압력 볼륨 루프 분석에 의해 결정된 β 부전 자극에 대한 심장 반응

요약

여기에서 우리는 마우스에 있는 본질적인 심장 기능 및 β 부전 예비를 결정하기 위하여 정맥 내 주입된 isoproterenol의 증가 복용량에서 심장 압력 볼륨 루프 분석을 기술합니다. 우리는 압력 볼륨 루프 측정을 위해 수정 된 오픈 가슴 접근 방식을 사용하며, 여기에는 양극 기만 압력이있는 환기가 포함됩니다.

초록

심장 기능의 결정은 심장에 특정 치료의 효과를 특성화하기 위해 심혈관 질환의 동물 모델에서 강력한 엔드포인트 분석이다. 유전 조작의 타당성 때문에 마우스는 심장 기능을 공부하고 새로운 잠재적인 치료 표적을 찾아서 가장 일반적인 포유류 동물 모형이 되었습니다. 여기서 우리는 기저 조건 동안 및 이소프로테레놀의 증가 농도의 정맥 주입에 의하여 β 부전 자극 의 밑에 압력 볼륨 루프 측정 및 분석을 사용하여 생체 내 심장 기능을 결정하는 프로토콜을 기술합니다. 우리는 개방 된 가슴 측정 중에 부정적인 영향을 개량하기 위한 긍정적 인 종기 기류 압력을 고려하여 환기 지원, 절차 중 통증으로 인한 통제 할 수없는 심근 스트레스를 피하기 위한 강력한 진통제 (Buprenorphine)를 포함한 정제 된 프로토콜을 제공합니다. 가능한 함정에 대한 절차및 논의에 대한 상세한 설명은 고도로 표준화되고 재현 가능한 압력 볼륨 루프 분석을 가능하게 하여 가능한 방법론적 편견을 방지하여 실험 집단에서 동물의 배제를 감소시킵니다.

서문

심혈관 질환은 일반적으로 심장 기능에 영향을 미칩니다. 이 문제는 동물 성 질병 모델에서 생체 내 상세한 심장 기능을 평가하는 데 중요성을 지적합니다. 동물 실험은 3Rs(3R) 안내 원리(감소/정제/교체)의 프레임으로 둘러싸여 있습니다. 현재 발달 수준에서 전신 반응(즉, 심혈관 질환)과 관련된 복잡한 병리를 이해하는 경우, 주요 옵션은 사용 가능한 방법을 구체화하는 것이다. 정제는 또한 분석 및 결론의 힘을 향상 감소 감소로 인해 필요한 동물 수의 감소로 이어질 것입니다. 또한, 신경신경 자극에 의해 유도된 심장질환의 동물모델과 심장수축 측정을 병행하거나, 예를 들어 변경된 카테콜아민/β-부전 수치^{1,2,3,4등을}모방한 대동맥 밴딩과 같은 압력 과부하에 의해, 전임상 연구를 위한 강력한 방법을 제공한다. 카테터 기반 방법은 심장^{수축도 5의}심층 평가를 위해 가장 널리 사용되는 접근법으로 남아 있음을 고려하여, 우리는 이^접근법의특정 파라미터의 평가를 포함하여 이전 경험을 기반으로 β-adrenergic 자극 동안 마우스에서 생체 내 심장 기능의 정제된 측정을 소개하는 것을 목표로 하고^{있다. 7}.

이미징 또는 카테터 기반 기술을 포함하는 심장 혈역학 적 매개 변수 접근 방식을 결정하기 위해 사용할 수 있습니다. 두 옵션 모두 각각의 과학적 질문에 대해 신중하게 고려해야 할 장점과 단점을 동반합니다. 이미징 접근법은 에코카피그래피 및 자기 공명 영상(MRI)을 포함합니다. 둘 다 마우스에서 성공적으로 사용되었습니다. 심초음파 측정은 마우스의 높은 심박수에 필요한 고속 프로브에서 높은 초기 비용을 포함; 비교적 간단한 비침습적 접근 방식이지만 이상적으로 심장 구조를 인식하고 시각화하는 데 이상적으로 경험해야 하는 운전자들 사이에서는 변이합니다. 또한 압력 측정을 직접 수행할 수 없으며 크기 크기와 유량 측정의 조합으로 계산을 얻을 수 있습니다. 한편, 질병 진행 시, 예를 들어, 동일한 동물 및 심장 기능에서 여러 측정을 수행할 수 있다는 장점이 있다. 부피 측정과 관련하여, MRI는 금 표준 절차이지만, 에코카디그래피와 유사하게, 직접 압력 측정이 불가능하고 프리로드 종속 파라미터만^8을얻을 수 있다. 제한 요인은 가용성, 분석 노력 및 운영 비용도 있습니다. 여기서 카테터 기반 방법은 심장 내 압력의 직접적인 모니터링과 사전 로드 모집 스트로크 작업(PRSW)^9와같은 부하 독립적 수축 파라미터의 결정을 추가로 허용하는 좋은 대안이다. 그러나 압력 전도도 카테터(전도도 측정을 통해)에 의해 측정된 심실 부피는 MRI의 것보다 작지만 그룹 차이는 동일한^{범위(10)에서}유지된다. 신뢰할 수 있는 볼륨 값을 결정하기 위해서는 해당 교정이 필요하며 이는 PVL 측정 중에 중요한 단계입니다. 상기 고독식식염수의 볼루스 주입 시 심근의 병렬 전도도에 대한 생체 내 분석과 부피 보정 된 큐벳(부피로전도의 변환)에서 혈액 전도도의 전생체^{측정을 결합한다11,12.} 그 외에도, 심실 내부의 카테터의 위치와 심실의 세로 축을 따라 전극의 올바른 방향은 그들에 의해 생성 된 주변 전기 장의 검출 능력에 매우 중요합니다. 여전히 마우스 심장의 크기가 감소하면 카테터의 정맥 내 방향의 변화에 의해 생성 된 유물을 피할 수 있으며, 심지어 확장 된 심실^{5,10에서도}유물은 β 인내 자극^6,13에서진화 할 수 있습니다. 전도방법 추가로 착적단계의 개발이 나타났지만, 여기서 볼륨값은^{오히려 과대평가된다 14,15.}

마우스는 심장 혈관 연구와 β 가장 중요한 전임상 모델 중 하나이기 때문에-심장의 부전 예비는 심장 생리학 및 병리학에 대한 핵심 적인 관심사이므로, 여기서 우리는 β-adrenergic 자극 중 PVL 측정에 의해 마우스에서 생체 내 심장 기능을 결정하는 정제 된 프로토콜을 제시합니다.

프로토콜

모든 동물 실험은 카를스루에 지역 위원회와 하이델베르크 대학의 규정에 따라 승인및 수행되었다 (AZ 35-9185.82 / A-2/15, AZ 35-9185.82/A-18/15, AZ 35-9185.81/G131/15, AZ 35-9185.81/G121/17) 과학목적으로 사용되는 동물의 보호에 관한 유럽 의회의 지침 2010/63/EU지침에 부합한다. 이 프로토콜에 도시된 데이터는 야생 형 C57Bl6/N 남성 마우스(17± 1.4주)로부터 파생된다. 마우스는 하이델베르크 의학 학부의 동물 시설 (IBF)에서 지정된 병원체없는 조건하에서 유지되었다. 마우스는 12시간 밝은 어두운 주기에 수용되었으며, 상대 습도는 56-60%, 시간당 15회 공기 변화, 실온 22°C +/- 2°C입니다. 그들은 기존의 케이지 타입 II 또는 II형에 오랫동안 동물 침구와 조직 용지를 농축으로 제공했습니다. 표준 오토클레이브 식품과 오토클레이브 워터는 광고 리비도를섭취할 수 있었다.

1. 계측기 및 약물 솔루션 준비

1. 중앙 정맥 카테터: 마이크로 튜브(외부 직경 0.6mm)를 ~20cm 길이의 카테터 튜브로 자릅니다. 집게를 사용하여 튜브의 한쪽 끝을 23 게이지 캐뉼라 끝에 당깁니다. 대각선으로 튜브의 다른 쪽 끝을 잘라 대퇴 정맥을 관통 할 수있는 날카로운 팁을 만들 수 있습니다.
2. 내막피튜브: 관착튜브의 경우 20게이지 베니쿤크투르-캐뉼라3cm를 잘라 주사기 부착물을 제거합니다.
   1. 관착 튜브가 인공호흡기 연결에 완벽하게 맞지 않으면 환기 장치가 연결된 튜브 의 끝에 파라필름을 싸십시오. 연결은 두껍게(도1A)에의해 안정적이고 밀봉되어야 합니다. 20 게이지 베니언크-캐뉼라의 금속 가이드 핀을 2.7cm로 단축하고 삽관 보조로 사용하십시오. 기관체의 시각화를 용이하게 하기 위해 광섬유를 포함하는 관관에 대한 정제된 접근법은 또한 Das 및^{협력자(16)에}의해 잘 설명된다.
3. 삽관에 사용되는 마취 혼합물: 헤파린(1000 IU/mL)의 200 μL을 0.9% NaCl의 50 μL과 750 μL의 2 mg/mL 에토미데이트와 혼합하여 오일 인 워터 에멀젼 기반 제품에서 사용합니다. 각 마우스(0.1 mg/kg BW Buprenorphine 10 mg/kg BW etomidate)에 대해 7 μL/g 의 체중(BW)을 사용하십시오.
4. 근육 이완제: 녹여 100 판큐로늄 브로마이드의 mg 에 100 mL 의 0.9% NaCl. 각 마우스에 1.0 μL/g 의 체중(1 mg/kg BW)을 사용하십시오.
5. 이소프로테레놀 용액: 0.9% NaCl(1 μg/μL)의 100mL에 이소프로테레놀 100 mg을 용해하십시오. 다음 희석제(표1)를준비하고 각각 1mL 주사기로 옮김한다.
   1. 희석 1을 얻으려면 주식을 희석 1:1.8로 희석하십시오. 희석 2를 얻으려면 주식을 희석 1:6. 희석 3을 얻으려면 희석 1을 1:10으로 희석하십시오. 마지막으로 희석 4를 1:10 희석2로 얻습니다.
6. 15% Hypertonic NaCl (w/v): 0.45 μm 모공 주사기 필터로 용액을 0.45 μm 모공 주사기 필터로 10mL의 10mL에서 0.9% NaCl의 1.5g을 녹입니다.
7. 12.5% 알부민 용액(w/v): 소 세럼 알부민 1.25g을 10mL에 0.9% NaCl로 녹입니다. 37°C에서 30분 동안 용액을 배양합니다. 실온으로 식히고 0.45 μm 모공 주사기 필터로 용액을 필터링합니다.
8. 설치 준비: 가열 판을 먼저 전환하여 39-40°C로 설정합니다. 가열 패드에 식염수로 채워진 주사기를 놓고 압력 볼륨 루프 (PVL) 카테터를 주사기로 옮킨다. 안정화에 사용하기 전에 카테터를 최소 30분 동안 미리 배양합니다. 우리가 사용하는 설정은 1.4-F 압력 전도도 카테터, 제어 장치 및 해당 소프트웨어로 구성되며 그림 1B에 그래픽으로 설명되고 공급자 참조는 재료 표에나열됩니다.

2. 마취

1. 부프레노르핀 (0.1 mg /kg BW 인트라피톤) 30 분 전에 삽관하십시오.
2. 마우스를 2.5%의 이소플루란으로 미리 포화된 아크릴 유리 챔버에 넣고 챔버 바닥에 놓인 가열 패드로 미리 데워버로 가열합니다.
3. 마우스가 잠들자마자 (반사의 부족), 마취 혼합물을 주입 (7 mL/ kg BW) 포함 10 mg/kg etomidate 및 헤파린 (1,200 IU/kg BW) peritoneally.

3. 환기

1. 동물을 관충플랫폼(도 1C)으로이송하여 마취 주사 후 3-4분 후에 이송한다. 마우스는 작업자를 향한 등갈 보기로 치아에 매달려 있습니다.
2. 혀를 집게로 부드럽게 들어 올립니다. 글롯티를 식별하려면 마우스의 아래턱을 두 번째 집게로 약간 들어 올립니다.
3. 기관체에 내막관(도1A)을조심스럽게 삽입하고 가이드 로드를 제거합니다.
4. 동물을 가열 판에 옮기고 뒤쪽에 놓고 삽관튜브를 작은 동물 호흡보호구에 연결합니다.
5. 호흡속도를 53.5x(그램의 체중)^{-0.26 [분-1]로}조정하고, 다른 사람에 의해 설명된 바와 같이^12,조수부피는 11±_1cmH2O의피망 압력을 피크하도록 한다.
6. 접착 스트립으로 가열 판에 마우스의 사지를 주의 깊게 수정하고 건조를 방지하기 위해 양쪽 눈에 눈 연고를 적용합니다.
7. 직장 온도 프로브를 삽입하고 37 ± 0.2 °C에서 핵심 체온을 유지합니다.
8. 1-lead 심전도를 설치하고 마취 깊이 및 안정성을 나타내는 지표로 온라인 심박수를 모니터링합니다.
9. 디지털 간 반사 신경이 없는 경우 근육 이완제 판큐로늄 브로마이드의 1 mg/kg BW를 인터분비로 주입하십시오. 이것은 PVL 측정 도중 호흡 아티팩트를 방지합니다.

4. 수술

1. 일반 권장 사항
   1. 수술 중, O_2로기화된 ~1.5~2%의 이소플루란으로 환기한다. 이소플루란 농도는 또한 마우스 변형, 성별, 나이 및 동물의 무게와 같은 변수에 따라 달라질 수 있지만 개별적으로 실험적으로 결정되어야하며 여기에 있는 값은 C57BL6/N 마우스 변형에 대한 참조입니다. 중요한 것은, 인공호흡기는 운전자가 이소플루란을 흡입하는 것을 방지하기 위해 추출 시스템에 연결되어 있습니다.
   2. 외과 적 수술을 위해 스테레오 현미경에서 1.5-4 배율을 사용합니다.
      참고: 비생존 수술을 위한 동물의 준비에 대한 제도적/지역 지침을 참조하십시오.
2. 대퇴통
   1. 70%에탄올로 뒷다리를 헹구고, 왼쪽 잉구이 부위를 절개하고, 왼쪽 대퇴 정맥을 노출한다.
   2. 상복부 동맥과 정맥을 소터리로 폭발시다.
   3. 카테터 액세스에 탈지 봉합사와 대퇴 정맥을 리게이트.
   4. 대퇴정맥 아래에 봉합사를 전달하고 천자 부위의 매듭 두개골을 준비한다. 1 mL 주사기에 부착 된 준비 된 마이크로 튜브 (1.1 단계 참조)로 대퇴 정맥을 천공하십시오.
   5. 매듭을 묶어 용기 내부의 튜브를 고정합니다.
   6. 0.9%의 주입에 의한 중화유체 손실은 자동 주사기 펌프로 15 μL/min의 주입 속도로 12.5%의 알부민으로 보충되었습니다. 또한, 사전 따뜻하게 0.9% NaCl을 사용하여 노출된 조직 습한 상태를 유지하십시오.
3. 소라코토미
   1. 70%의 에탄올로 흉부 헹구는 다.
   2. 자화증 과정 바로 아래에 피부를 절개하고 가슴 근육을 집게 또는 소손으로 가슴 벽과 무뚝뚝하게 분리합니다.
   3. 집게로 사이포이드 공정을 들어 올린 다음, 다이어프램이 아래에서 완전히 보일 때까지 소터리로 양쪽으로 측면으로 움직이는 가슴 벽을 잘라냅니다.
   4. 아래에서 다이어프램을 절개하고 심장 정점을 노출합니다. 그런 다음 조심스럽게 집게로 심낭을 제거합니다.
   5. 이전에 설명된 바와 같이 왼쪽에 제한된 코스토절제술을^{수행한다.}
   6. 열등한 카발 정맥 아래에 봉합사를 전달하여 이후 단계에서 사전 하중 감소를 수행합니다.
   7. 25 게이지 캐뉼라 (최대 4mm)로 심장 정점을 부드럽게 뚫습니다. 모든 전극이 심실 내에 들어올 때까지 캐뉼라를 제거하고 PV 카테터를 삽입합니다.
   8. 카테터의 위치를 부드러운 움직임으로 조정하고 직사각형 모양루프가 얻어질 때까지 회전합니다(그림2A).
   9. 항상 전온 0.9 % NaCl을 사용하여 노출 된 모든 조직 습한 유지.

5. 측정

1. 일반 권장 사항
   1. 측정 중에 ~ 1.5-2 %의 이소플루란으로 100 % O_2로 기화합니다.
   2. 투여량 반응 프로토콜의 각 단계에서 2개의 기준선 측정뿐만 아니라 2개의 베나 카바 폐색을 수행한다.
      참고: 첫 번째 및 두 번째 베나 카바 오클루전 이후에 압력과 볼륨 값이 첫 번째 오클루전 이전과 마찬가지로 정상 상태 값으로 돌아가는 것이 중요합니다. 이 관찰은 정맥 내 부피의 직렬 감소로 인해 카테터 위치의 변화를 인식하기 위해 필요합니다. 카테터 위치의 변화가 경우 특히 볼륨 값이 이동됩니다.
2. 매개 변수(심박수, 뇌졸중 볼륨, dP/dt_최대)의온라인 분석을 수행하고 정상 상태 심장 기능이 얻어질 때까지 기다립니다. C57Bl6/N 마우스에서 사용되는 설정을 가진 예상 파라미터 범위에 대해서는 공지된 결과^6을참조하십시오.
3. 최종 만료 위치에서 호흡보호구를 중지하고 기준 매개 변수를 기록합니다. 3~5초 후에는 예비하중독립적 파라미터(도2B)를얻기 위해 포셉으로 열등한 카빌 정맥 아래 봉합사를 들어 올려 심장 전부하를 감소시다. 인공호흡기를 켭니다. 혈역학 파라미터가 안정화될 때까지 두 번째 폐색을 위해 30초 이상 기다립니다.
4. 기저 조건하에서 측정을 얻은 후 준비된 주사기로 전환하여 이소프로테레놀의 투여 량 반응으로 진행한다. 여기서 주입 속도는 심장 프리로드의 수정을 피하기 위해 변경되지 않은 상태로 유지됩니다. 주사기를 변경할 때 기포를 주입하지 않도록주의하십시오.
   1. 새로운 정상 상태 심장 기능이 다시 종료 만료 위치에서 호흡보호구를 중지하고 기준 기준 매개 변수를 기록보다 얻을 때까지 적어도 2 분 기다립니다. 3~5초 후에는 독립적인 매개변수를 얻기 위해 열등한 카발 정맥 아래에 봉합사를 들어 올려 심장 전부하를 줄입니다.
   2. 두 번째 오클루전을 위해 30초 이상 기다립니다. 그 후 다음 isoproterenol 농도로 준비된 주사기로 전환하고 기준선 의 레코딩을 반복하고 독립적인 매개 변수를 미리 로드합니다.
      참고: 최종 수축기 압력 스파이크(ESPS, 도 2C)와같은 유물은 카테터 함정으로 인한 이소프로테레놀 투여량의 증가 중에 발생할 수 있다. 기저 파라미터가 시작되기 전에 발생하는 유물은 카테터의 재위치 지정을 통해 쉽게 수정할 수 있습니다.

6. 교정

참고: 교정 절차는 사용되는 PVL 시스템에 따라 달라질 수 있습니다.

1. 병렬 전도도 교정
   1. 이소프로테레놀 용량 반응으로부터 마지막 측정 후 대퇴 수분에 15% NaCl 용액을 함유한 주사기를 연결한다. PVL이 온라인 시각화 중에 오른쪽으로 약간 이동할 때까지 튜브에 남아있는 고독용액의 5 μL을 조심스럽게 주입합니다. 그런 다음 루프가 정상 상태로 돌아올 때까지 기다립니다.
   2. 종료 시 호흡보호구를 멈추고 2~3초 이내에 10μL의 10μL의 볼러스를 주입합니다. 온라인 시각화 중에 PVL이 크게 넓어지고 오른쪽으로 이동하는지 확인합니다.
2. 전도도 대 볼륨 교정
   1. 고토닉 식염수 볼러스가 완전히 희석되도록 5 분, 더 적은 기다립니다. 그 후 카테터를 제거하고 1mL 주사기와 21 게이지 캐뉼라를 사용하여 박동 심장의 왼쪽 심실에서 적어도 600 μL 혈액을 그립니다. 이 시점에서 동물은 심층 마취 및 진통에서 심층 출혈로 안락사됩니다.
   2. 미리 데운 (37 °C의 수조에서) 알려진 볼륨의 실린더와 교정 큐벳으로 혈액을 전송합니다. PV 카테터를 각 실린더에 중앙에 배치하고 전도도를 기록합니다. 각 동물에 대한 표준 곡선을 계산하면 전도도 단위를 절대 볼륨 값으로 변환할 수 있습니다.

7. 분석

1. 기초 조건 및 이소프로테레놀 자극하에서 성공적인 PVL 측정 후, 적절한 PVL 분석 소프트웨어를 사용하여 심장 기능(PRSW, dP/dt, 최종 확장기 압력 및 볼륨, 엔드 수축기 압력 및 볼륨, 이완 상수 타우 등)을 특징으로 하는 매개 변수를 시각화, 디지털화, 계산 및 추출합니다. 표준 분석 소프트웨어로 추가 통계 분석 및 그래픽 표현을 수행할 수 있습니다.
2. 프리로드 독립 파라미터 분석
   참고: 이 단계에서는 절차를 표준화하는 것이 중요합니다.
   1. 프리로드 독립 파라미터(도2D)의분석을 위해 모든 측정에서 프리로드가 감소하는 첫 번째 5-6 PVL을 선택합니다. 사전 부하 감소 중에 분석을 위해 선택된 일정한 수의 PvLs는 획득한 매개 변수의 측정 중 가변성을 감소시게 됩니다.
   2. 프로토콜의 각 단계에서 두 측정값의 평균 값을 계산합니다.

결과

압력 부피 루프(PVL) 측정은 약물의 심장 약동성을 분석하고 정상 및 병리학 적 조건에서 유전자 변형 마우스 모델의 심장 표현형을 조사하는 강력한 도구입니다. 이 프로토콜은 성인 마우스 모델에서 심장 β 부전 예비의 평가를 허용합니다. 여기서 우리는 주모덕 정맥 카테터를 통해 이소프로테레놀 농도를 주입하여 β-아레너지 자극에 대한 심장 반응에 초점을 맞춘 부프레노르핀(진통제) 및 판?...

토론

여기서, 우리는 증가하는 β-아드레너기자극하에서 마우스에서 생체 내 심장 기능을 분석하는 프로토콜을 제공한다. 절차는 유전자 변형 마우스 또는 내정간섭시 심장 기능 및 부력 예비군 (예를 들면, 이노트로피 및 크로노트로피)의 기준선 매개 변수를 모두 해결하는 데 사용할 수 있습니다. 심장 기능을 결정하는 다른 수단과 비교하여 압력 볼륨 루프(PVL) 측정의 가장 두드러진 장점은 본질적이...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.4F SPR-839 catheter	Millar Instruments, USA	840-8111
1 ml syringes	Beckton Dickinson, USA	REF303172
Bio Amplifier	ADInstruments, USA	FE231
Bridge-Amplifier	ADInstruments, USA	FE221
Bovine Serum Albumin	Roth, Germany	8076.2
Buprenorphine hydrochloride	Bayer, Germany	4007221026402
Calibration cuvette	Millar, USA	910-1049
Differential pressure transducer MPX	Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany	Type 39912
Dumont Forceps #5/45	Fine Science tools Inc.	11251-35
Dumont Forceps #7B	Fine Science tools Inc.	11270-20
Graefe Forceps	Fine Science tools Inc.	11051-10
GraphPad Prism	GraphPad Software	Ver. 8.3.0
EcoLab-PE-Micotube	Smiths, USA	004/310/168-1
Etomidate Lipuro	Braun, Germany	2064006
Excel	Microsoft
Heparin	Ratiopharm, Germany	R26881
Hot plate and control unit	Labotec, Germany	Hot Plate 062
Isofluran	Baxter, Germany	HDG9623
Isofluran Vaporizer	Abbot	Vapor 19.3
Isoprenalinhydrochloride	Sigma-Aldrich, USA	I5627
Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID	Smiths Medical International Ltd, UK	Ref. 800/100/100
MiniVent ventilator for mice	Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany	Type 845
MPVS Ultra PVL System	Millar Instruments, USA
NaCl	AppliChem, Germany	A3597
NaCl 0.9% isotonic	Braun, Germany	2350748
Pancuronium-bromide	Sigma-Aldrich, USA	BCBQ8230V
Perfusor 11 Plus	Harvard Apparatus	Nr. 70-2209
Powerlab 4/35 control unit	ADInstruments, USA	PL3504
Rechargeable cautery-Set	Faromed, Germany	09-605
Scissors	Fine Science tools Inc.	140094-11
Software LabChart 7 Pro	ADInstruments, USA	LabChart 7.3 Pro
Standard mouse food	LASvendi GmbH, Germany	Rod18
Stereo microscope	Zeiss, Germany	Stemi 508
Surgical suture 8/0	Suprama, Germany	Ch.B.03120X
Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge	Beckton Dickinson, USA	393224
Vessel Cannulation Forceps	Fine Science tools Inc.	00574-11
Water bath	Thermo Fisher Scientific, USA
Syringe filter (Filtropur S 0.45)	Sarstedt, Germany	Ref. 83.1826