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요약

지방 조직 혈관 창시자에서 흰색과 베이지색 adipocytes의 차별화는 비만에 대사 개선 위한 잠재력을 맺는 다. 우리는 CD34 + CD31 + 인간의 지방에서 내 피 세포 격리 및 후속 시험관에 확장 및 차별화 흰색과 베이지색 adipocytes에 프로토콜을 설명합니다. 여러 다운스트림 응용 프로그램을 설명 합니다.

초록

비만 체형 비 통해 주로 지방 조직에의 개장 하는 광범위 한 함께 제공 됩니다. 극단적인 체형 성장 인슐린, 로컬 hypoxia, 그리고 염증에 빈약한 응답에 결과. 창시자에서 기능 흰색 adipocytes의 분화를 자극 하 여 체형 인구의 급진적인 비를 막을 수 있다, 따라서, 지방 조직의 대사 건강의 감소와 함께 향상 시킬 수 있습니다. 염증입니다. 또한, 베이 지/브라운 adipocytes의 분화를 자극 하 여 몸 전체 에너지 지출을 늘릴 수 있습니다, 체중 감소의 결과로. 이 이렇게 비만 공동 morbidities 2 형 당뇨병 및 심혈 관 질환 등의 개발을 방지할 수 있습니다.

이 종이 절연, 확장, 및 공동 CD31와 CD34 마커를 표현 하는 인간 지방 조직 내 피 세포의 부분 집합에서 흰색과 베이지색 adipocytes의 차별화에 설명 합니다. 메서드를 사용 하면 상대적으로 저렴 하 고 노동 집약 되지 않습니다. 그것은 인간의 지방 조직에 대 한 액세스를 요구 한다 고 피하 디포 샘플링에 대 한 적합 합니다. 이 프로토콜에 대 한 병 적으로 뚱뚱한 주제에서 신선한 지방 조직 샘플 [신체 질량 지 수 (BMI) > 35] bariatric 수술 절차 동안 수집 됩니다. Stromal 혈관 분수에서 순차적 immunoseparation를 사용 하 여, 충분 한 셀에서 작은 지방의 2-3 g로 생산 됩니다. 이러한 세포 문화에 10-14 일 동안 확장 될 수 있다, cryopreserved 수 그리고 통로 5-6까지 뿌리고 그들의 adipogenic 속성을 유지 합니다. 세포는 adipogenic 칵테일 인간 인슐린의 조합과 가진 주 작동 근 rosiglitazone을 사용 하 여 14 일에 대 한 처리 됩니다.

이 방법론 지방 내 피 세포에서 adipogenic 응답을 드라이브 하는 분자 메커니즘에 대 한 개념 실험의 증거를 얻기 위해 사용할 수 있습니다 또는 심사는 adipogenic을 향상 시킬 수 있는 새로운 약물에 대 한 응답도 흰색으로 감독 또는 베이 지/브라운 체형 차별화입니다. 작은 피하 biopsies을 사용 하 여,이 방법론을 화면 베이 지/브라운과 흰색 adipocytes 비만 공동 morbidities의 치료에 대 한 자극을 목적으로 하는 임상 시험에 대 한 응답자 비 과목으로 사용할 수 있습니다.

서문

최근의 증거는 쥐와 인간에서 지방 조직 맥 관 구조에 있는 셀의 하위 집합 분화 될 수 있다 중 흰색 또는 베이지색/브라운 adipocytes1,2,3으로 보여줍니다. 이러한 세포의 표현 형은 내 피 세포, 평활 근/pericyte, 또는 중간 고기4,5,,67의 스펙트럼을 지 원하는 증거와 함께 논쟁의 주제 이다. 이 방법론을 개발의 범위 CD34 + CD31 + 비만 인간에서 다른 지방 저장소에서 분리 된 내 피 세포의 adipogenic 잠재력을 테스트 했다. 문학에서 다른 연구는 잠재적인 또는 알려진된 체형 창시자2,,89의 총 stromal 혈관 분수의 adipogenic에 초점을 맞추고. 현재 기존 기술 마약 배달10에 대 한 내 피 세포를 지방 조직 구체적으로 타겟팅 할 수 있습니다, adipogenic을 같은 세포의 잠재력을 이해 흰색 또는 베이지색 adipocytes 향해 유도 이므로 중요 한 미래 치료 대상.

다른 그룹 보고 인간 지방 조직11,,1213에서 내 피 세포를 분리 하는 대리 모 알선으로 CD31와 CD34 마커의 조합. 일반적으로, 고립 2 개의 일련의 단계와 긍정적인 선택 마그네틱 비즈를 사용 하 여 사용 하 여 수행 됩니다. 이 보고서에서 immunoseparation CD34 + 자석 구슬 CD31 플라스틱 구슬과 결합을 사용 하 여 이용 되었다. 우리는이 기술은 전형적인 조약돌 내 피 형태학의 보존에 관하여 순차적 자석 immunoseparation에 우수한 발견. 또한, 확장 및 adipogenic 유도에서 작은 지방 1-2 g로 시작에 필요한 충분 한 세포를 생성할 수 있었습니다. 피하 지방의 작은 샘플 생 다운스트림 응용 프로그램에 대 한 셀의 필요한 수량을 생산 하기 위해 충분 하다. 이 점은 잠재적으로 중요 한 경우에 특히이 방법은 인체에 adipogenic 유도에 응답에 대 한 심사에 활용 됩니다.

다른 시스템과 달리 문학에서 보고,이 방법 활용 CD34 + CD31 + 세포의 adipogenic 유도 대 한만 두 재료: 가진 주 작동 근-rosiglitazone-및 인간의 인슐린. 중요 한 것은, 사용 하는 인슐린의 양을 순환 인간14post-absorptive 인슐린의 정상/높은 범위 내에서 넘어진다. 세포에는 생체 외에서Akt 인 산화에 의해 측정의 인슐린 응답의 정도 칵테일 유도에 대응 하는 능력 연결 되지 않습니다. 흥미롭게도,이 유도 칵테일 및 실험 조건을 사용 하 여, 흰색과 베이 지/브라운 셀의 혼합 얻은 했다 크기와 세포내 지질 방울과 분자 마커의 식의 숫자에 의해 결정 된 대로. 잠재적으로 차별화 된 베이지색의 균형을 변경할 수 있는 에이전트의 심사에 대 한 응답자 셀 (베이 지 화이트 )의 표현 형의 양적 평가 함께이 간단 하 고 비용 효율적인 유도 프로토콜 허용 : 화이트 adipocytes.

이 메서드는 또한 인간 지방 조직에서 혈관 내 피 창시자의 지질의 근본적인 메커니즘을 이해 하기 위한 변환 방법을 제공 합니다. 이 특정 격리/차별화 기술을 사용 하 여, 조사 야 위 고 뚱뚱한 인간의 다양 한 지방 창 고에서 책임 지질 혈관 내 피 세포의 하위 집합에 대 한 다양 한 경로 심문 수 있습니다.

프로토콜

동부 버지니아에서 제도적 검토 보드 위원회 연구 및 연구에 사용 하는 인간 지방 조직 샘플의 수집을 승인 했다. 정보 서 면된 동의 환자에서 수집 되었다.

1. 버퍼, 미디어, 악기의 준비

  1. Krebs Ringer Bicarbonate-Buffered 솔루션 (KRBBS) 준비: 135 m m 염화 나트륨, 5 m m 염화 칼륨, 황산 마그네슘 1 m m, 0.4 m m 칼륨 인산 염 염기, 5.5 m m 포도 당, 1mm 아데노신, 0.01% 항생제/antimycotic 혼합 (50 µ g/mL의 페니실린, 스, gentamicin의 30 µ g/mL, 암포의 15 ng/mL의 50 µ g/mL)와 10 mM HEPES (pH = 7.4). 이 솔루션은 조직 수집 및 소화에 대 한 때마다 신선한 준비가 되어 있습니다.
  2. 신선한 콜라 솔루션 준비: 1 mg/mL의 콜라, 입력 1, KRBSS; 3 mL/g의 지방 확인 합니다. 미리 따뜻한 조직 소화 전에 물 목욕에서 37 ° C에서 콜라 솔루션.
  3. CD34 셀 절연 버퍼 준비: 2% 태아 둔감 한 혈 청 (FBS)와 멸 균 인산 염 버퍼 식 염 수 (PBS)에 1 mM EDTA.
  4. 지질 미디어 준비: DMEM/F12, 5 %FBS, 페니실린/스, 1.25 µ L/mL (5 µ g/mL 또는 144 mU/mL), 인간 인슐린의 2.8 m m rosiglitazone (1 µ M)의 0.36 µ L/mL의 50 µ g/mL.
  5. 소 프로 파 놀의 100 mL으로 오로 0.3 g을 용 해 하 여 0.3% 기름 빨간 O (오로) 재고 솔루션 (무게/볼륨)를 준비 합니다.

2. 지방 Stromal 혈관 분수 절연

참고: 연구 morbidly 비만 타입-2 당뇨병 (T2D)와 비 당뇨병 주제, 18-65 세는 Sentara 신진 대사 및 체중 손실 수술 센터 (Sentara 의료 그룹, 노퍽, 버지니아)에 bariatric 수술의 횡단면 일대를 포함. 배제 기준 포함 타입-1 당뇨병 mellitus, 만성 면역 치료, 항 염증 제 약물, thiazolinendiones, 활성 담배 사용, 만성 또는 급성 감염, 또는 역사를 요구 하는 조건을 포함 한 자가 면역 질환 악성의 지난 12 개월 내 처리. T2D는 단식 플라스마 포도 당 126 mg/dL 이상, 200 mg/dl 이상 2 시간 포도 당 내성 검사, 후 포도 당 또는 antidiabetic 약물의 사용으로 정의 되었다.

  1. Bariatric 수술 인체에서 인간의 omental (OM) 및 피하 (SC) 지방이 많은 직물 (AT)를 수집 합니다.
  2. 옴 및 사우스 캐롤라이나에 행 크의 버퍼링 소금 솔루션 페니실린/스 실 온에서의 50 µ g/mL를 포함 하는 조직 추출 후 즉시 별도 튜브 하십시오.
  3. 신중 하 게 청소 하 고 샘플 조직 추출 후 실험실에 도착 하는 때 70% 에탄올 swabbed가 위, 핀셋을 사용 하 여 조직의 거리와 멎 섹션을 제거 합니다.
  4. It 5 g (또는 적은) aliquots 콜라 소화에 대 한 파티션 및 지방 조직 무게.
  5. 정밀 하 게가 위의 두 쌍을 사용 하 여 실내 온도에, 섬광 유리병 콜라 솔루션의 5 mL에 AT의 5 g을 말하다.
  6. 15 ml 총 다진된 조직에 콜라 솔루션의 추가 10 mL를 추가 합니다.
  7. 연속 떨고와 물 욕조에 37 ° C에서 1 시간에 대 한 샘플을 소화.
  8. 무뚝뚝한 끝을 20 mL 주사기에서 끝을 잘라.
  9. 250 µ m 메쉬에서 9 cm x 9 cm 사각 고 무뚝뚝한 끝 주사기를 사용 하 여 50 mL 원뿔 튜브에 밀어 중간.
  10. 20 mL 무뚝뚝한 끝 주사기와 소화 되지 않은 조직에서 adipocytes, 혈관 stromal 세포를 분리 하 50 mL 원뿔 튜브에 250 µ m 나일론 메쉬 통해 필터에 샘플을 부 어.
    참고: 메쉬 초과 거리 소화 되지 않은 자료로 인해 막힌 얻을 것 이다으로 50 mL 원뿔 튜브, 당의 이상의 5 g를 사용 하지 마십시오.
  11. 그리고 KRBBS의 10 mL와 함께 섬광 유리병 세척 후 잔류 세포를 수집 하는 필터를 통해 그것을 부 어.
  12. 실 온에서 5 분에 대 한 필터링 된 샘플을 품 어.
    참고:이 단계는 adipocytes 플 로트 튜브의 하단에 정착 하는 튜브의 상단 및 stromal 혈관 세포의 일부에 대 한 허용 해야 합니다.
  13. 20 mL 주사기 및 20 G x 6 pipetting 바늘 stromal 혈관 일부 레이어를 제거 하 고 깨끗 한 50 mL 원뿔 튜브에 전송에 이용 한다.
  14. KRBBS의 10 mL을 추가 하 고 샘플을 실 온에서 5 분 동안 벤치에 앉아 허용.
  15. 2.12-2.14 단계를 두 번 반복 합니다.
    참고:이 단계는 부동 adipocytes와 stromal 혈관 세포의 오염 없이 지킬 것 이다.
  16. 다음 단계에 설명 된 대로 추가 처리를 위해 얼음에 두 플랫폼에서 stromal 혈관 분수를 유지.
    참고: 두지 마십시오 셀 1 시간 이상에 대 한 얼음이 세포 생존 능력에 영향을 있을 수 있습니다. adipocytes 플래시-장기 저장을 위한 액체 질소에서 냉동 또는 신선한 실험을 위해 사용.

3입니다. 지방 조직 내 피 세포의 고립

  1. 4 ° c.에 5 분 동안 500 x g 에서 stromal 혈관 분수 (SVF) 회전
  2. 원심 분리기에서 샘플을 제거 하 고 상쾌한;에서 신중 하 게 부 어 SVF 셀을 포함 하는 펠 릿을 유지.
  3. 부드럽게 PBS의 5 mL에 셀 펠 릿 resuspend.
    참고: AT 센터의 5 g 이상의 여러 aliquots (단계 2.4 참조)으로 처리 된 경우 수영장 셀 펠 릿 함께.
  4. 4 ° c.에 5 분 동안 500 x g 에서 샘플을 회전
  5. 제거는 상쾌한, resuspend, PBS의 1 mL에 셀과 셀.
    참고: 여기는 자동 셀 카운터 셀 계산을 위해 사용 되었다. 세포 생존 능력 acridine 오렌지/propidium 요오드 화물 (AO/PI) 솔루션의 12 µ L로 세포 현 탁 액의 12 µ L를 혼합 하 여 얻은 ( 재료의 표참조). 각 창 고에 대 한 AT의 그램 당 세포의 평균 수는: (a) 옴 창 고: 1.69 x 105 ± 4.51 x 104; (b) SC 서비스 센터: 105 ± 6.45 x 104x 1.24. 두 플랫폼에서 세포의 생존 능력은 > 90%.
  6. 작은 샘플 500 x g 4 ° c.에 5 분에서
    참고: CD34 immunomagnetic 선택 프로토콜 단계 3.7-3.15 적응 했다 ( 재료의 표참조).
  7. CD34 절연 버퍼의 100 µ L에 펠 릿을 resuspend.
    참고: 총 셀 카운트 해야 다음 다시 서 스 펜 션 볼륨: (a) < 2 x 107 셀: 100 µ L;에서 펠 릿 resuspend (b) 2 108–5 x 108 셀 배: 1 mL에 펠 릿을 resuspend. 단계 3.9-3.16, 사용 시 약의 볼륨은 축소에 대 한 < 2 x 107 셀.
  8. CD34 칵테일의 10 µ L을 추가 하 고 실 온에서 15 분에 대 한 샘플을 품 어.
  9. 마그네틱 구슬의 5 µ L을 추가 하 고 실 온에서 10 분에 대 한 샘플을 품 어.
  10. 각 샘플을 CD34 절연 버퍼의 2.5 mL을 추가 하 고 실 온에서 5 분에 대 한 자석으로 샘플을 배치.
  11. 5 자석 반전 부 절연 버퍼 어 s.
  12. 자석에서 샘플을 제거 하 고 3.10과 3.11 4 x 단계를 반복 합니다.
  13. 자석에서 튜브를 제거 하 고 CD34 절연 버퍼의 2 개 mL를 추가 합니다.
  14. 4 ° c.에 5 분 동안 500 x g 에서 셀 펠 렛
  15. CD34 절연 버퍼의 1 mL에 셀 펠 릿 resuspend 및 셀.
    참고: 여기, AT의 그램 당 세포의 평균 수는: (a) 옴 창 고: 4.75 x 104 ± 3.36 x 104; (b) SC 디포: 1.06 x 104 ± 9.53 x 103. CD31 플라스틱 immunobead 프로토콜 단계 3.16-3.34 ( 재료의 표참조)에 대 한 적응 했다.
  16. 5 분 동안 500 x g 에서 셀 작은 고 버퍼 b 250 µ L에 250 µ L 워시 버퍼의 펠 릿을 resuspend.
  17. 철저 하 게 vortexing 튜브에 의해 CD31 구슬 resuspend.
  18. CD31 구슬의 20 µ L를 추가 합니다.
    참고: 때문에 총 셀 계산 > 1 x 106, 볼륨 제조업체의 입력에 따라 축소 했습니다.
  19. 실 온에서 30 분, 락과 샘플을 품 어.
  20. 살 균 50 mL 원뿔 튜브에 스 트레이너를 연결 합니다.
    참고: 위에 여과기의 더 큰 개통 되어야 합니다.
  21. 셀 분리 이전 equilibrate는 여과기를 세척 버퍼의 1 mL를 추가 합니다. 단계 3.16는 여과기를 생성 된 혼합물을 적용 합니다.
  22. 20 mL의 전체 볼륨에 대 한 원형 모션 워시 버퍼의 5 mL와 여과기를 세척. 살 균 50 mL 원뿔 튜브에 커넥터를 연결 하 고 luer 잠금 닫습니다.
  23. 커넥터는 여과기를 연결 합니다. 스 트레이너의 벽을 따라 워시 버퍼의 1 mL를 추가 합니다. 활성화 된 버퍼 D는 스 트레이너의 벽을 따라 1 mL를 추가 합니다. 샘플을 부드럽게 소용돌이 고 실 온에서 10 분 동안 품 어.
  24. 워시 버퍼의 1 mL를 추가 합니다. 10 배 아래로 pipetting으로 구슬에서 세포를 구분 합니다.
    참고: 공기 거품을 생성 하지 마십시오.
  25. Luer 잠금 열고 50 mL 원뿔 관으로 흐름을 분리 된 세포를 허용 합니다. 스 트레이너 10 세척 세척 버퍼 각 시간의 1 mL x.
  26. 커넥터와 여과기 취소 및 4 ° c.에서 10 분 동안 300 x g 에서 샘플을 원심 문화에 대 한 완전 한 EGM-2 미디어의 2 mL에 셀 펠 릿을 resuspend.
    참고:이 시점에서의 그램 당 세포의 평균 수는: (a) 옴 창 고: 5.92 x 103 ± 4.27 x 103; (b) SC 디포: 4.12 x 103 ± 2.1 x 103. 두 플랫폼에서 셀의 90% 이상 이었다.

4. 지질 격리 된 내 피 세포에서의 유도

  1. 37 ° C, 5% CO2 배양 기에서에서 완전 한 EGM-2 미디어와 6 잘 조직 문화 취급 플레이트에 셀 성장. 대체 미디어 셀 80-90%의 합류를 도달할 때까지 매 3-4 일.
    참고: 2-3 일 사이 배로 인구.
  2. 100 mm 페 트리 접시에 그들을 도금 하 여 셀을 확장 하 고 1:3 번 셀을 분할. 이 단계에서 세포 통행 2에 있습니다.
  3. 수 자동 셀을 사용 하 여 셀 카운터 ( 재료의 표참조).
  4. 6 잘 플레이트 각 서비스 센터와 문화 그들에 2 일 동안 EGM-2 미디어를 완료에 대 한 중복 우물 보장으로 씨 약 100-200, 000 셀입니다.
  5. 어떤 성장 매체 떨어져 발음 하 고 5 %DMEM / F12의 2 mL FBS 50 µ g/mL 페니실린/스 컨트롤에 대 한 세포 및 지질 미디어 (단계 1.4 참조) 치료 세포의 2 mL와 함께 그것을 대체 하 고.
  6. 37 ° c 습도 5%에서 세포를 품 어 CO2 인큐베이터 13 일에 대 한 대체 해당 미디어 매 3 ~ 4 일.
    참고: 셀 치료의 4 일 후 지질 축적 시작 됩니다.
  7. 오로 빨간 게시 방법15-17에 따라 얼룩 나 일을 수행 합니다.
  8. RNA 추출에 대 한 셀을, 6-잘 유도 오븐에서 미디어를 제거 하 고 살 균 PBS의 1 mL와 함께 그것을 씻어.
  9. Guanidium 안산 클로 페 놀 프롬-솔루션의 350 µ L 추가 ( 재료의 표참조) 각 음을 5-10 분 동안 실내 온도에 그것을 품 어.
  10. 셀 셀 스 크레이 퍼를 사용 하 여 격판덮개 떨어져 긁 고 1.5 mL microcentrifuge 튜브에 세포를 전송.
    참고: 샘플 RNA 추출 및 추가 나중에 처리-80 ° C 냉동 실에 저장할 수 있습니다.
  11. 적응된 RNA 추출을 사용 하 여 샘플에서 mRNA를 추출 ( 재료의 표참조) 프로토콜.
  12. 실시간 중 합 효소 연쇄 반응 (RT-PCR) 다음 프로브를 사용 하 여 유전자 발현을 평가 하기 위해 수행: adiponectin, UCP-1, 그리고 CIDEA ( 재료의 표참조).
    참고: 여기, RT-PCR 절차 실행 되었다 다음과 같은 표준 프로토콜을 사용 하 여: 변성 (95 ° C, 15 s), 어 닐 링, 그리고 40 사이클에 대 한 확장 (60 ° C, 1 분). CT 값으로 유전자 표현 샘플 > 35 탐지 여겨졌다.

결과

우리의 프로토콜 CD34 + CD31 + 다른 플랫폼의 인간 지방 조직에서 혈관 세포의 adipogenic 잠재력을 결정 하기 위해 생체 외에서 접근을 제공 하는 것을 목표로. 간단한 순서도 다이어그램 그림 1A에 표시 됩니다. 셀을 표현 CD34의 긍정적인 선택을 사용 하 여 첫 번째 단계 갓 고립 된 세포 (그림 1A)의 인구에서 CD34 + 세포 > 95%에?...

토론

이 종이의 초점 절연, 확장 및 adipogenic CD34 + CD31 + 인간 지방 조직의 내장과 피하 창 고에서 내 피 세포의 유도 대 한 방법론을 제공 하는 것입니다.

설치류 또는 인간 CD31 항 체 붙일 표시 또는 자석 구슬18, 결합을 사용 하 여 주로 기법을 포함 하는 다양 한 혈관 침대에서 내 피 세포의 고립에 대 한 보고 된 방법론 19 ,

공개

저자는 공개 없다.

감사의 말

저자 베 키 마르케스, Sentara Bariatric 센터 환자 검사 및 동의의 과정으로 그녀의 지원에 대 한 임상 코디네이터를 인정 하 고 싶습니다. 이 연구는 머 디 Dobrian에 R15HL114062에 의해 지원 되었다.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments

Large Equipment

Biosafety Cabinet

Nuaire

nu-425-400

Cell Culture Incubator

Thermo-Fisher Scientific

800 DH

Water Bath

Forma Scientific

2568

Reciprocal Shaker

RT-PCR Machine

BIO-RAD

CFX96-C1000

Electrophoresis Box

BIO-RAD

Mini PROTEAN 3 Cell

Transblot Box

BIO-RAD

Mini Trans-Blot Cell

Electrophoresis Power Supply

BIO-RAD

PowerPac Basic

ELISA Reader

Molecular Devices

SpectraMax M5

Blot Reader

LI-COR

Odyssey

Near Infrared

Refrigerated Centrifuge

Eppendorf

5810 R

Tabletop Centrifuge

Eppendorf

MiniSpin Plus

Fluorescent Microscope

Olympus

BX50

Inverted Microscope

Nikon

TMS

KRBSS Buffer

HEPES

Research Products International

H75030

Sodium bicarbonate

Sigma-Aldrich

792519

Calcium chloride dihydrate

Sigma-Aldrich

C7902

Potassium phosphate monobasic

Sigma-Aldrich

P5655

Magnesium sulfate

Sigma-Aldrich

M2643

Sodium chloride

Sigma-Aldrich

746398

Sodium phosphate monobasic monohydrate

Sigma-Aldrich

S9638

Potassium chloride

Sigma-Aldrich

P9333

Glucose

Acros Organics

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Adenosine

Acros Organics

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Bovine Serum Albumin

GE Healthcare Bio-Sciences

SH30574.02

Penicillin/Streptomycin

Thermo-Fisher Scientific

15070063

Tissue Digestion

20 mL Syringe

Global Medical

67-2020

Nylon Mesh, 250 µm

Sefar

03-250/50

Pipetting Needles

Popper

7934

Fine Scissors

Fine Science Tools

14058-11

Tissue Forceps

George Tiemann & Co

160-20

Collagenase, Type I

Worthington Biochemical

LS004196

Petri Dishes, 100 mm

USA Scientific

5666-4160

TC Treated

Eppendorf Tubes, 1.5 mL

USA Scientific

1615-5500

Conical Tubes, 15 mL

Nest Scientific

601052

Conical Tubes, 50 mL

Nalgene

3119-0050

Scintillation Vials

Kimble

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Tissue Dicing

Cell Isolation

Cellometer

Nexcelom

Auto 2000

Cellometer Slides

Nexcelom

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Cellometer Viability Stain

Nexcelom

CS2-0106-5mL

Acridine Orange/Propidium Iodine

Anti-CD34 Magnetic Beads

StemCell Technologies

18056

Kit

EasySep Magnet

StemCell Technologies

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Anti-CD31 Plastic Beads

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19-03100-10

pluriSelect 10x Wash Buffer

pluriSelect USA

60-00080-10

pluriSelect Connector Ring

pluriSelect USA

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pluriSelect Detachment Buffer

pluriSelect USA

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pluriSelect Incubation Buffer

pluriSelect USA

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pluriSelect S Cell Strainer

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Cell Culture

6-well Plates

USA Scientific

CC7682-7506

TC Treated

4-well chambered slides

Corning Life Sciences

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Fibronectin coated

4-well chambered slides

Thermo-Fisher Scientific

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Uncoated glass

Human Adipose Microvascular Endothelial Cells (HAMVEC)

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Endothelial Cell Media (ECM)

ScienCell Research Laboratories

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Thermo-Fisher Scientific

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Fetal Bovine Serum (FBS)

Rocky Mountain Biologicals

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Humalog

Rosiglitazone

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Prepared in isopropanol

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JumpStart PCR Polymerase

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Hot start, with PCR Buffer N

Magnesium Chloride Solution

Sigma-Aldrich

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3 mM final in PCR reaction

dNTPs

Promega

U1515

TaqMan AdipoQ

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TaqMan CIDEA

Thermo-Fisher Scientific

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TaqMan RPL27

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TaqMan UCP1

Thermo-Fisher Scientific

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BCA Assay

Sigma-Aldrich

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Kit

Bis-acrylamide

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Ammonium Persulfate

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TEMED

BIO-RAD

1610800

Tris

Sigma-Aldrich

T1503

Glycine

BIO-RAD

1610718

Sodium Dodecal Sulfate

Sigma-Aldrich

L3771

EDTA

Fisher Scientific

S311-100

Bromophenol Blue

Sigma-Aldrich

B8026

Blot Membrane

EMD Millipore

IPFL00010

Methanol

Fisher Scientific

A452-SK4

Odyssey Blocking Buffer, Tris

LI-COR

927-50000

Anti-AKT antibody

Cell Signaling Technology

2920S

Mouse monoclonal

Anti-pAKT antibody

Cell Signaling Technology

9271S

Rabbit polyclonal

Anti-UCP1 antibody

Abcam

ab10983

Rabbit polyclonal

Anti-Mouse IgG antibody

LI-COR

926-68070

Goat Polyclonal, IRDye 680RD

Anti-Rabbit IgG antibody

LI-COR

926-32211

Goat Polyclonal, IRDye 800CW

Anti-Rabbit IgG antibody

Jackson ImmunoResearch

111-025-003

Goat Polyclonal, TRITC

Phosphate Buffer Saline

Thermo-Fisher Scientific

10010049

37% Formaldehyde Solution

Electron Microscopy Sciences

15686

4% solution for cell fixation

Normal Goat Serum

Vector Laboratories

S-1000

10% blocking solution

Triton X-100

Sigma-Aldrich

X-100

0.1% permeabilization solution

DAPI

Thermo-Fisher Scientific

D1306

Calcein AM

Thermo-Fisher Scientific

65-0853-39

Cell fluorescent visualization

Matrigel Basement Membrane Matrix

Corning Life Sciences

356231

Growth factor reduced

DiI labeled Acetylated LDL

Thermo-Fisher Scientific

L3484

참고문헌

  1. Tang, W., et al. White fat progenitor cells reside in the adipose vasculature. Science. 322 (5901), 583-586 (2008).
  2. Lee, Y. H., Petkova, A. P., Granneman, J. G. Identification of an adipogenic niche for adipose tissue remodeling and restoration. Cell Metabolism. 18 (3), 355-367 (2013).
  3. Min, S. Y., et al. Human 'brite/beige' adipocytes develop from capillary networks, and their implantation improves metabolic homeostasis in mice. Nature Medicine. 22 (3), 312-318 (2016).
  4. Gupta, R. K., et al. Zfp423 expression identifies committed preadipocytes and localizes to adipose endothelial and perivascular cells. Cell Metabolism. 15 (2), 230-239 (2012).
  5. Tran, K. V., et al. The vascular endothelium of the adipose tissue gives rise to both white and brown fat cells. Cell Metabolism. 15 (2), 222-229 (2012).
  6. Rodeheffer, M. S., Birsoy, K., Friedman, J. M. Identification of white adipocyte progenitor cells in vivo. Cell. 135 (2), 240-249 (2008).
  7. Scott, M. A., Nguyen, V. T., Levi, B., James, A. W. Current methods of adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Stem Cells and Development. 20 (10), 1793-1804 (2011).
  8. Macotela, Y., et al. Intrinsic differences in adipocyte precursor cells from different white fat depots. Diabetes. 61 (7), 1691-1699 (2012).
  9. Lee, Y. H., Petkova, A. P., Mottillo, E. P., Granneman, J. G. In vivo identification of bipotential adipocyte progenitors recruited by beta3-adrenoceptor activation and high-fat feeding. Cell Metabolism. 15 (4), 480-491 (2012).
  10. Xue, Y., Xu, X., Zhang, X. Q., Farokhzad, O. C., Langer, R. Preventing diet-induced obesity in mice by adipose tissue transformation and angiogenesis using targeted nanoparticles. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (20), 5552-5557 (2016).
  11. Villaret, A., et al. Adipose tissue endothelial cells from obese human subjects: differences among depots in angiogenic, metabolic, and inflammatory gene expression and cellular senescence. Diabetes. 59 (11), 2755-2763 (2010).
  12. Miranville, A., et al. Improvement of postnatal neovascularization by human adipose tissue-derived stem cells. Circulation. 110 (3), 349-355 (2004).
  13. Sengenes, C., Lolmede, K., Zakaroff-Girard, A., Busse, R., Bouloumie, A. Preadipocytes in the human subcutaneous adipose tissue display distinct features from the adult mesenchymal and hematopoietic stem cells. Journal of Cellular Physiology. 205 (1), 114-122 (2005).
  14. Moller, D. E., Flier, J. S. Insulin resistance--mechanisms, syndromes, and implications. The New England Journal of Medicine. 325 (13), 938-948 (1991).
  15. Pittenger, M. F., et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science. 284 (5411), 143-147 (1999).
  16. Novikoff, A. B., Novikoff, P. M., Rosen, O. M., Rubin, C. S. Organelle relationships in cultured 3T3-L1 preadipocytes. The Journal of Cell Biology. 87 (1), 180-196 (1980).
  17. Satish, L., et al. Expression analysis of human adipose-derived stem cells during in vitro differentiation to an adipocyte lineage. BMC Medical Genomics. 8 (41), (2015).
  18. Gimbrone, M. A., Cotran, R. S., Folkman, J. Human vascular endothelial cells in culture. Growth and DNA synthesis. The Journal of Cell Biology. 60 (3), 673-684 (1974).
  19. Burridge, K. A., Friedman, M. H. Environment and vascular bed origin influence differences in endothelial transcriptional profiles of coronary and iliac arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 299 (3), H837-H846 (2010).
  20. Paruchuri, S., et al. Human pulmonary valve progenitor cells exhibit endothelial/mesenchymal plasticity in response to vascular endothelial growth factor-A and transforming growth factor-beta2. Circulation Research. 99 (8), 861-869 (2006).
  21. Hewett, P. W., Murray, J. C. Human microvessel endothelial cells: isolation, culture and characterization. In Vitro Cellular & Development Biology. 29 (11), 823-830 (1993).
  22. Hewett, P. W., Murray, J. C. Human lung microvessel endothelial cells: isolation, culture, and characterization. Microvascular Research. 46 (1), 89-102 (1993).
  23. Hewett, P. W., Murray, J. C., Price, E. A., Watts, M. E., Woodcock, M. Isolation and characterization of microvessel endothelial cells from human mammary adipose tissue. In Vitro Cellular & Development Biology. 29 (4), 325-331 (1993).
  24. Xiao, L., McCann, J. V., Dudley, A. C. Isolation and culture expansion of tumor-specific endothelial cells. Journal of Visualized Experiments. (105), e53072 (2015).
  25. Berry, R., Rodeheffer, M. S., Rosen, C. J., Horowitz, M. C. Adipose tissue residing progenitors (adipocyte lineage progenitors and adipose derived stem cells (ADSC). Current Molecular Biology Reports. 1 (3), 101-109 (2015).
  26. Zhou, L., et al. In vitro evaluation of endothelial progenitor cells from adipose tissue as potential angiogenic cell sources for bladder angiogenesis. PLoS One. 10 (2), e0117644 (2015).
  27. Curat, C. A., et al. From blood monocytes to adipose tissue-resident macrophages: induction of diapedesis by human mature adipocytes. Diabetes. 53 (5), 1285-1292 (2004).
  28. Sidney, L. E., Branch, M. J., Dunphy, S. E., Dua, H. S., Hopkinson, A. Concise review: evidence for CD34 as a common marker for diverse progenitors. Stem Cells. 32 (6), 1380-1389 (2014).
  29. Traktuev, D. O., et al. A population of multipotent CD34-positive adipose stromal cells share pericyte and mesenchymal surface markers, reside in a periendothelial location, and stabilize endothelial networks. Circulation Research. 102 (1), 77-85 (2008).
  30. Frontini, A., Giordano, A., Cinti, S. Endothelial cells of adipose tissues: a niche of adipogenesis. Cell Cycle. 11 (15), 2765-2766 (2012).
  31. Sengenes, C., Miranville, A., Lolmede, K., Curat, C. A., Bouloumie, A. The role of endothelial cells in inflamed adipose tissue. Journal of Internal Medicine. 262 (4), 415-421 (2007).
  32. Ong, W. K., et al. Identification of specific cell-surface markers of adipose-derived stem cells from subcutaneous and visceral fat depots. Stem Cell Reports. 2 (2), 171-179 (2014).
  33. Ong, W. K., Sugii, S. Adipose-derived stem cells: fatty potentials for therapy. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 45 (6), 1083-1086 (2013).
  34. Tchkonia, T., et al. Abundance of two human preadipocyte subtypes with distinct capacities for replication, adipogenesis, and apoptosis varies among fat depots. American Journal of Physiology-Endocrinoloy and Metabolism. 288 (1), E267-E277 (2005).
  35. van de Vyver, M., Andrag, E., Cockburn, I. L., Ferris, W. F. Thiazolidinedione-induced lipid droplet formation during osteogenic differentiation. Journal of Endocrinology. 223 (2), 119-132 (2014).

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