ペース法が開発され、長年にわたってデュプリー グループ (ケンブリッジ、イギリス) の様々 なメンバーによって最適化され、我々 はすべての彼らの貢献を感謝します。支えられて米国エネルギー省、科学局、オフィスの生物学的、環境調査、契約・ デ ・ AC02 05CH11231 ローレンスの間を通して DOE の共同バイオ研究所 (http://www.jbei.org) の一部として資金が供給されたこの作品バークレー国立研究所と米国エネルギー省。我々 もありがとうテア ピックと Vy Ngo csla9サンプルの準備のヘルプ。

1 です。 植物材料の収穫 <ol><li>新鮮な植物材料 (~ 20 mg) を収穫しすぐに 96% (v/v) エタノールで水没と 70 の ° C で 30 分間インキュベート; 任意の細胞壁分解酵素の存在を非アクティブ化します。乾燥した材料、手順 2 で開始します 。
	注意: エタノールは可燃性 。
	注: 単一の幹またはロゼット葉は分析のための十分な材料を提供します。ただし、エラーの少ない発生組織の大きい量をプールし、これは重量を量りやすく処理を分析する場合</li>。
	<li>は慎重に組織型を記録し、両方によって異なります多糖類の構造と発達段階。たとえば、シロイヌナズナ (ここで使用されて) とステージ ボイズ ら の方法に従って組織 15 注: このプロトコル使用している花房内の茎の下半分、最初の silique は完全に細長い黄変しないが、</li></ol>。
 2 準備のアルコール不溶性残渣 (空気) <ol><li>モーティマー ら の方法に従って、空気の準備。 9 またはデンプンおよびショ糖などの糖を欠けている粉を作り出すために、別の同じような方法です</li>。
</ol> 3。早かったと空気前処理 注: 正確な各サンプルは、(a) (b) によりキチンオリゴ糖の平均サイズと材料に関心の多糖類の豊かさに依存するために必要な空気量GH。オリゴ糖の数は実験の感度を決定しますので、メソッドは単一蛍光分子をそれぞれオリゴ糖の還元末端に追加します。ガイドラインとしてシロイヌナズナ幹 GH5 ・ GH26 (前述)、消化でグルコマンナン 500 μ g お勧め 11 GH11 と消化されるシロイヌナズナ幹のキシラン、100 μ g モーティマーのように勧めに対し &#39; s 研究 3。 <ol><li>15 mL 遠心チューブに空気 (10-15 mg) の重量を量ると H 2 O 最終濃度 2 mg/mL のを追加します。渦もサスペンションを達成するために。これが問題になる場合は、このプロセスを支援するためにガラスのホモジナイザーを使用して。</li>。
	<li>および microfuge に分注 500 μ g チューブ。真空遠心分離機を使用して因数を乾燥 (材料の表 を参照してください) 一晩 30 ° C</li>
	<li>1 M NaOH で前治療空気 (20 μ L) 部屋の温度で 1 時間これは多糖類を脱アセチルし、うねりセルロースミクロフィブリル、バイオマス構造を崩すことや GH アクセス 。
	注: この手順は、精製された多糖類をスキップできます。注意 &#8211; 強い酸/塩基。
	<ol><li>No 酵素航空管制の因数が含まれます (手順 4.1 を除く、すべてのサンプルと同じ扱われますは除外)。</li>。
	</ol></li> <li>追加 200 μ H 2 O と 20 μ L 1 M 塩酸を中和します。テストの pH は 6 ~ 7 を 1 μ L を採取して pH インジケーター短冊にスポッティングします</li>。
	<li>追加 50 μ L 1 M アンモニウム酢酸緩衝液、pH 6.0 (またはいずれかの pH は GHs における使用のために適切) と H 2 O 500 μ L の総ボリュームを与えるにします 。
	注: 乾燥時にのこしたこと、およびサンプルを追加塩を加えないので、酢酸アンモニウムが使用されます。塩の過剰はペースのゲルの悪いバンド形と解像度につながることができます</li>。
</ol> 4。糖加水分解酵素 (GHs) が付いている空気の加水分解 注: の説明で述べたように、GHs の純度が重要です。のみを使用してクローンを表明、アフィニ ティー精製酵素です。メーカーから各ロットの受領、一晩 GH の量を増やすことによる基板 (例えば 500 μ g 空気) の定義の因数分解 (例えば 0.5、1、2、5、10、15、20 μ L) (3 単位/μ L)。GH の過剰がある、ペース指紋が同一になります。酵素の過剰は、それは加水分解反応の終点が近づいていることを特定する必要がありますので、再現性のある結果を提供する必要です。
<ol><li>追加ステップ 3.5 からバッファーに空気採取するマンナナーゼ (GH26 GH5 11) として正の前もって決定された量 (上で見なさい) コントロール (こんにゃくグルコマンナンの 30 μ g)、および no AIR 負コントロール (酵素ミックス、空管)。渦と簡単に管の下で反応混合物を収集するために、スピンします</li>。
	<li>穏やかな撹拌 (~ 100 rpm) で 37 ° C (または選択の GH の適切な温度) で一晩インキュベートします</li>。
	<li>は、95 ° C で 20 分間のインキュベーションで反応を停止 
	注: キャップの閉鎖は、フリップ トップ microfuge の管を密封する使用できます。
	<ol><li>最大速度でベンチ トップおよび microfuge を使用して、10 分間遠心し、上清を保持します</li>。
	</ol></li> <li>250 μ L H 2 O は、上記のように、遠心分離機でペレットを再懸濁します、上澄みを保持します</li>。
	<li>両方の培養上清を組み合わせるし、真空遠心分離で乾燥 (材料表 参照) 30 ° c (~ 3 h または加熱しなくても一晩).</li>
</ol> 5。オリゴ糖基準の作成 H 2 O mannopentaose (男 5)、mannotetraose (4) mannotriose (3) mannobiose (2) マンノース (男) の <ol><li>準備 1 mM 在庫ソリューション、mannohexaose (男 6)、すべて β、1-4 リンクします。因数と-20 ° c まで必要なストア</li>。
	<li>1 μ L (標準的な S1)、2 μ L (S2) を組み合わせることにより男の濃度の異なる 3 1 6 混合物を準備またはすべての六つの 5 μ L (S3).</li>
	<li>真空遠心分離で乾燥 (材料表 参照) 30 ° c (~ 1 h).</li>
</ol> 6。オリゴ糖 Derivitization <ol><li>H 2 O で 0.2 M アリ (8-Aminonaphthalene-1,3,6-トリスルホン酸) の貯蔵液の準備: 酢酸 17:3。60 ° C を完全に固体を溶解する温かみのある在庫があります。-20 ° c、2-3 か月の光から保護されたストア</li>。
	<li>は、DMSO 中 2-ピコリン ボラン (2 PB) の 0.2 M ストック溶液を調製します。吸湿性がきわめて高い、だからすぐに DMSO で受信時にすべての粉体を再懸濁します。因数と 1-2 年の-20 ° C でストア。必要 (2 週間とし、破棄のための 4 ° C でストア) として因数を解凍</li>。
	<li>H 2 O の誘導体化バッファーを準備: 酢酸酸: DMSO 17:3:20 します</li>。
	それぞれのサンプル、アリ、誘導体化バッファーの 2 PB、10 μ L の 5 μ L の 5 μ L を追加するには、<li>。チューブの底に収集するために簡単にスピン渦徹底的にして再度簡潔に回転し。反応の説明の 図 1 を参照してください</li>。
	<li>37 ° C、光から保護で一晩加温サンプル</li>。
	<li>真空遠心分離で乾燥 (材料表 参照) 30 ° c (~ 2 h).</li>
	再懸濁します <li>サンプルと 100 μ L の 3 M の尿素の標準。-20 ° c、必要になるまでの光から保護されたストア</li>。
</ol> 7。ペースの作製ゲル 注: ゲル鋳造装置のアセンブリはブランドによって異なります。ここでは、私たち use 垂直電気泳動システム スペーサー 18 × 24 cm ガラス板と 1.5 mm 装備 (材料の表 を参照してください).
<ol><li>、メーカーごとのゲル鋳造装置を組み立てる &#39; s 指示します</li>。
	次のように <li>を 10 倍ペース バッファー (1 M トリス-ホウ酸、pH 8.2): H 2 O と解散するミックスの ~ 400 mL にトリス ベースの 121.14 g を追加。固体ホウ素酸 (約 60 g) の添加により 8.2 に pH を調整し、最大 1 ボリューム ・ l ・</li>
	<li>H 2 o. 因数で 10% (w/v) アンモニウムの過硫酸 (APS) 株式を作ると-20 ° C 雪解け因数で一度保存、4 ° C で保存し、2 週間後破棄します</li>。
	<li>を作るし、解決のゲルを注ぎなさい。上記の機器を 50 mL 1 ゲルを同一視します。50 mL の遠心管 H 2 O (20.2 mL) 5 mL 10 倍ペース バッファー 24.6 mL 40% アクリルアミド/ビス-アクリルアミド (29:1 acrylamide:Bis) をミックスします。(注意: 有毒).
	<ol><li>は APS の 200 μ L と N, N, N, N´-テトラメチル-エチレンジアミン (TEMED) の 20 μ L を追加。(気泡を導入することを避けるため) にミックスを軽く反転します。血清学的を使用してゲルまたは他大量ピペット、〜 4 cm ガラス板の上端を注ぐ。気泡ゲルの中に閉じ込め取得の可能性に注意を払います。かどうか彼らは、注いで、停止、チルト/タップそれらを解放するゲル</li>。
	</ol></li> <li>イソプロパノール (注意 : 可燃性) や、慎重に、H 2 O を許可する (20-30 分) を重合し、最上位のレイヤーを離れて注ぎゲル ゲルをオーバーレイします。あぶらとり紙を使用して余分な液体洗浄 H 2 o ・ ドライで 2 倍、イソプロパノールを使用した場合です</li>。
	<li>を作るし、スタッキングのゲルを注ぎなさい。ミックス 6.8 mL H 2 O、1 mL 10 倍ペース バッファー、2.8 mL アクリルアミド/ビス-アクリルアミド (注意: 毒性)、80 μ L の AP と 15 mL 遠心管中の TEMED 8 μ L。ミックスする反転し、重合解決のゲルの上にオーバーレイします。櫛歯の下でトラップ空気の泡を避け、櫛をそっと挿入します</li>。
	(20-30 分) を重合する <li>許可するゲルは湿った組織で、プラスチック製のラップをラップし、必要になるまで 4 ° C で保存します。場所に櫛を使用してストア 。
	注: ゲル ペースに対して格納できる最大 2 週間 (1 週間以内が理想的です) が、湿った、保管される場合</li>。
</ol> 8。ペースを実行しているゲル <ol><li>永久的なマーカーを使用して、読み込み順序を追跡するのに役立つ、ガラスによく位置にラベルを付けるし、識別するのに井戸が櫛を取り外したら</li>。
	<li>は、櫛を削除します。1 x ペース バッファーで井戸を埋める</li>。
	<li>では、10 μ L, マイクロシリンジを使用して井戸に 2 μ L の標準およびサンプルを読み込みます。一番外側のレーンは、不十分なサンプルを実行する傾向があるを使用しないでください</li>。
	<li>ゲル実行装置の上部チャンバーを組み立てるし、冷却 (~ 10 ° C) 実行中戦車 (10 ° C) でジェル 1 x ペース バッファーを含みます。1 x ペース バッファーと上部チャンバーします</li>。
	<li>および有効に電源と 200 V でゲルの実行 (定数 V) 30 分、その後、増加電圧 1000 V を 1 時間 40 分。(例えば、 黒いゴミ袋のタンクをラップすること) の光からゲルを保護します 。
	注: 電圧をオンとし、別の 5 分後に 1000 V に電圧を増加した後ゲル 〜 5 分を確認します。場合は、パワーパックはバッファー リークがある可能性が高い電圧を維持することができます。タンクからゲルを削除します。慎重にすべてのガスケットの配置をチェック上部の部屋を再度連結します。ガラス板の上部の端に大規模なチップは、ガスケットに良好なシールを形成する板を防ぐことができます。これ通常一時的に解決できる上部チャンバーを追加する前に、ガラスの欠けの部分に 5% (w/v) 溶融 agarose のドロップを追加しています</li>。
</ol> 9。ペース ゲルを視覚化する 注: 長波長紫外線電球、transilluminator、蛍光体、ここ 530 nm に適しているカメラの発光フィルターを搭載したシステムをイメージング ゲルを使用します。また、レーザー スキャナーも使用できます、Goubet 2 で説明した。
<ol><li>イメージング システム ゲル湿った糸くず組織とそれを拭くことによってフリー塵であるを確認します</li>。
	<li>ペース タンクからゲルを削除し、ながらゲルはまだガラス板を簡単に表示 (&#60; 80 ms) 染料フロントがゲルでまだ判断する</li>。
	<li>ウェッジ ツールを使用してゲルを開きながら、ゲルがまだ 1 つのガラス プレート上にスタッキングのゲルの両方を削除するピザ カッターを使用し、ゲル、ゲルの底上色素の前面にある場合</li>。
	<li>は、transilluminator の表面に 〜 5 mL H 2 O を入れ、transilluminator に直接ゲルを転送します。UV 605 にフィルターを設定し、長波長 UV transilluminator をオンに (材料の表 を参照してください) ソフトウェアを使用しています 。
	注: ここで使用されるアリ fluorophore は 353/520 の励起・発光 nm</li>。
	<li>は様々 な露光時間でいくつかの画像を取る (例えば、 100 ms を 10 s)。紫外線は蛍光性の低下を避けるため (オフに) する UV ライト] ボタンをクリックして画像のオフになってことを確認します。画像の少なくとも 2 には飽和のバンド (ゲルのイメージング ソフトウェアはこれを示している) がないようにします</li>。
	<li>高 resolution.tif 画像としてファイルを保存します 。
	注: 画像は、イメージング システム、ゲルまたは ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/) など、自由に利用できる画像分析ソフトウェアを使用して、付属のソフトウェアを使用して分析できます。定量の議論の 結果 を参照してください</li>。
</ol>

<ol>
	<li>Barton, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzymatic+fingerprinting+of+Arabidopsis+pectic+polysaccharides+using+polysaccharide+analysis+by+carbohydrate+gel+electrophoresis+(PACE).">Enzymatic fingerprinting of Arabidopsis pectic polysaccharides using polysaccharide analysis by carbohydrate gel electrophoresis (PACE).</a> Planta. 224 (1), 163-174 (2006).</li><li>Goubet, F., Jackson, P., Deery, M. 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ペースは、多糖類の構造を特徴付けるための簡単な方法です。それは適用することができます任意の多糖類を特徴づけられる活動の GHs と既知が、文献1,6,9,11の多数の例を参照してください。Tt は、新規 GHs12,13,18と糖転移酵素の9、特性評価に適用されている定義された多糖基質と受容体の使用することによって。
再現性、解釈の結果は、3 つの主要手順に依存しています。最初に、使用される GHs は活動を汚染から無料する必要があります。これはベストのみ発現クローンを使用して達成、アフィニ ティー精製酵素。第二に、ほとんどの実験では、基質の酵素加水分解が完了であることが重要です。これは、同じバイオマス同じ GH と加水分解では、すべての実験の同じ指紋が保証されます。最後に、誘導体化反応における蛍光体の過剰があるはずです。これにより、利用可能な還元終了は 100% 近くでラベルが。これは、結果としては定量的データの高再現性になります。
ゲルと試薬の品質、再現性のあるデータを確保するために重要です。質の悪いバッファー、特に不適切な pH のゲルで気泡があり塩の過剰でサンプルできるオリゴ糖のすべてに影響を与える解像度と保持要因。ただし、プロトコルおよび結果のセクションで説明した推奨のコントロールを含めることがトラブルシューティングを有効にします。
ペースは、オリゴ糖を識別する能力によって制限されます。いくつかの実験のため単純な指紋は必要なことです。ただし、本当に空気のサンプルのグルコマンナンの量を量的、たとえば、リリースされたすべてのオリゴ糖のアイデンティティが必要、時間のかかるプロセスであります。これは複雑な多糖類キシラン3など以下のより簡単です。市販オリゴ糖に少数の標準がある、のでそれが常にできないやすべてのバンドを識別することが望ましい。この場合、ペースは、質量分析法 (すなわち、 MALDI CID9または ESI MS7、及び NMR6) に非常に無料のデータを提供できます。これらのメソッドでは、大規模な準備を行う、サイズ排除クロマトグラフィーによって分離し、MS や NMR の前に両方のペースで各分画を分析する便利です。バンドの摘出や MALDI CID によって識別されることができることが報告されている、しながら実際に我々 を発見した (おそらく原因で紫外線にさらされたとき、アクリルアミドゲル標識オリゴ糖の相互作用) の成功率が低い、これがあります。
ペースの他の主要な制限は、スループットです。良質を適切なコントロールと解釈ゲル ゲルのみ 〜 10 実験サンプルを持つし、一日 〜 4 ペースのゲルを実行する研究者が期待できます。最近では、キャピラリー電気泳動 (CE) を使用してペースのバージョンは、開発19、96 ウェル プレートで試料の調製を可能にするをされています。それが実証されて酵素酵素活性と多糖類の構造6,19を特徴付けるため購入・維持する高価なことができる CE マシンへのアクセスが必要ですが。

ゲル電気泳動 (ペース) による多糖類の分析は、多糖類1,2,3の詳細な特性評価のための方法です。植物細胞壁多糖は、分析が困難であり、高価な機器、熟練オペレーターと大量浄化された材料のほとんどのメソッドが必要があります。ここで、簡単な説明を得るためのメソッドの詳細な多糖類の構造については、構造異性体の解像度を含みます。
理解植物細胞壁多糖の構造は、植物の細胞壁の生合成や植物発生における植物細胞壁の役割を調べる研究者に必要です。しかし、植物細胞壁組成近年注目されているバイオ燃料と生化学4を生産する原料として植物バイオマス (本質的に細胞壁) を使用してに焦点を当てるのための研究者のより広いグループに興味深い。例として、この材料の効率的な糖化が必要です多糖構造の詳細な理解できるように最適化された酵素カクテル選択した5。
ペースには、複雑な糖鎖構造の迅速な解析に最適にする代替の方法をいくつかの利点があります。まず、問題の解決策の状態の核磁気共鳴 (NMR)6必要な多糖類の精製は必要ありません。第二に、ペースは、質量分析法とは異なり、構造異性体を解決できます (MS、例えば、マトリックス支援レーザー脱離イオン化 (MALDI) とエレクトロ スプレー イオン化 (ESI))、これも液体クロマトグラフィー (LC)による実行が難しくなります7. 第三に、ペースは非常に敏感で、薄層クロマトグラフィー (TLC) やペーパークロマトグラフィーとは異なり、低ピコモル レベルの解像度を持つ。最後に、LC、NMR、MS という場合に、高価な機器や専門知識を必要ありません。
ペース ・ メソッドは、多糖類の混合物中の特定のグルコースポリマーを対象とする糖加水分解酵素 (GH) 酵素の特異性に依存します。GH 酵素多糖鎖の機能を果たす、ことができますする化学的誘導体、この場合蛍光ラベルとする還元末端が明らかに。サンプルの unhydrolyzed の部分は、したがってこのメソッドによって検出不可能なレンダリングされます。ラベル付きのオリゴ糖は、電気泳動による大判アクリルアミドゲル中で区切られます。これは非常によく似た分子の優れた解像度を与える、たとえば、Glc の男と Glc-男-Glc 三糖類は、異なる Rfが。
ペースは、シロイヌナズナ6,9,10,11 の新規糖転移酵素を識別する植物種の8日間で異なるキシランの構造を特徴付けるため広く使用されています酵素試金9を実行する、および新規 GH 活動12,13を特徴付けます。我々 はまた、最近酵母細胞壁マンナン (Mahboubi と準備でモーティマー) を特徴付けるためそれを使いました。ここで以前レポート11,14に基づいて、植物細胞壁グルコマンナン構造の特性評価法について述べる。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Oligosaccaharide Standards</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mannose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CAS 3458-28-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mannobiose</td>
			<td>Megazyme</td>
			<td>CAS: 14417-51-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mannotriose</td>
			<td>Megazyme</td>
			<td>CAS: 28173-52-6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mannotetraose</td>
			<td>Megazyme</td>
			<td>CAS: 51327-76-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mannopentaose</td>
			<td>Megazyme</td>
			<td>CAS: 70281-35-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mannhexaose</td>
			<td>Megazyme</td>
			<td>CAS: 70281-36-6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucomannan (Konjac; Low Viscosity)</td>
			<td>Megazyme</td>
			<td>P-GLCML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Other specialty chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-Aminonaphthalene-1,3,6-trisulfonic acid</td>
			<td>(Molecular probes) Thermo</td>
			<td>A350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-picoline borane</td>
			<td>TCI</td>
			<td>B3018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40 % acrylamide/Bis-acrylamide (29:1 acrylamide:Bis)</td>
			<td>Bio-rad</td>
			<td>1610146</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specialty Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gel casting kit</td>
			<td>Hoefer</td>
			<td>SE660 kit</td>
			<td>18x24 cm glass plates, 0.75 mm spacers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cooling recirculating water bath&#160;</td>
			<td>Hoefer</td>
			<td>RCB20-plus 115v</td>
			<td>Needs to be able to maintain temperature at ~10 C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>G:Box Chemi XRQ Imaging System</td>
			<td>Syngene</td>
			<td>05-GBOX-CHEMI-XRQ</td>
			<td>Order with filters appropriate to fluorphore, and transilluminator should be fitted with long-wave UV light bulbs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High Voltage Power Pack</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>EC1000XL</td>
			<td>1000V&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum centrifuge(Speedvac)</td>
			<td>Savant</td>
			<td>SPD131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vertical Gel electrophoresis system</td>
			<td>Hoefer</td>
			<td>SE660</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycosyl hydrolases</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>These can be obtained from companies e.g. Megazyme (https://www.megazyme.com/) or Prozomix (http://www.prozomix.com/), or can be expressed in house by requesting the plasmid from the relevant research group.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 ml Centrifuge tube ( Falcon Centrifuge Tubes, Polypropylene, Sterile, Corning)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21008-918</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml Centrifuge tube ( Falcon Centrifuge Tubes, Polypropylene, Sterile, Corning)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21008-951</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gel imaging software ( Genesys)</td>
			<td>Syngene</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

structural characterization of mannan cell wall polysaccharides in plants using pace

植物細胞壁多糖は、分析が困難であり、高価な機器、熟練オペレーターと大量浄化された材料のほとんどのメソッドが必要があります。ここで、簡単な説明を得るためのメソッドの詳細な多糖類の構造については、構造異性体の解像度を含みます。ゲル電気泳動 (ペース) による多糖類の分析の糖加水分解酵素 (例えばマンナンのマンナナーゼ) の関心の多糖類に固有の植物の細胞壁の材料を加水分解します。大判ポリアクリルアミドのゲルは、蛍光標識されているリリースされたオリゴ糖を分離する使用されます。イメージング システム変更されたゲルのゲルを視覚化できる (材料の表を参照してください)。結果として得られるオリゴ糖指紋か比較できます質的または、レプリケーションでは、定量的。リンケージや分岐情報を追加糖加水分解酵素 (例えば、 mannosidases およびガラクトシダーゼ) を使用して確立できます。このプロトコルでは、グルコマンナン構造解析法について説明します、間、特徴付けられる糖加水分解酵素が存在する任意の多糖類に適用できます。また、定義された多糖類基板を用いた新規糖加水分解酵素の特性評価に使用することができます。

ここでは、データの解釈およびトラブルシューティングを支援するための説明と共に、プロトコルごとを実行例ペース ゲルを紹介し、ゲル解釈13,16ペース成功への一般的なガイドが続きます。代表的なゲル標準ペースの細胞壁マンナン コンテンツの試金は図 2に示すし、は記述されている車線に車線。
基準 レーン 1、2 と 3 は、商業的に購入したオリゴ糖 (男1-6) 5 (S1)、10 (S2)、50 (S3) pmol 濃度でのはしごを表示します。市販のオリゴ糖の新しいロットを受信するとき、ゲルの純度を確認する重要です。多くのオリゴ糖、特に tetrasacccharides 男6のとおり、長く他 (DPs)、重合度のオリゴ糖との重大な汚染を持つことができます (付いている *)。ゲルを量的に表わす、標準曲線を計算するために必要なのだから、基準の少なくとも 3 の濃度を持っていることが重要です。標準曲線の計算は、完了時誘導体化反応が本質的にあることを確認のために有用することができます。既知濃度の標準ゲル間の比較を許可と分離品質と品質の誘導体化の便利なコントロールです。
肯定的な制御 レーン 4 こんにゃくグルコマンナンの mannanase 消化を示しています。こんにゃくグルコマンナンが、商業利用と間と同じ構造を持っていないことなど、シロイヌナズナは、それ 2 つの目的します。まず、酵素の消化力のための重要なコントロールです。研究者は、選択の彼らの GHs と消化される商業基板のとき消化完了 (すなわちGH の広大な過剰反応に追加) するように見えるものを確立しなければなりません。将来的に実験、パターンを変更する場合いずれかの活動の損失や GH 株式の汚染を可能性します。第二に、それは酵素とバッファーの塩の存在下で誘導体化反応のコントロールとして機能します。基準はよく見る肯定的な制御が悪い場合は、加水分解反応のコンポーネントが、誘導体化に抑制的であるこれを示している可能性があります。
野生型 (WT) シロイヌナズナ幹空気 + mannanase カクテル (GH5 + GH26) レーン 5 WT シロイヌナズナ幹 (参照11,14との比較) のペース指紋を示しています。
csla9シロイヌナズナの茎の航空券 + mannanase カクテル (GH5 + GH26) ショー、シロイヌナズナ由来のペースの指紋は、欠けている主要な植物茎マンナン シンターゼ11レーン 6 を示しています。WT 及び陰性対照と比較して指紋。マンナンの大半が欠席しながらこれを追加マンナン合成酵素 (CSLA2, 3) による総合すべて mannanase 由来オリゴ糖の減らされたバンド強度によって証明されるよう、少量のまま当工場では11。
否定的な制御 - 酵素のみ レーン 8 はゲルのバンドを示しています特定のカクテル、mannanase 中の汚染物質から派生し、解析から除外する必要があります (付いている *)。
否定的な制御 - WT 空気のみ レーン 9 固有ではない、分析から除外するゲルのバンドを示しています (付いている *)。
否定的な制御-csla9空気のみ 車線 10 固有ではない、分析から除外するゲルのバンドを示しています (付いている *)。
松の木の空気 + mannanase カクテル (GH5 + GH26) 車線 7 galactoglucomannan を含む松の木材のペース指紋を示しています。これは明らかに構造が異なるため、シロイヌナズナにリリースされたオリゴ糖の別のパターンがあります。
否定的な制御 - 松空気のみ レーン 11 固有ではない、分析から除外するゲルのバンドを示しています (付いている *)。
ペース ゲルの解釈は比較的簡単ですが、以下の点の意識が必要です。堅牢なデータ、遂行する少なくとも 3 独立して成長して生物学的にペースをレプリケートして、各生物の複製で少なくとも 2 技術的なレプリケートを実行するお勧めをお勧めします。説明されているコントロールは、無指定バンドは除外する必要があると解釈のため重要です。また、transilluminator による不均一な照明に起因する効果を除外する複製のゲルの別の順序のサンプルの読み込みをお勧めします。正確な解釈には、飽和していないバンドの分析が必要です。いくつかのオリゴ糖の指紋が両方非常に高、低の豊富な多糖類を含む可能性がありますので、同じゲルの複数のエクスポー ジャーの分析をお勧めします。基準を使用して、異なる画像間を正規化できます。
実験の種類によっては、空気の準備における多糖の量を定量化することが望ましい場合があります。ながらペースのゲルから定量化することは、GHs が発表した各オリゴ糖の分子の正確な id の知識が必要ですし、ペースのゲルのどこにあります。これ現在ない完全に知られているマンナンが他多糖類などキシランの3と判断されました。基準は、定量が実行されていない場合でも、任意の定性・半定量分析に役立ちますので、ジェルとの間の正規化の方法を提供を行います。
個々 のオリゴ糖の構造の識別はカクテルを使用して達成することができます GHs シーケンシャルの GHs さらに添加できる連携およびリリースされたオリゴ糖 (例えば、添加 β - 1, 4 - の置換の詳細についてを明らかにします。。グルコシダーゼ非還元末端に作用を明らかにするどのオリゴ糖混合物中にその機能が含まれている)。利用可能な酵素は、ガラクトシダーゼ、glucuronidases、グルコシダーゼ (詳細については CAZy データベース16参照)。ホッグ、D.らを参照してください。例として17 。
不明な GHs の活動の特性を上記のプロトコルを使用できます。この場合、不明な GHs13を画面に定義されたバイオマスは、シロイヌナズナの茎やこんにゃくのグルコマンナンなど使わなければなりません。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56424/56424fig1.jpg"> 
図 1: これはアリとオリゴ糖の蛍光誘導体化法を示しています。Goubet2から変更します。<a href="//ecsource.jov href=""></a href="//ecsource.jov>e.com/files/ftp_upload/56424/56424fig1large.jpg"ターゲット ="_blank"> この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56424/56424fig2.jpg"> 
図 2:シロイヌナズナ、松、シロイヌナズナ変異体からマンナン指紋を示す代表的なペースのゲル (csla9) マンナン生合成障害者いる。AlR はカクテル、mannanase、加水分解し、リリースされたオリゴ糖が、蛍光の誘導体します。オリゴ糖は、サイズ、形状、および電荷に基づいてゲルの電気泳動によって分離しました。満濃糖 (Man1-6) の梯子はリリースされたオリゴ糖の相対移動度を識別するを支援するためその精製マンナン (こんにゃく由来) の加水分解はポジティブ コントロールとして表示されます。* = 無指定バンド。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56424/56424fig2large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Structural Characterization of Mannan Cell Wall Polysaccharides in Plants Using PACE

ゲル電気泳動 (ペース)、たとえば、マンナンを使用して多糖類の構造解析のプロトコルを説明します。

マンナン ペースを用いた植物細胞壁多糖の構造解析

Plant cell wall polysaccharides are notoriously difficult to analyze, and most methods require expensive equipment, skilled operators, and large amounts ...

structural-characterization-mannan-cell-wall-polysaccharides-plants

Research

JoVE Journal

Biochemistry

9.5K ビュー.  Joint BioEnergy Institute. ゲル電気泳動 (ペース)、たとえば、マンナンを使用して多糖類の構造解析のプロトコルを説明します。

ビデオ: Structural Characterization of Mannan Cell Wall Polysaccharides in Plants Using PACE

LERLIC-MS/MS for In-depth Characterization and Quantification of Glutamine and Asparagine Deamidation in Shotgun Proteomics

Characterization of protein deamidation is imperative to decipher the role(s) and potentialities of this protein posttranslational modification (PTM) in human pathology and other biochemical contexts. In order to perform characterization of protein deamidation, we have recently developed a novel long-length electrostatic repulsion-hydrophilic interaction chromatography-tandem mass spectrometry (LERLIC-MS/MS) method which can separate the glutamine (Gln) and asparagine (Asn) isoform products of deamidation from model compounds to highly complex biological samples. LERLIC-MS/MS is, therefore, the first shotgun proteomics strategy for the separation and quantification of Gln deamidation isoforms. We also demonstrate, as a novelty, that the sample processing protocol outlined here stabilizes the succinimide intermediate allowing its characterization by LERLIC-MS/MS. Application of LERLIC-MS/MS as shown in this video article can help to elucidate the currently unknown molecular arrays of protein deamidation. Additionally, LERLIC-MS/MS provides further understanding of the enzymatic reactions that encompass deamidation in distinct biological backgrounds.

Here we present a step-by-step protocol of the long-length electrostatic repulsion-hydrophilic interaction chromatography-tandem mass spectrometry (LERLIC-MS/MS) method. This is a novel methodology that enables for the first time quantification and characterization of the glutamine and asparagine deamidation isoforms by shotgun proteomics.

ショットガンプロテオミクスにある深さの特徴付けのためLERLIC-MS / MSおよびグルタミンの定量化およびアスパラギン脱アミド

Characterization of protein deamidation is imperative to decipher the role(s) and potentialities of this protein posttranslational modification (PTM) in ...

生化学

Biochemical and Structural Characterization of the Carbohydrate Transport Substrate-binding-protein SP0092

Development of new antimicrobials and vaccines for Streptococcus pneumoniae (pneumococcus) are necessary to halt the rapid rise in multiple resistant strains. Carbohydrate substrate binding proteins (SBPs) represent viable targets for the development of protein-based vaccines and new antimicrobials because of their extracellular localization and the centrality of carbohydrate import for pneumococcal metabolism, respectively. Described here is a rationalized integrated protocol to carry out a comprehensive characterization of SP0092, which can be extended to other carbohydrate SBPs from the pneumococcus and other bacteria. This procedure can aid the structure-based design of inhibitors for this class of proteins. Presented in the first part of this manuscript are protocols for biochemical analysis by thermal shift assay, multi angle light scattering (MALS), and size exclusion chromatography (SEC), which optimize the stability and homogeneity of the sample directed to crystallization trials and so enhance the probability of success. The second part of this procedure describes the characterization of the SBP crystals using a tunable wavelength anomalous diffraction synchrotron beamline, and data collection protocols for measuring data that can be used to resolve the crystallized protein structure.

A streamlined protocol for performing an extensive biochemical and structural characterization of a carbohydrate substrate binding protein from Streptococcus pneumoniae is presented.

炭水化物輸送基質結合タンパク質 SP0092 の生化学的および構造特性

Development of new antimicrobials and vaccines for Streptococcus pneumoniae (pneumococcus) are necessary to halt the rapid rise in multiple resistant ...

A Colorimetric Method for Measuring Iron Content in Plants

Iron, one of the most important micronutrients in living organisms, is involved in basic processes, such as respiration and photosynthesis. Iron content is rather low in all organisms, amounting in plants to about 0.009% of dry weight. To date, one of the most accurate methods for measuring iron concentration in plant tissues is flame absorption atomic spectroscopy. However, this approach is time-consuming and expensive and requires specific equipment not commonly found in plant laboratories. Therefore, a simpler, yet accurate method that can be routinely used is needed. The colorimetric Prussian Blue method is regularly used for qualitative iron staining in animal and plant histological sections. In this study, we adapted the Prussian Blue method for quantitative measurements of iron in tobacco leaves. We validated the accuracy of this method using both atomic spectroscopy and Prussian Blue staining to measure iron content in the same samples and found a linear regression (R2 = 0.988) between the two procedures. We conclude that the Prussian Blue method for quantitative iron measurement in plant tissues is precise, simple, and inexpensive. However, the linear regression presented here may not be appropriate for other plant species, due to potential interactions between the sample and the reagent. Establishment of a regression curve is thus needed for different plant species.

We present a simple and reliable protocol for measuring iron content in plant tissues using the colorimetric Prussian Blue method.

植物の鉄含有量を測定するための比色定量法

Iron, one of the most important micronutrients in living organisms, is involved in basic processes, such as respiration and photosynthesis. Iron content ...

Calibration-free In Vitro Quantification of Protein Homo-oligomerization Using Commercial Instrumentation and Free, Open Source Brightness Analysis Software

Number and brightness is a calibration-free fluorescence fluctuation spectroscopy (FFS) technique for detecting protein homo-oligomerization. It can be employed using a conventional confocal microscope equipped with digital detectors. A protocol for the use of the technique in vitro is shown by means of a use case where number and brightness can be seen to accurately quantify the oligomeric state of mVenus-labelled FKBP12F36V before and after the addition of the dimerizing drug AP20187. The importance of using the correct microscope acquisition parameters and the correct data preprocessing and analysis methods are discussed. In particular, the importance of the choice of photobleaching correction is stressed. This inexpensive method can be employed to study protein-protein interactions in many biological contexts.

Calibration-free In Vitro Quantification of Protein Homo-oligomerization Using Commercial Instrumentation and Free, Open Source Brightness Analysis Software

This protocol describes a calibration-free approach for quantifying protein homo-oligomerization in vitro based on fluorescence fluctuation spectroscopy using commercial light scanning microscopy. The correct acquisition settings and analysis methods are shown.

多量ホモ測定器と無料、フリー、オープン ソースの明るさ解析ソフトウェアを使用しての体外校正無料定量化

Number and brightness is a calibration-free fluorescence fluctuation spectroscopy (FFS) technique for detecting protein homo-oligomerization. It can be ...

Structural Studies of Macromolecules in Solution using Small Angle X-Ray Scattering

Protein-protein interactions involving proteins with multiple globular domains present technical challenges for determining how such complexes form and how the domains are oriented/positioned. Here, a protocol with the potential for elucidating which specific domains mediate interactions in multicomponent system through ab initio modeling is described. A method for calculating solution structures of macromolecules and their assemblies is provided that involves integrating data from small angle X-ray scattering (SAXS), chromatography, and atomic resolution structures together in a hybrid approach. A specific example is that of the complex of full-length nidogen-1, which assembles extracellular matrix proteins and forms an extended, curved nanostructure. One of its globular domains attaches to laminin &#947;-1, which structures the basement membrane. This provides a basis for determining accurate structures of flexible multidomain protein complexes and is enabled by synchrotron sources coupled with automation robotics and size exclusion chromatography systems. This combination allows rapid analysis in which multiple oligomeric states are separated just prior to SAXS data collection. The analysis yields information on the radius of gyration, particle dimension, molecular shape and interdomain pairing. The protocol for generating 3D models of complexes by fitting high-resolution structures of the component proteins is also given.

Here, we present how Small Angle X-Ray Scattering (SAXS) can be utilized to obtain information on low-resolution envelopes representing the macromolecular structures. When used in conjunction with high-resolution structural techniques such as X-Ray Crystallography and Nuclear Magnetic Resonance, SAXS can provide detailed insights into multidomain proteins and macromolecular complexes in-solution.

小角 x 線散乱による溶液中の高分子の構造研究

Protein-protein interactions involving proteins with multiple globular domains present technical challenges for determining how such complexes form and ...

Fully Autonomous Characterization and Data Collection from Crystals of Biological Macromolecules

High-brilliance X-ray beams coupled with automation have&#160;led to the use of synchrotron-based macromolecular X-ray crystallography (MX) beamlines for even the most challenging projects in structural biology. However, most facilities still require the presence of a scientist on site to perform the experiments. A new generation of automated beamlines dedicated to the fully automatic characterization of, and data collection from, crystals of biological macromolecules has recently been developed. These beamlines represent a new tool for structural biologists to screen the results of initial crystallization trials and/or the collection of large numbers of diffraction data sets, without users having to control the beamline themselves. Here we show how to set up an experiment for automatic screening and data collection, how an experiment is performed at the beamline, how the resulting data sets are processed, and how, when possible, the crystal structure of the biological macromolecule is solved.

Here, we describe how to use the automated screening and data collection options available at some synchrotron beamlines. Scientists send cryocooled samples to the synchrotron, and the diffraction properties are screened, the data sets are collected and processed and, where possible, a structure solution is carried out&#8212;all without human intervention.

完全自律型の特性と生体高分子の結晶からのデータ収集

High-brilliance X-ray beams coupled with automation have&#160;led to the use of synchrotron-based macromolecular X-ray crystallography (MX) beamlines for ...

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles

The model organism C. elegans provides an excellent system to perform in vivo calcium imaging. Its transparent body and genetic manipulability allow for the targeted expression of genetically encoded calcium sensors. This protocol outlines the use of these sensors for the in vivo imaging of calcium dynamics in targeted cells, specifically the body wall muscles of the worms. By utilizing the co-expression of presynaptic channelrhodopsin, stimulation of acetylcholine release from excitatory motor neurons can be induced using blue light pulses, resulting in muscle depolarization and reproducible changes in cytoplasmic calcium levels. Two worm immobilization techniques are discussed with varying levels of difficulty. Comparison of these techniques demonstrates that both approaches preserve the physiology of the neuromuscular junction and allow for the reproducible quantification of calcium transients. By pairing optogenetics and functional calcium imaging, changes in postsynaptic calcium handling and homeostasis can be evaluated in a variety of mutant backgrounds. Data presented validates both immobilization techniques and specifically examines the roles of the C. elegans sarco(endo)plasmic reticular calcium ATPase and the calcium-activated BK potassium channel in the body wall muscle calcium regulation.

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles

This method provides a way to couple optogenetics and genetically encoded calcium sensors to image baseline cytosolic calcium levels and changes in evoked calcium transients in the body wall muscles of the model organism C. elegans.

C.エレガンス体壁筋肉における生体内カルシウムイメージング

The model organism C. elegans provides an excellent system to perform in vivo calcium imaging. Its transparent body and genetic manipulability allow for ...

Ion Exchange Chromatography (IEX) Coupled to Multi-angle Light Scattering (MALS) for Protein Separation and Characterization

Ion-exchange chromatography with multi-angle light scattering (IEX-MALS) is a powerful method for protein separation and characterization. The combination of the high-specificity separation technique IEX with the accurate molar mass analysis achieved by MALS allows the characterization of heterogeneous protein samples, including mixtures of oligomeric forms or protein populations, even with very similar molar masses. Therefore, IEX-MALS provides an additional level of protein characterization and is complementary to the standard size-exclusion chromatography with multi-angle light scattering (SEC-MALS) technique.
Here we describe a protocol for a basic IEX-MALS experiment and demonstrate this method on bovine serum albumin (BSA). IEX separates BSA to its oligomeric forms allowing a molar mass analysis by MALS of each individual form. Optimization of an IEX-MALS experiment is also presented and demonstrated on BSA, achieving excellent separation between BSA monomers and larger oligomers. IEX-MALS is a valuable technique for protein quality assessment since it provides both fine separation and molar mass determination of multiple protein species that exist in a sample.

Ion Exchange Chromatography IEX Coupled to Multi-angle Light Scattering MALS for Protein Separation and Characterization

This protocol describes the use of high-specificity ion-exchange chromatography with multi-angle light scattering for an accurate molar mass determination of proteins, protein complexes, and peptides in a heterogeneous sample. This method is valuable for quality assessment, as well as for the characterization of native oligomers, charge variants, and mixed-protein samples.

イオン交換クロマトグラフィー (IEX) 蛋白質の分離とキャラクタリゼーションの多角度光散乱 (MALS) に結合

Ion-exchange chromatography with multi-angle light scattering (IEX-MALS) is a powerful method for protein separation and characterization. The combination ...

Characterization of Proteins by Size-Exclusion Chromatography Coupled to Multi-Angle Light Scattering (SEC-MALS)

Analytical size-exclusion chromatography (SEC), commonly used for the determination of the molecular weight of proteins and protein-protein complexes in solution, is a relative technique that relies on the elution volume of the analyte to estimate molecular weight. When the protein is not globular or undergoes non-ideal column interactions, the calibration curve based on protein standards is invalid, and the molecular weight determined from elution volume is incorrect. Multi-angle light scattering (MALS) is an absolute technique that determines the molecular weight of an analyte in solution from basic physical equations. The combination of SEC for separation with MALS for analysis constitutes a versatile, reliable means for characterizing solutions of one or more protein species including monomers, native oligomers or aggregates, and heterocomplexes. Since the measurement is performed at each elution volume, SEC-MALS can determine if an eluting peak is homogeneous or heterogeneous and distinguish between a fixed molecular weight distribution versus dynamic equilibrium. Analysis of modified proteins such as glycoproteins or lipoproteins, or conjugates such as detergent-solubilized membrane proteins, is also possible. Hence, SEC-MALS is a critical tool for the protein chemist who must confirm the biophysical properties and solution behavior of molecules produced for biological or biotechnological research. This protocol for SEC-MALS analyzes the molecular weight and size of pure protein monomers and aggregates. The data acquired serve as a foundation for further SEC-MALS analyses including those of complexes, glycoproteins and surfactant-bound membrane proteins.

Characterization of Proteins by Size-Exclusion Chromatography Coupled to Multi-Angle Light Scattering SEC-MALS

This protocol describes the combination of size exclusion chromatography with multi-angle light scattering (SEC-MALS) for absolute characterization of proteins and complexes in solution. SEC-MALS determines the molecular weight and size of pure proteins, native oligomers, heterocomplexes and modified proteins such as glycoproteins.

多角光散乱に結合したサイズ排除クロマトグラフィーによるタンパク質の特性化(SEC-MALS)

Analytical size-exclusion chromatography (SEC), commonly used for the determination of the molecular weight of proteins and protein-protein complexes in ...

Characterization of Amyloid Structures in Aging C. Elegans Using Fluorescence Lifetime Imaging

Amyloid fibrils are associated with a number of neurodegenerative diseases such as Huntington&#39;s, Parkinson&#39;s, or Alzheimer&#39;s disease. These amyloid fibrils can sequester endogenous metastable proteins as well as components of the proteostasis network (PN) and thereby exacerbate protein misfolding in the cell. There are a limited number of tools available to assess the aggregation process of amyloid proteins within an animal. We present a protocol for fluorescence lifetime microscopy (FLIM) that allows monitoring as well as quantification of the amyloid fibrilization in specific cells, such as neurons, in a noninvasive manner and with the progression of aging and upon perturbation of the PN. FLIM is independent of the expression levels of the fluorophore and enables an analysis of the aggregation process without any further staining or bleaching. Fluorophores are quenched when they are in close vicinity of amyloid structures, which results in a decrease of the fluorescence lifetime. The quenching directly correlates with the aggregation of the amyloid protein. FLIM is a versatile technique that can be applied to compare the fibrilization process of different amyloid proteins, environmental stimuli, or genetic backgrounds in vivo in a non-invasive manner.

Characterization of Amyloid Structures in Aging C. Elegans Using Fluorescence Lifetime Imaging

Fluorescence lifetime imaging monitors, quantifies and distinguishes the aggregation tendencies of proteins in living, aging, and stressed C. elegans disease models.

蛍光生涯イメージングを用いたエージングC.エレガンスにおけるアミロイド構造の特徴

Amyloid fibrils are associated with a number of neurodegenerative diseases such as Huntington&#39;s, Parkinson&#39;s, or Alzheimer&#39;s disease. These ...

マンナンペースを用いた植物細胞壁多糖の構造解析

要約

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この動画の章

ショットガンプロテオミクスにある深さの特徴付けのためLERLIC-MS / MSおよびグルタミンの定量化およびアスパラギン脱アミド

炭水化物輸送基質結合タンパク質 SP0092 の生化学的および構造特性

植物の鉄含有量を測定するための比色定量法

多量ホモ測定器と無料、フリー、オープンソースの明るさ解析ソフトウェアを使用しての体外校正無料定量化

小角 x 線散乱による溶液中の高分子の構造研究

完全自律型の特性と生体高分子の結晶からのデータ収集

C.エレガンス体壁筋肉における生体内カルシウムイメージング

イオン交換クロマトグラフィー (IEX) 蛋白質の分離とキャラクタリゼーションの多角度光散乱 (MALS) に結合

多角光散乱に結合したサイズ排除クロマトグラフィーによるタンパク質の特性化(SEC-MALS)

蛍光生涯イメージングを用いたエージングC.エレガンスにおけるアミロイド構造の特徴

マンナン ペースを用いた植物細胞壁多糖の構造解析

要約

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ショットガンプロテオミクスにある深さの特徴付けのためLERLIC-MS / MSおよびグルタミンの定量化およびアスパラギン脱アミド

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多量ホモ測定器と無料、フリー、オープン ソースの明るさ解析ソフトウェアを使用しての体外校正無料定量化

小角 x 線散乱による溶液中の高分子の構造研究

完全自律型の特性と生体高分子の結晶からのデータ収集

C.エレガンス体壁筋肉における生体内カルシウムイメージング

イオン交換クロマトグラフィー (IEX) 蛋白質の分離とキャラクタリゼーションの多角度光散乱 (MALS) に結合

多角光散乱に結合したサイズ排除クロマトグラフィーによるタンパク質の特性化(SEC-MALS)

蛍光生涯イメージングを用いたエージングC.エレガンスにおけるアミロイド構造の特徴

マンナンペースを用いた植物細胞壁多糖の構造解析

多量ホモ測定器と無料、フリー、オープンソースの明るさ解析ソフトウェアを使用しての体外校正無料定量化