラットから12に9歳）仔ラットを麻酔。テールピンチ反射が存在しないことを子犬が穏やかで、ダブルチェック。 </li><li>子犬を首を切ります。 <ol><li>炭素鋼メスの刃を使用して、前から後ろに縦方向に頭部の皮をカットし、鉗子を使用して、側面に皮膚を引っ張ります。皮下に移動脳を覆っている骨をカット横方向にissorsと完全に脳を露出するために、それを削除します。 </li><li>その後、急速に（最初は静かに最も尾側の領域に向かって最も吻側から脳を押し出すために、嗅球下に置かれた）スパチュラを用いて脳を削除します。静かに氷冷した酸素スクロース人工脳脊髄液（ショ糖aCSFの）に脳を押してください。 </li></ol></li><li> （半球の約3分の1を除去すること）右半球上の矢状カットを行い、磁気含む矢状400μmのセクションをカットするvibroslicerの切断室に固定される金属製のディスクに脳のトリミングされた側を接着脚橋核（PPN）。全細胞パッチクランプ記録に先立って室温で45分間PPNスライスにしてください。 </li></ol> PPNスライス4.録音ガンマ帯振動<ol><li> カリウム、グルコン酸細胞内液の調製（高K +溶液） <ol><li>挟み込みます氷10ミリリットルの蒸留水できれいなビーカー。連続して撹拌しながら追加：K + -gluconate、90.68 mgのクレアチンリン酸ジトリス塩、47.66ミリグラムのHEPES、1.5ミリグラムのEGTA、40.58ミリグラムのMg 2+ -ATP、および4 mgののNa + 2 -GTPを。 </li><li> KOH（蒸留水中の100mM）でpHを7.3に調整します。 20 mLの最終体積に達するように蒸留水を加えます。 290 mOsmで - 必要な場合は、280であることが、スクロース（蒸留水中の100mM）との浸透圧を調整します。希釈した後、各化合物の最終濃度は、124 mMのK + -gluconate、10mMのクレアチンリン酸ジトリス塩、10mMのHEPES、0.2mMのEGTA、4mMののMg 2+ -ATP、および0.3mMのナトリウム+ 2 -GTPあります。 </li><li>一定分量の細胞内液1ミリリットル試験管内および-20℃で凍結します。一日あたりの1つのアリコートを使用し、実験中に4℃で維持。 </li></ol></li><li> 全細胞パッチクランプ記録 <ol><li>浸漬室にスライスを配置し、酸素とのそれら（1.5ミリリットル/分）を灌流（95％O 2 - CO 2 5％）以下の受容体アンタゴニストを含有するaCSFの：選択的NMDA受容体アンタゴニスト2-アミノ-5-ホスホノ吉草酸（APV、40μM）を、競合的AMPA /カイニン酸グルタミン酸受容体アンタゴニスト、6-シアノ-7- nitroquinoxaline -2,3-ジオン（CNQX、10μM）、グリシン受容体アンタゴニストストリキニーネ（STR、10μM）、特定のGABA受容体アンタゴニストgabazine（GBZ、10μM）、およびナトリウムチャネルブロッカーテトロドトキシン（TTX、3μM） 注：結果と図では、これらのアンタゴニストをまとめてシナプスのブロッカーまたはSBSと呼ばれています。 </li><li>市販のパッチピペットフィラーを使用して、細胞内の高K +溶液で、（1.0ミリメートル外径0.6ミリメートル、内径の定期的な、市販の肉厚ホウケイ酸ガラスキャピラリーから作られた抵抗2-7MΩ）記録パッチピペットを埋めますソリューションフィルター。そのアンプのホルダーにピペットを挿入します。小さなPOSを適用します三方弁に接続されたシリコンチューブを用いたピペットホルダーに接続された1mlシリンジを用いitive圧力。パッチクランプアンプにピペットホルダーの背面に接続します。 </li><li>近赤外微分干渉コントラスト光学系に合わせた4Xの対物レンズを使用してPPN核の近くに機械的なマイクロマニピュレーターを用いた記録ピペットを移動します。 注：（;軸索の厚い束として観察可能なSCP）PPN核は、上小脳脚にスライスの背側で観察することができます。記録ピペットは、PPN内に配置された直後に花柄の後端に背側に配置されて緻密に 、 扁平部 。 </li><li> 40X水浸レンズを用いて可視化しながら、PPNニューロンと接触して記録ピペットを持参し、急速に細胞とのシールを形成するために、負の吸引を適用します。 </li><li>製造業者のプロトコルを使用して負の吸引時にピペット抵抗を監視するために電圧クランプシールソフトウェアを使用してください。 <ol><li>ときに負のuctionが徐々に増加し、ピペットの先端のパッチクランプモニタによって読み出した抵抗値が80に達する - 急速mVの-50負圧を解放する保持電位を変更する、100オームです。ニューロンの膜を破裂し、電気的アクセスが全細胞構成で達成されるまで負の吸引を適用する継続的に起動します。 </li><li>電圧クランプシールソフトウェアによって測定さアクセス抵抗値が10オーム以上であれば、少量で負の吸引を適用し続けます。 </li></ol></li><li>静電容量を補償する電圧クランプモードおよび直列抵抗（ すなわち 、低速および高速過渡現象は、細胞の膜を破壊した後に観察されました）。ブリッジ値を補償急速に電流クランプに録音モードを切り替えて、（ 例えば 、アンプのつまみを移動したり、computer&#39;sマウスを使用して自動補正]メニューをクリックしてください）。 <ol><li>連続uと記録されているPPNニューロンの静止膜電位監視製造業者のプロトコルを歌います。脱分極または過分極の値に向かって膜電位のシフトを休んであれば、最適な-50 mVの最終値を維持するために直流電流（最大100 PA）の少量を使用します。 注：-48 mVでの安定した静止膜電位（RMP）以上の過分極（ すなわち 、RMP &lt;-48 mVの）でのみPPNニューロンを保管してください。 </li></ol></li></ol></li></ol>

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J., Garcia-Rill, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-threshold+Ca2++channels+behind+gamma+band+activity+in+the+pedunculopontine+nucleus+(PPN).">High-threshold Ca2+ channels behind gamma band activity in the pedunculopontine nucleus (PPN).</a> Physiol. Rep. 3 (6), e12431 (2015).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

PPNニューロンは、彼らが目を覚ましやレム睡眠時ではなく、徐波睡眠2,3,5,13-17中にある動物からのin vivoでの録音中にベータ/ガンマ帯域周波数での活動電位を発射することを可能にする固有の特性を持っています。他の著者は、PPNよりも前方のレベルで脳幹離断は、EEG記録時の​​ガンマ周波数を低下させることが示されたています。しかし、脳幹病変は、この核が配置されている場所に後方とき、PPNの直接刺激は、EEG 2,3,5,18-21に皮質のガンマ活性発現を可能にしました。 24を locomotingときガンマバンド神経活動は、霊長類でPPN領域に、 生体内 3 で猫に、（PPNが23を投影た）ラットREM睡眠誘導領域に、マウスPPN インビトロ 22で報告されており、 25ステッピング中のヒトでのPPNの地域インチつまり、ガンマバンド活動の私のための十分な証拠がありますnは種を超えPPN。 ここに詳述この実験プロトコルは、すべてのラットPPN細胞型10に存在するγ振動の記述を可能にしました。実際に（PPNの周りの細胞がそのプロパティを共有していない間）、ガンマ振動の根底にある本質的なメカニズムは、すべてのPPNニューロンに存在するように説明したが、関係なく、以前の中古の分類やシナプス伝達物質の種類の：タイプI、II、またはIII、または送信タイプ、コリン作動性、グルタミン酸やGABA作動性は、プロパティ10を生成する同じガンマ帯域を共有します。現在のランプの使用は、実験を通して静止膜電位の連続的な監視、及び永久ブリッジ補償を必要とする制限があります。ランプ持続時間5秒以上が実験中に補償されないままである膜抵抗の変化をもたらしながら、いくつかの場合において、1秒よりも短いランプはなく完全に電位依存性カルシウムチャネルを活性化が観察されました。ケースでは、nランプ期間中のOガンマ振動が観測された、小さな調整はガンマ帯振動振幅を高めることができます。 我々はPPN細胞（〜50％）のN-およびP / Q型を遮断する重要な割合でいることを説明した特定の毒素を備えた電流ランプを脱分極組み合わせるチャンネルのカルシウムチャネルが減少ガンマ振動（ω-CgTxとω-アガの両方を使用して）私たちはP / Q-及びN型細胞として分類することを可能にする振幅。他の細胞（20％）においては、ガンマ振動はこれらの細胞のみがP / Q型チャネルを発現したことを示唆し、ω-アガによって影響を受けました。細胞（30％）の残りの部分にのみω-CgTxこれらPPNニューロンのみがN型チャネルを有し示唆する、それらをブロックしました。これらの結果は、異なる電位依存性カルシウムチャネル26,27の発現を介してガンマ帯振動を発揮PPNにおける細胞の存在を確認しました。この新しいプロトコルは、新しいPPNセル標準の導入を可能にした重要なツールと考えることができますフィールドに電子分類。実際には、それだけ覚醒時N型のみPPNニューロンがREM睡眠（「REMオン」）、P / Q型中にのみ発射することが示唆されている（「ウェイク・オン」）、またはN型+ P / Q型覚醒とREM睡眠（「ウェイク/ REMオン」）26,27の両方の間。さらに、このプロトコルは、他の脳領域での振動活動を記述するために、それらをトリガする固有の特性を実証するために、将来の実験で使用されるかもしれません。

PPN核は解剖学的に尾側中脳被蓋に含まれています。 PPNは、RAS 1の主要コンポーネントです。 PPNは、行動活性化された状態（ すなわち 、覚醒、レム睡眠）2のメンテナンスに参加しています。ラットにおける二国間PPN病変が減少またはレム睡眠4を排除しながら、皮質脳波3に- （40 Hzの20）in vivoでの PPNの電気刺激は、高速発振を誘発しました。 PPNニューロンの大部分はベータ/ガンマ帯域周波数での活動電位発火しながら（20から80 Hz）を、いくつかのニューロンが自然発火の低金利を提示した（&lt;10 Hz）で5。また、PPNは、そのような動機と注意6のような行動の他の側面に関与しているようです。直接高周波（40から60 Hz）で、除脳動物でのPPN核の7電気刺激は、運動を促進することができます。近年、脳深部刺激（DBS）は、PPNのあちこちに罹患している患者を治療するために使用されていますパーキンソン病（PD）8と歩行障害を伴うM障害。 以前の報告は、方形波電流パルス9を使用して脱分極時にほぼすべてのPPNニューロンは、ガンマ帯域周波数での活動電位を発射することができることを実証しました。そのためmVのまでまたは-25下の矩形パルス脱分極時の電位依存性カリウムチャネルの急激な活性化。その結果、何の堅牢なガンマ振動はテトロドトキシン10を使用して、活動電位の生成を阻止した後に観察されませんでした。このような問題を回避するための努力では、1 - 長い現在のランプを脱分極2秒を使用しました。部分的に電位依存性カリウムチャネルを不活性化しながら、ランプは徐々に、0 mVの最大値を休んでから、膜電位を脱分極しました。透明なガンマ帯膜振動が10（-25 mVのと-0 mVの間、 すなわち、）高閾値カルシウムチャネルの電圧依存性ウィンドウ内に明らかでした。結論として、ガンマバンドactivityがPPNニューロン9において観察され、両方のPは/ Q-とN型電位依存性カルシウムチャネルは、PPN 10ガンマ帯の振動を生成するために活性化される必要があります。 一連の研究は、PPNニューロンにおける高閾値カルシウムチャネルの位置を決定しました。染料の組合せを注入し、 レシオメトリック蛍光イメージングは、現在のランプ11を使用して脱分極時に別の樹状突起で活性化された電位依存性カルシウムチャネルを介してカルシウム過渡応答を示しました。 PPNニューロンの固有の特性は、このようにRASと視床皮質ループ間に高周波振動神経活動を誘導し、覚醒およびレム睡眠中に、これらの細胞の同時活性化を可能にするために提案されています。このような長期に及ぶ相互作用を確実に継続的12上で私たちの周りの世界を評価することのできる脳の状態をサポートするために考えられています。ここでは、実験を記述する必要アル条件が生成し、in vitroで PPN細胞におけるガンマ帯発振を維持します。このプロトコルは、以前に記載されておらず、他の脳領域でガンマバンド活性を媒介する固有の膜特性を研究するグループの数を助けます。また、現在のステップは、ガンマバンド活動がこれらの細胞内で生成することができないという誤った結論につながる可能性があります。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1663">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:619px;">Sucrose</td>
			<td style="width:335px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:307px;">S8501</td>
			<td style="width:405px;">C12H22O11, molecular weight = 342.30</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Sodium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6014</td>
			<td>NaHCO3, molecular weight = 84.01</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Potassium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3911</td>
			<td>KCl, molecular weight = 74.55</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Magnesium Chloride Hexahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M9272</td>
			<td>MgCl2 &#183; 6H2O, molecular weight =&#160; 203.30</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Calcium Chloride Dihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C3881</td>
			<td>CaCl2 &#183; 2H2O, molecular weight =147.02</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">D-(+)-Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G5767</td>
			<td>C6H12O6, molecular weight = 180.16</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">L-Ascorbic Acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A5960</td>
			<td>C6H8O6, molecular weight =176.12</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Sodium Chloride</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>327300025</td>
			<td>NaCl, molecular weight =&#160; 58.44</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Potassium Gluconate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G4500</td>
			<td>C6H11KO7, molecular weight =&#160; 234.25</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Phosphocreatine di(tris) salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P1937</td>
			<td>C4H10N3O5P &#183; 2C4H11NO3, molecular weight =&#160; 453.38</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375</td>
			<td>C8H18N2O4S, molecular weight = 238.30</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">EGTA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E0396</td>
			<td>[-CH2OCH2CH2N(CH2CO2H)2]2, molecular weight = 380.40</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Adenosine 5&#39;-triphosphate magnesium salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9187</td>
			<td>&#160;C10H16N5O13P3 &#183; xMg2+, molecular weight = 507.18</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Guanosine 5&#39;-triphosphate sodium salt hydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G8877</td>
			<td>C10H16N5O14P3 &#183; xNa+, molecular weight = 523.18</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Tetrodotoxin citrate</td>
			<td>Alomone Labs</td>
			<td>T-550</td>
			<td>C11H17N3O8, molecular weight = 319.27</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">&#160;DL-2-Amino-5-Phosphonovaleric Acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A5282</td>
			<td>&#160;C5H12NO5P, molecular weight = 197.13</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">CNQX disodium salt hydrate&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C239</td>
			<td>C9H2N4Na2O4 &#183; xH2O, molecular weight = 276.12</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Strychnine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S0532</td>
			<td>C21H22N2O2, molecular weight = 334.41</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Mecamylamine hydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M9020</td>
			<td>&#160;C11H21N &#183; HCl, molecular weight = 203.75</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Gabazine (SR-95531)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S106</td>
			<td>C15H18BrN3O3, molecular weight = 368.23</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>67457-001-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Eclipse E600FN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>ROE-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>MPC-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Amplifier</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>Multiclamp 700B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">A/D converter</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>Digidata 1440A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Heater</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>TC-324B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Pump</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>Masterflex L/S 7519-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Pump cartridge</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>Masterflex 7519-85</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Pipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Camera</td>
			<td>Q-Imaging</td>
			<td>RET-200R-F-M-12-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Vibratome</td>
			<td>Leica Biosystems</td>
			<td>&#160;Leica VT1200 S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="33">
			<td height="33" style="height:33px;">Refrigeration system</td>
			<td>Vibratome Instruments</td>
			<td>900R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Eclipse E600FN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>ROE-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>MPC-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">amplifier</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>Multiclamp 700B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">A/D converter</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>Digidata 1440A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">heater</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>TC-324B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">pump</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>Masterflex L/S 7519-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">pump cartridge</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>Masterflex 7519-85</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">pipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;">camera</td>
			<td>Q-Imaging</td>
			<td>RET-200R-F-M-12-C</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

recording gamma band oscillations in pedunculopontine nucleus neurons

（; CL / Pfの核例えば 、centrolateral / parafascicular）PPNからシナプス遠心性神経は、いくつかの髄板内視床領域の神経活動を調節することが知られています。 PPNまたはインビボでのCl / Pfの核のいずれかの活性化は、動物の覚醒および皮質脳波（EEG）ガンマ帯活性の増加を誘導することが記載されています。網様体賦活系（RAS）ニューロンにおけるガンマ帯の振動の発生のための細胞機構は、他の脳核ガンマ帯振動を発生することが判明したものと同じです。 （9からの矢状スライスから - 25日齢ラット）PPNニューロンの電流クランプ記録時には、正方形の手順を脱分極の使用が急速に-25 mVで越えて脱分極されることからPPNニューロンを防ぐ電位依存性カリウムチャネルを活性化しました。 1注入 - 長い現在のランプを脱分極2秒と、徐々にPPNの膜電位解像度を脱分極しましたティンは0 mVで向かっ値。しかし、注入脱分極方形パルスはランプによって生成される振動に比べて振幅が小さいことが示された膜電位のガンマ帯振動を発生します。全ての実験は、電位依存性ナトリウムチャネル及び速いシナプス受容体遮断薬の存在下で実施しました。高閾値電圧依存性カルシウムチャネルの活性化は、PPNニューロンにおけるガンマ帯振動活動の根底にあることが示されています。具体的な方法論的および薬理学的介入は、in vitroで PPNサブスレッショルドガンマ帯振動を誘発し、維持するために必要なツールを提供し、ここで説明されています。

最初は、ガンマ振動は方形波電流パルスを用いて誘発されました。シナプスのブロッカーとTTXの存在下でPPNニューロンの電流クランプ記録を連続静止膜電位は〜-50 mVの（ 図1A）で安定に保持したことを保証するために監視しました。二つの第二の長い方形電流パルスは200 PAから600 PA（ 図1A）への振幅を増加させる、記録ピペットを介して、パッチクランプ増幅器によって細胞内に注入しました。膜電位を-20 mVのに近い電圧レベルまで脱分極したときに600 PA、小振幅γ振動が生じます。 γ振動のパワースペクトルは、非常に小さい振幅値を示した（ すなわち 、&lt;0.01; 図1B）。一方、二つの第二脱分極電流ランプは、堅牢なガンマ振動を生成する、記録ピペットを介して、パッチクランプ増幅器によって細胞内に注入しました。非常に高い電力の振幅を示した（図2A）（ 図2B）。 前の作品10は、正方形の間の違いをリンクされ、元の突然の脱分極時の電位依存性カリウムチャネルの文字列の活性化に現在のプロトコルをランプました。遅い脱分極ランプの代わりにカリウムチャネルを不活性化する可能性があります。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/54685/54685fig1.jpg" /> 全細胞中の図1の膜振動が増加する振幅の現在の矩形パルスを用いて、PPNニューロンを記録しました。シナプスのブロッカーとTTXの存在下で、記録ピペットを介してパッチクランプアンプによって細胞内に注入された増加する振幅の2秒長い正方形の手順を脱分極する（A）代表膜電位応答。（B）重複脱分極工程によって生成された60Hzのバンドパスフィルタの振動 - A.パワースペクトルに示される矩形パルスを用いて得られた振動用のパワースペクトルの振幅が20後にハミング窓関数を用いて得ました。 PPNニューロンは、高K +細胞内液とTTXは、議定書に記載シナプスブロッカー+を組み合わせた電流クランプ構成で記録した。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54685/54685fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/54685/54685fig2.jpg" /> 全細胞中の図2.ガンマバンド膜振動がの補強振幅の電流がランプを使用して、PPNニューロンを記録しました。細胞内記録ピペットを介してパッチクランプアンプによって注入2秒長いランプを脱分極する（A）代表膜電位応答、ショー60Hzのバンドパスフィルタの振動脱分極ランプによって生成される- 20は後シナプスのブロッカーおよびTTXの存在下での振幅を大きくる（B）A.パワースペクトルに示すランプを用いて得られた振動のためのパワースペクトルの振幅を重複するハミング窓関数を用いて得られました。 PPNニューロンは、高K +細胞内液とTTXは、議定書に記載シナプスブロッカー+を組み合わせた電流クランプ構成で記録した。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54685/54685fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

脚橋核（PPN）は脳幹に位置し、そのニューロンが最大限に起床し、急速眼球運動（REM）睡眠脳の状態の間に活性化されています。この作品は、PPNニューロンのin vitroガンマバンドサブスレッショルド膜振動に記録する実験的なアプローチについて説明します。

脚橋核ニューロンにガンマバンド振動を記録

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the ...

recording-gamma-band-oscillations-in-pedunculopontine-nucleus-neurons

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.6K ビュー.  University of Buenos Aires. 脚橋核（PPN）は脳幹に位置し、そのニューロンが最大限に起床し、急速眼球運動（REM）睡眠脳の状態の間に活性化されています。この作品は、PPNニューロンのin vitroガンマバンドサブスレッショルド膜振動に記録する実験的なアプローチについて説明します。 

ビデオ: Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

Slice Preparation, Organotypic Tissue Culturing and Luciferase Recording of Clock Gene Activity in the Suprachiasmatic Nucleus

A central circadian (~24 hr) clock coordinating daily rhythms in physiology and behavior resides in the suprachiasmatic nucleus (SCN) located in the anterior hypothalamus. The clock is directly synchronized by light via the retina and optic nerve. Circadian oscillations are generated by interacting negative feedback loops of a number of so called "clock genes" and their protein products, including the Period (Per) genes. The core clock is also dependent on membrane depolarization, calcium and cAMP 1. The SCN shows daily oscillations in clock gene expression, metabolic activity and spontaneous electrical activity. Remarkably, this endogenous cyclic activity persists in adult tissue slices of the SCN 2-4. In this way, the biological clock can easily be studied in vitro, allowing molecular, electrophysiological and metabolic investigations of the pacemaker function.
The SCN is a small, well-defined bilateral structure located right above the optic chiasm 5. In the rat it contains ~8.000 neurons in each nucleus and has dimensions of approximately 947 &mu;m (length, rostrocaudal axis) x 424 &mu;m (width) x 390 &mu;m (height) 6. To dissect out the SCN it is necessary to cut a brain slice at the specific level of the brain where the SCN can be identified. Here, we describe the dissecting and slicing procedure of the SCN, which is similar for mouse and rat brains. Further, we show how to culture the dissected tissue organotypically on a membrane 7, a technique developed for SCN tissue culture by Yamazaki et al. 8. Finally, we demonstrate how transgenic tissue can be used for measuring expression of clock genes/proteins using dynamic luciferase reporter technology, a method that originally was used for circadian measurements by Geusz et al. 9. We here use SCN tissues from the transgenic knock-in PERIOD2::LUCIFERASE mice produced by Yoo et al. 10. The mice contain a fusion protein of PERIOD (PER) 2 and the firefly enzyme LUCIFERASE. When PER2 is translated in the presence of the substrate for luciferase, i.e. luciferin, the PER2 expression can be monitored as bioluminescence when luciferase catalyzes the oxidation of luciferin. The number of emitted photons positively correlates to the amount of produced PER2 protein, and the bioluminescence rhythms match the PER2 protein rhythm in vivo 10. In this way the cyclic variation in PER2 expression can be continuously monitored real time during many days. The protocol we follow for tissue culturing and real-time bioluminescence recording has been thoroughly described by Yamazaki and Takahashi 11.

The procedure of preparing slices containing the adult mouse hypothalamic suprachiasmatic nucleus (SCN), and a rapid way to culture the SCN tissue in organotypic culture condition, are reported. Further, the measurement of oscillatory clock gene protein expression using dynamic luciferase reporter technology is described.

スライスの準備、器官組織培養と視交叉上核における時計遺伝子の活動のルシフェラーゼ記録

A central circadian (~24 hr) clock coordinating daily rhythms in physiology and behavior resides in the suprachiasmatic nucleus (SCN) located in the ...

神経科学

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

動作げっ歯類の可動シリコンプローブによるニューロンの大規模なレコーディング

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

逆行性蛍光標識は、特定された神経細胞から標的細胞外シングルユニット記録を可能にします<em生体内で&gt;</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be performed in an intact brain preparation where the neural circuitry of the CNS remains intact. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with green fluorescent protein for identification in the intact brain. Fish have multiple populations of GnRH neurons, and their functions are dependent on their location in the brain and the GnRH gene that they express1 . We have focused our demonstration on GnRH3 neurons located in the terminal nerves (TN) associated with the olfactory bulbs using the intact brain of transgenic medaka fish (Figure 1B and C). Studies suggest that medaka TN-GnRH3 neurons are neuromodulatory, acting as a transmitter of information from the external environment to the central nervous system; they do not play a direct role in regulating pituitary-gonadal functions, as do the well-known hypothalamic GnRH1 neurons2, 3 .The tonic pattern of spontaneous action potential firing of TN-GnRH3 neurons is an intrinsic property4-6, the frequency of which is modulated by visual cues from conspecifics2 and the neuropeptide kisspeptin 15. In this video, we use a stable line of transgenic medaka in which TN-GnRH3 neurons express a transgene containing the promoter region of Gnrh3 linked to enhanced green fluorescent protein7 to show you how to identify neurons and monitor their electrical activity in the whole brain preparation6.

In this video, we will demonstrate how to record electrical activity from identified single neurons in a whole brain preparation, which preserves complex neural circuits. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with a fluorescent protein for identification in the intact brain preparation.

トランスジェニックフィッシュの無傷の脳内で識別ニューロンからの電気的活動を記録する

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

The freshwater leech, Hirudo medicinalis, is a versatile model organism that has been used to address scientific questions in the fields of neurophysiology, neuroethology, and developmental biology. The goal of this report is to consolidate experimental techniques from the leech system into a single article that will be of use to physiologists with expertise in other nervous system preparations, or to biology students with little or no electrophysiology experience. We demonstrate how to dissect the leech for recording intracellularly from identified neural circuits in the ganglion. Next we show how individual cells of known function can be removed from the ganglion to be cultured in a Petri dish, and how to record from those neurons in culture. Then we demonstrate how to prepare a patch of innervated skin to be used for mapping sensory or motor fields. These leech preparations are still widely used to address basic electrical properties of neural networks, behavior, synaptogenesis, and development. They are also an appropriate training module for neuroscience or physiology teaching laboratories.

Intracellular Recording, Sensory Field Mapping, and Culturing Identified Neurons in the Leech, Hirudo medicinalis

This article describes three nervous system preparations using leeches: intracellular recording from neurons in ventral ganglia, culturing neurons from ventral ganglia, and recording from a patch of innervated skin to map sensory fields.

細胞内記録、感覚野のマッピング、および培養は、リーチのニューロンを同定しヒルドmedicinalis</i

The freshwater leech, Hirudo medicinalis, is a versatile model organism that has been used to address scientific questions in the fields of ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

同時電気生理学的記録および視交叉上核ニューロンのカルシウムイメージング

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Perforated Patch-clamp Recording of Mouse Olfactory Sensory Neurons in Intact Neuroepithelium: Functional Analysis of Neurons Expressing an Identified Odorant Receptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of olfactory-driven behaviors and their modulation. These coding properties depend heavily on the initial interaction between odor molecules and the olfactory receptor (OR) expressed in the OSNs. The identity, specificity and ligand spectrum of the expressed OR are critical. The probability to find the ligand of the OR expressed in an OSN chosen randomly within the epithelium is very low. To address this challenge, this protocol uses genetically tagged mice expressing the fluorescent protein GFP under the control of the promoter of defined ORs. OSNs are located in a tight and organized epithelium lining the nasal cavity, with neighboring cells influencing their maturation and function. Here we describe a method to isolate an intact olfactory epithelium and record through patch-clamp recordings the properties of OSNs expressing defined odorant receptors. The protocol allows one to characterize OSN membrane properties while keeping the influence of the neighboring tissue. Analysis of patch-clamp results yields&#160;a precise quantification of ligand/OR interactions, transduction pathways and pharmacology, OSNs&#39; coding properties and their modulation at the membrane level.&#160;

Analyzing the physiological properties of olfactory sensory neurons still faces technical limitations. Here we record them through perforated patch-clamp in an intact preparation of the olfactory epithelium in gene-targeted mice. This technique allows the characterization of membrane properties and responses to specific ligands of neurons expressing defined olfactory receptors.

無傷の神経上皮におけるマウス嗅細胞の穿孔パッチクランプ記録：同定された嗅覚受容体を発現するニューロンの機能解析

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of ...

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

海馬シータバンドのチューニング<em&gt;インビトロ</em&gt;：隔離されたげっ歯類胸腺腫回路からの記録方法

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

行動するマウスにおける海馬シータ振動の光同調

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in regulating neuronal growth and development. However, the mechanisms underlying Drd1&#945; receptor abnormalities mediating behavioral responses and modulating working memory function are still unclear. Using a novel RNA in situ hybridization assay, the current study identified dopamine Drd1&#945; receptor and tyrosine hydroxylase (TH) RNA expression from DA-related circuitry in the nucleus accumbens (NAc) area and substantia nigra region (SNR), respectively. Drd1&#945; expression in the NAc shows a &#34;discrete dot&#34; staining pattern. Clear sex differences in Drd1&#945; expression were observed. In contrast, TH shows a &#34;clustered&#34; staining pattern. Regarding TH expression, female rats displayed a higher signal expression per cell relative to male animals. The methods presented here provide a novel in situ hybridization technique for investigating changes in dopamine system dysfunction during the progression of central nervous system diseases.

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

Identification of dopamine D1-alpha receptor in the nucleus accumbens is critical for clarifying D1 receptor dysfunction during a central nervous system disease. We performed a novel RNA in situ hybridization assay to visualize single RNA molecules in a specific brain area.

脚橋核ニューロンにガンマバンド振動を記録

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スライスの準備、器官組織培養と視交叉上核における時計遺伝子の活動のルシフェラーゼ記録

動作げっ歯類の可動シリコンプローブによるニューロンの大規模なレコーディング

逆行性蛍光標識は、特定された神経細胞から標的細胞外シングルユニット記録を可能にします

トランスジェニックフィッシュの無傷の脳内で識別ニューロンからの電気的活動を記録する

細胞内記録、感覚野のマッピング、および培養は、リーチのニューロンを同定しヒルドmedicinalis

同時電気生理学的記録および視交叉上核ニューロンのカルシウムイメージング

無傷の神経上皮におけるマウス嗅細胞の穿孔パッチクランプ記録：同定された嗅覚受容体を発現するニューロンの機能解析

海馬シータバンドのチューニング

行動するマウスにおける海馬シータ振動の光同調

検出技術その場で革新的な RNA 側坐齧歯動物の核内ドーパミン D1-アルファ受容体の同定