JoVE Logo
저자
연락처

로그인

JoVE 비디오를 활용하시려면 도서관을 통한 기관 구독이 필요합니다. 전체 비디오를 보시려면 로그인하거나 무료 트라이얼을 시작하세요.

기사 소개

  • 요약
  • 초록
  • 서문
  • 프로토콜
  • 결과
  • 토론
  • 공개
  • 감사의 말
  • 자료
  • 참고문헌
  • 재인쇄 및 허가

요약

이 프로토콜은 시험관 내 실험을 위해 인간 유도 만능 줄기 세포 (iPSC)의 미세 아교 세포와 같은 세포로의 분화 과정을 설명합니다. 또한 라이브 셀 이미징 시스템을 사용하여 체외 식균 작용 분석의 기질로 사용할 수 있는 iPSC 유래 하부 운동 뉴런에서 인간 시냅토솜을 생성하는 자세한 절차도 포함되어 있습니다.

초록

미세아교세포는 뇌 미세 환경에서 항상성을 유지하고 여러 신경계 질환의 핵심 역할을 하는 골수성 기원의 상주 면역 세포입니다. 건강과 질병에서 인간 미세아교세포를 연구하는 것은 인간 세포의 공급이 극히 제한되어 있기 때문에 어려운 일입니다. 인간 개체에서 유래 한 유도 만능 줄기 세포 (iPSC)는이 장벽을 우회하는 데 사용할 수 있습니다. 여기에서는 시험관 내 실험을 위해 인간 iPSC를 미세아교세포 유사 세포(iMG)로 분화하는 방법을 보여줍니다. 이러한 iMG는 미세아교세포와 유사한 형태, 적절한 마커의 발현 및 활성 식균작용을 포함하여 미세아교세포의 예상 및 생리학적 특성을 나타냅니다. 추가적으로, 인간 iPSC 유래 하부 운동 뉴런(i3LMN)으로부터 유래된 시냅토좀 기질을 분리하고 표지하기 위한 문서가 제공된다. 살아있는 세포, 종단 영상 분석은 pH에 민감한 염료로 표지 된 인간 시냅 토좀의 삼킴을 모니터링하는 데 사용되어 iMG의 식세포 능력을 조사 할 수 있습니다. 본원에 기술된 프로토콜은 인간 미세아교세포 생물학 및 질병에 대한 미세아교세포의 기여를 조사하는 상이한 분야에 광범위하게 적용가능하다.

서문

미세아교세포는 중추신경계(CNS)에 상주하는 면역 세포이며 CNS 발달에 중요한 역할을 합니다. 미세 아교 세포는 항상성을 유지하고 외상 및 질병 과정에 적극적으로 반응하기 위해 성인 뇌에서도 중요합니다. 누적 증거에 따르면 미세아교세포는 여러 신경 발달 및 신경 퇴행성 질환의 발병 기전에 주요 기여를 합니다1,2. 미세아교세포 생물학에 대한 현재의 지식은 주로 마우스 모델에서 파생되었지만 최근 연구에서는 쥐와 인간 미세아교세포 사이의 중요한 차이점을 밝혀냈으며 인간 미세아교세포의 유전학 및 생물학적 기능을 연구하기 위한 기술 개발의 필요성을 강조했습니다.3,4. 해부된 1차 조직으로부터 미세아교세포를 분리하면 미세아교세포 특성5이 심각하게 변형될 수 있으며, 잠재적으로 그러한 세포로 얻은 결과를 교란시킬 수 있다. 이 방법의 전반적인 목표는 인간 iPSC를 iMG로 분화하여 기저 조건에서 인간 미세아교세포를 연구하기 위한 세포 배양 시스템을 제공하는 것입니다. 또한, 완전 인간 모델 시스템을 사용하는 식작용 분석은 품질 관리 측정으로서 및 질병의 맥락에서 iMG 기능 장애를 평가하기 위한 수단으로서 본 명세서에 포함된다.

iPSC로부터 미세아교세포 분화를 위한 다수의 프로토콜이 최근 문헌 6,7,8,9,10에 등장하였다. 일부 프로토콜의 잠재적 단점은 연장된 또는 장기간의 분화, 다중 성장 인자의 추가, 및/또는 복잡한 실험 절차(6,9,10)를 포함한다. 여기에서 iPSC를 원시 대식세포 전구체(PMP)라고 하는 전구체 세포로 분화하여 미세아교세포 개체 발생의 측면을 요약하는 "사용자 친화적인" 분화 방법이 입증되었습니다7,11. PMP는 이전에 설명된 대로 생성되며, 일부 최적화는 여기에 제시되어 있습니다12. PMP는 MYB 비의존적 난황낭 유래 대식세포를 모방하며, 이는 혈액-뇌 장벽 폐쇄 전에 뇌를 침범하여 배아 발달 동안 미세아교세포를 생성합니다13. PMP를 iMG로 최종 차별화하기 위해 Haenseler et al. 및 Brownjohn et al.의 프로토콜을 기반으로 하는 빠르고 단순화된 단일 배양 방법을 사용했으며, iMG가 미세아교세포가 풍부한 마커 7,8을 강력하게 발현하는 효율적인 미세아교세포 분화 방법을 생성하기 위해 일부 수정했습니다. 이 분화 방법은 iPSC 배양에 대한 전문 지식과 인간 모델 시스템을 사용하여 미세아교세포 생물학을 연구하는 것을 목표로 하는 연구 목표를 가진 실험실에서 재현할 수 있습니다.

iPSC 유래 미세아교세포는 시험관 내 실험을 위한 생물학적으로 관련된 인간 미세아교세포 공급원을 나타내며 식균작용을 포함한 미세아교세포 표준 기능을 조사하는 중요한 도구입니다. 미세아교세포는 뇌와 CNS의 전문 식세포로, 세포 파편, 응집된 단백질 및 분해된 미엘린14를 제거합니다. 미세아교세포는 또한 시냅스를 삼켜 시냅스 리모델링과 병원균의 식균작용을 통한 외부 감염에 대한 방어기능을 합니다 15,16. 이 프로토콜에서 iMG에 의한 식균 작용은 iMG 삼키기위한 재료로 인간 시냅 토좀을 사용하여 평가됩니다. 이를 위해, 인간i3LMNs로부터 유래된 시냅토좀을 단리하기 위한 설명이 기술된다. i3LMN-유래된 인간 시냅토좀은 pH에 민감한 염료로 표지되어 시험관 내에서 포식체 처리 및 분해 중에 산성 구획 내에 국한된 시냅토좀의 정량화를 가능하게 한다. 생세포 현미경을 사용한 식균 작용 분석은 미세아교세포 삼킴의 동적 과정을 실시간으로 모니터링하기 위해 표시됩니다. 이 기능 분석은 완전한 인간 시스템을 사용하여 건강 및 질병에서 소교 세포 식균 작용의 가능한 결함을 조사하기위한 기초를 설정합니다.

프로토콜

알림: 이 프로토콜에 사용되는 모든 시약은 멸균되어야 하며 모든 단계는 멸균 상태의 생물안전 캐비닛에서 수행해야 합니다. 모든 iPSC 라인과 유지 보수 및 차별화 매체는 재료 표에 설명되어 있습니다. 아래에 예시된 미세아교세포 분화 방법은 이전에 공개된 프로토콜 7,8,12에 기초하고 여기에 설명된 새로운 변형을 갖는다.

1. 미세아교세포 분화

참고: 프로토콜의 개요는 그림 1에 요약되어 있습니다.

  1. 유도만능줄기세포(iPSC) 배양
    참고: iPSC 배양 기술을 설명하는 자세한 내용은 다른 곳에서 찾을 수 있습니다17.
    1. 해동 및 유지 보수
      1. iPSC 배지를 준비하고, 배지를 부분 추출하고, -20°C에서 최대 6개월 동안 보관합니다. 분취량을 4°C에서 밤새 해동하고 최대 1주일 동안 사용합니다. 사용하기 전에 미디어를 주변 온도에 1시간 이상 두십시오.
      2. 칼슘과 마그네슘 18을 포함하는 DPBS에 희석한 라미닌 521 10μg/mL1mL를 추가하여 6웰 플레이트의 웰을 코팅합니다. 플레이트를 37°C 및 5%CO2 의 인큐베이터에 적어도 2시간 동안 또는 바람직하게는 밤새 보관한다. 일단 희석되면, 라미닌을 4 °C에서 3 개월 동안 저장한다.
      3. 멸균 된 물에 희석하여 10mM Rho 키나제 억제제 Y27632 (ROCK 억제제) 원액을 준비하십시오. ROCK 억제제 용액의 일회용 분취량을 만들어 -20°C에서 최대 1년 동안 보관합니다.
      4. 0.5 M EDTA의 원액을 DPBS로 희석하여 0.5 mM EDTA를 제조한다.
      5. 냉동 iPSC의 바이알을 해동하려면 바이알을 대부분 해동될 때까지 37°C의 수조에 넣습니다. 바이알의 내용물을 4mL의 iPSC 배지가 들어있는 15mL 원추형 튜브로 즉시 옮깁니다. 500 ×g에서 1 분 동안 원 심 분리합니다.
      6. 상청액을 흡인하고 콜로니의 교란을 피하기 위해 튜브 벽에 10μM ROCK 억제제가 포함된 iPSC 배지 1mL를 천천히 추가하여 세포를 재현탁합니다.
      7. 10μM ROCK 억제제를 함유하는 1.5mL의 iPSC 배지를 코팅된 각각의 웰에 첨가하고, 재현탁된 콜로니를 배지가 들어 있는 웰에 한 방울씩 옮긴다.
        알림: 배양 유지 관리를 위해 5단계에서 7-1.1.6방울을 사용하되 모든 iPSC 라인에 대해 최적의 파종 밀도를 조정하십시오.
      8. 플레이트를 좌우로 수동으로 섞거나 뒤에서 앞으로 섞어 웰에 세포를 고르게 분배합니다. 세포를 37°C 및 5%CO2의 인큐베이터에 넣었다. 다음날, ROCK 억제제가 없는 새로운 iPSC 배지를 추가하여 배지를 완전히 교체하십시오.
      9. 유지 관리를 위해 세포가 80 % 컨플루언스에 도달 할 때까지 매일 배지를 교체하십시오.
        알림: 사용된 iPSC 배지 가 유연한 공급 일정을 허용하는 경우 배지를 변경하지 않고 셀을 2일 동안 유지할 수 있습니다. 이를 한 구절 당 한 번으로 제한하고 세포가 50 % 미만의 합류 인 경우에만 제한하는 것이 좋습니다.
    2. 분할
      1. 배지를 흡인하고 1mL의 DPBS (칼슘과 마그네슘 제외)로 세포를 씻으십시오.
      2. 세포를 제거하려면 0.5mM EDTA 1mL를 추가하고 세포 콜로니의 가장자리가 웰 표면에서 들어 올려질 때까지 실온에서 2-3분 동안 배양합니다. DPBS로 세포를 다시 세척하고 iPSC 배지 1mL를 추가합니다.
      3. 세포 리프터를 사용하여 세포 콜로니를 부드럽게 긁어 해리합니다. 식민지를 방해하지 않도록 우물의 각 영역을 한 번만 긁으십시오.
        참고: 우물에서 식민지를 제거하는 대체 방법은 다른 곳에서 찾을 수 있습니다17.
      4. 1mL 피펫 팁을 사용하여 세포를 수집하고 1.5mL의 iPSC 배지가 포함된 사전 코팅된 웰(1.1.1.2단계에서 언급한 대로)에 1:6 비율(세포 대 배지)로 한 방울씩 옮깁니다.
  2. 미세아교세포(iMG)로의 iPSC 분화
    참고: 소분자와 성장 인자는 DPBS의 멸균 여과된 0.1% 소 혈청 알부민에 최종 농도보다 1,000배 높은 스톡 농도로 용해됩니다. 초기 계대 과정에서 iPSC를 iMG로 구별하는 것이 좋습니다. iPSC 라인의 일상적인 핵형 분석이 권장됩니다.
    1. 표준 코팅액 준비
      1. 세포외 매트릭스 코팅 시약의 스톡 용액을 얼음 위에서 밤새 해동시킨다.
      2. 마이크로 원심분리 튜브와 필터 피펫 팁을 4°C에서 사전 냉각합니다.
      3. 농축된 세포외 매트릭스 코팅 시약 250 μL를 각 튜브에 분취하고, 즉시 얼음 위에 둔다. 분취량을 -20°C에서 보관한다.
      4. 코팅 용액을 제조하기 위해, 세포외 매트릭스 코팅 시약 분취액 중 하나를 얼음 상에서 밤새 해동시킨다.
      5. 인간 배아 및 유도 만능 줄기 세포(DMEM-F12라고 함)의 성장에 최적화된 얼음처럼 차가운 DMEM-F12 50mL를 사전 냉장된 원뿔형 튜브에 넣고 얼음 위에 보관합니다.
      6. 얼음처럼 차가운 DMEM-F12를 위아래로 여러 번 피펫팅하여 1mL 피펫 팁을 식힌 다음 즉시 피펫 팁을 사용하여 250μL의 세포외 매트릭스 코팅 시약을 DMEM-F12 배지가 포함된 원뿔형 튜브로 옮깁니다.
        알림: 표준 코팅 용액은 4 ° C에서 2 주 동안 보관할 수 있습니다.
    2. 배아 체 (EB) 형성
      1. 4 ° C에서 최대 4 일 동안 유지할 수있는 EB 배지 를 준비하십시오.
      2. iPSC가 80% 컨플루언시티에 도달하면 DPBS 1mL로 세척하고 해리 시약 1mL를 추가하여 37°C에서 2분 동안 콜로니를 해리합니다. 단일 세포 현탁액을 만들기 위해 여러 번 긁어 세포 리프터를 사용하여 콜로니를 제거합니다. 세포를 수집하고 9mL의 DPBS가 들어있는 15mL 원추형 튜브로 모든 것을 옮깁니다.
      3. 세포를 500 ×g에서 1 분 동안 원 심분리하고, 상청액을 제거하고, 세포를 1mL의 EB 배지에 재현탁시킨다. 10 μL의 세포를 취하여 트리판 블루로 1:1로 희석합니다. 혈구계로 세포를 계수하고, 세포 수에 기초하여, 세포 스톡을 100 μL 당 10,000 세포의 최종 희석액으로 희석한다. 도금 셀의 경우 웰당 희석된 셀 100μL를 접착력이 낮은 둥근 바닥 96웰 플레이트에 추가합니다.
        참고: 일반적으로 96웰 플레이트의 48웰은 iPSC의 각 80% 합류 웰에서 얻을 수 있습니다.
      4. 플레이트를 125 × g 에서 3분 동안 원심분리하고, 37°C 및 5%CO2 에서 4일 동안 인큐베이션한다. 멀티채널 피펫을 사용하여 2일째에 기존 배지 50μL를 부드럽게 수집한 다음 새로운 EB 배지 50μL를 다시 추가하여 절반 배지 변경을 수행합니다.
        참고: 4일째에 iPSC는 결과 섹션에 설명된 대로 EB라고 하는 구형 세포 구조를 형성합니다. EB 차별화 프로세스는 필요한 경우 최대 7일까지 연장할 수 있습니다.
    3. 원시 대식세포 전구체(PMP)의 생성
      1. PMP 기본 배지, 멸균 필터를 준비하고 4 ° C에서 최대 1 개월 동안 보관하십시오.
      2. 1mL의 얼음-차가운 Matrigel 코팅 용액을 첨가하여 6-웰 플레이트의 웰을 코팅하고, 적어도 2 h 또는 바람직하게는 밤새 37°C 및 5%CO2 에서 배양한다.
      3. EB 분화 4일째에 1mL 피펫 팁(피펫 사용)으로 EB를 수집하여 EB를 Matrigel이 코팅된 웰로 옮깁니다. 우물에서 EB를 제거하기 위해 한두 번 위아래로 피펫을 사용합니다. EB가 우물 가장자리에 정착할 수 있도록 6웰 플레이트를 기울어진 각도로 잡습니다.
        알림: 코팅된 웰당 9개 또는 10개의 EB를 도금할 수 있습니다.
      4. 모든 EB가 안정되면 EB를 웰 가장자리에 유지하면서 1mL 피펫 팁을 사용하여 부드럽게 피펫팅하고 기존 배지를 제거합니다. 새로 준비된 PMP 완전 배지 3mL를 각 웰에 추가합니다. 플레이트를 좌우로 수동으로 섞거나 뒤에서 앞으로 섞어 웰에 세포를 고르게 분배합니다. 플레이트를 37°C 및 5%CO2의 인큐베이터에 놓는다.
      5. EB가 우물 바닥에 부착 될 수 있도록 7 일 동안 플레이트를 방해하지 마십시오. 그 후 PMP 완전 매체를 사용하여 반 매체 변경을 수행하십시오.
        알림: 이 시점에서 대부분의 EB는 플레이트에 부착되어야 합니다. 모든 유동 EB를 제거할 수 있습니다.
      6. 5-7 일 후, 4x 배율로 라이트 필드 현미경으로 EB를 검사하여 웰 바닥에 부착되어 있는지 확인하십시오. 1.2.3.5에 설명된 대로 매체를 변경합니다. 21일째에 3mL의 PMP 완전 배지로 완전 배지 변경을 수행합니다.
        참고: 배지에 떠 있는 골수성 전구체는 이 시점에서 분명할 수 있습니다. 이러한 세포는 배지 교환 중에 폐기해야 합니다.
      7. 28일째에, 상청액에서 PMPs로 지칭되는 둥근 세포를 찾고, 10 mL 피펫 및 자동 피펫터를 사용하여 PMPs를 포함하는 배지를 수집한다. EB를 방해하지 않도록 주의하십시오. PMP와 배지를 15mL 코니컬 튜브로 옮기고 1.2.4단계에 설명된 대로 진행합니다.
        알림: 일반적으로 동일한 iPSC 라인의 PMP는 6웰 플레이트의 5개 웰에서 수집하여 단일 15mL 원뿔형 튜브에 함께 모을 수 있습니다.
      8. EB의 추가 유지 관리를 위해 3mL의 새로운 PMP 완전 배지 를 추가합니다. PMP가 3개월 이상 EB에서 지속적으로 나오면 4단계 및 7단계에 설명된 대로 1.2.3.7일 간격으로 1.2.3.8일마다 수집하십시오(매체의 색상이 노란색 톤으로 변경되지 않도록 함).
        참고: PMP는 몇 개월 동안 수집할 수 있지만 시간이 지남에 따라 표현형이 변경될 수 있습니다.
    4. iMG로의 차별화
      1. iMG 기본 배지(재료 표), 멸균 필터를 준비하고 4°C에서 최대 3주 동안 보관합니다.
      2. PMP가 15mL 원뿔형 튜브에 수집되면 200× g 에서 4분 동안 원심분리합니다. 상청액을 흡인하고 1-2mL의 iMG 기본 배지를 사용하여 PMP를 재현탁합니다. 혈구계를 사용하여 작은 분취량을 취하고 Trypan blue로 1 : 1로 희석하여 세포를 세십시오.
        참고 : 0.5-1.5 × 106 PMP는 일반적으로 iPSC 라인과 EB 배양의 나이에 따라 매주 얻습니다.
      3. 나머지 셀을 200 ×g에서 4 분 동안 다시 원심 분리합니다. PMP를 원하는 농도로 희석하여 세포가 신선하게 준비된 iMG 완전 배지를 사용하여 세포 배양 처리된 플레이트에 ~105/cm2의 밀도로 플레이팅되도록 합니다. 말단 차별화를 위해 10-12일 동안 3-4일마다 새로 준비된 iMG 완전 배지를 사용하여 반배지 변경을 수행합니다.
        참고: 이 시점에서 세포는 미세아교세포와 유사한 형태를 획득해야 합니다. 미세아교세포 운명에 대한 PMP의 헌신을 확인하기 위해 면역형광 분석을 수행하여 퓨린성 수용체 P2RY12 및 막횡단 단백질 119(TMEM119)9와 같은 미세아교세포가 풍부한 마커의 발현을 확증합니다.
      4. 세포 건강 및 생존력을 보존하기 위해, iMG 분화 10일에서 12일 사이에 모든 실험을 수행한다.

2. 운동 신경 유래 인간 시냅토좀을 이용한 식균 작용 분석

  1. iPSC 유래 하부 운동 뉴런의 전사인자-매개 분화(i3LMNs)
    참고: 뉴로게닌-2(NGN2), 섬-1(ISL1) 및 LIM 호메오박스 3(LHX3) 전사 인자를 포함하는 hNIL 유도성 전사 인자 카세트를 CLYBL 세이프 하버 유전자좌에 안정적으로 삽입한 WTC11 라인을 이전에 설명한 대로 분화 과정에 사용했습니다.17. iPSC 라인은 단계 1.1.1에서 설명한 대로 유지되었지만 단계 1.2.1에 설명된 코팅 조건으로 유지되었습니다. 라미닌 521이 필요하지 않기 때문에 뉴런 분화에 사용될 iPSC를 배양하는 데 임의의 세포외 매트릭스 코팅 시약을 사용할 수 있다. 모든 매체는 사용하기 전에 최소 1시간 동안 주변 온도와 평형을 이룹니다.
    1. 10cm 접시에 5mL의 표준 코팅 용액으로 1.2.1cm 코팅합니다.
      참고: 여기에서는 차별화당 3-4개의 10cm 접시가 사용되었습니다.
    2. 인덕션 베이스 배지, 멸균 필터를 준비하고 4°C에서 최대 3주 동안 보관합니다.
    3. 뉴런 배지, 멸균 필터를 준비하고 4 ° C에서 최대 2 주 동안 보관하십시오.
    4. 멸균수에 100mM 붕산, 25mM 테트라보레이트나트륨 및 75mM 염화나트륨을 혼합하여 붕산염 완충액을 준비합니다. pH를 8.5로 조정하고 멸균 여과합니다.
    5. iPSC가 80% 컨플루언시에 도달하면 DPBS로 세포를 세척하고 0.5mM EDTA를 추가하여 콜로니를 제거합니다.
      알림: 일반적으로 각 10cm 접시에 두 개의 웰로 충분합니다.
    6. 주변 온도에서 4-5 분 동안 세포를 배양하십시오. EDTA를 제거하고 각 웰에 HEPES가 있는 DMEM/F12 3mL를 추가합니다.
    7. 세포 리프터를 사용하여 세포를 긁어내고 10mL 피펫을 사용하여 2-3배 위아래로 부드럽게 피펫팅하여 웰 바닥에서 세포를 제거합니다.
    8. 15mL 원뿔형 튜브에 세포를 수집하고 300× g 에서 3분 동안 원심분리합니다.
    9. 세포를 10μM ROCK 억제제가 포함된 3mL의 iPSC 배지 에 재현탁시키고 혈구계를 사용하여 계수합니다.
    10. 10μM ROCK 억제제가 포함된 iPSC 배지 12mL와 함께 미리 코팅된 10cm 접시에 1.5 × 106 개의 iPSC 를 플레이팅합니다.
    11. 다음날 배지를 제거하고 DPBS로 세포를 씻으십시오. 새로 준비된 완전 유도 배지 12mL를 추가하여 전사 인자의 발현을 유도합니다.
    12. 2일째에 보레이트 완충액에 희석한 동일한 부피의 폴리-D-라이신 0.1mg/mL와 폴리-L-오르니틴 1mg/mL로 준비된 뉴런 코팅액 5mL로 10cm 접시를 코팅합니다. 37°C 및 5%CO2에서 밤새 배양한다.
    13. 3일째에 코팅된 접시를 멸균수로 3배 씻고 물을 완전히 흡인한 다음 접시를 기울여 주변 온도에서 최소 1시간 동안 생물안전 캐비닛 내부에 부분적으로 덮지 않은 상태로 두어 접시를 건조시킵니다.
    14. 접시가 완전히 건조되면 15μg/mL의 라미닌과 40μM BrdU가 보충된 6mL의 완전 유도 배지 로 37°C 및 5%CO2에서 최소 1시간 동안 코팅합니다.
      참고: BrdU 처리는 유사분열 활성 세포를 제거하여 신경 세포의 순도를 향상시키기 위해 권장됩니다. BrdU가 신경 건강에 미치는 영향은 미미합니다.
    15. 분화된 세포를 10cm 접시당 3mL의 해리 시약으로 처리하고 주변 온도에서 3-4분 동안 배양합니다.
    16. 해리 시약을 제거하지 않고 6mL의 DPBS를 플레이트에 추가하고 10mL 피펫으로 용액의 세포를 위아래로 4-5x 피펫하여 세포를 해리시킵니다.
    17. 세포 현탁액을 수집하고 40μm 세포 스트레이너를 통해 50mL 원뿔형 튜브에 통과시킵니다. 인 덕션 베이스 배지 1mL를 추가하여 스트레이너를 헹굽니다.
    18. 세포를 300 ×g에서 5 분 동안 원 심 분리합니다. 배지를 흡인하고 40μM BrdU를 포함하는 3mL의 완전 유도 배지 에 세포를 재현탁합니다.
    19. 혈구계로 세포를 세십시오. 단계 2.1.14에서 첨가된 코팅 용액을 제거하지 않고 40μM BrdU를 함유하는 완전 유도 배지 6mL에 세포를 희석하여 10 cm 디쉬당 약 2.5 × 10개의 6 세포를 미리 코팅된 접시에 담는다.
    20. 4일째에 배지를 흡인하고 DPBS로 세포를 1x 세척하고 40μM BrdU를 포함하는 새로운 완전 유도 배지 를 추가합니다.
    21. 6일째에 배지를 흡인하고 DPBS로 세포를 1x 세척하고 1μg/mL의 라미닌이 보충된 뉴런 배지 를 추가합니다.
    22. 9일째에 1μg/mL의 라미닌이 보충된 새로운 뉴런 배지로 교체하여 배지의 1/3을 변경합니다.
    23. 3-4 일마다 새로운 1 μg / mL의 라미닌이 보충 된 Neuron 배지로 절반의 배지 변경을 수행하여 추가로 25 일 동안 i3LMN을 유지하십시오.
      참고: 이 시점에서 i3LMN은 긴 과정을 가진 뉴런 형태를 나타내야 합니다. 뉴런은 또한 세포의 덩어리 또는 클러스터를 형성하는 경향이 있습니다. i3LMN의 차별화를 검증하는 방법에 대한 보다 상세한 설명은다른 곳(17)에서 찾을 수 있다.
  2. 시냅토솜 정제 및 표지
    알림: 멸균 상태를 유지하고 생물 안전 캐비닛 내부의 모든 단계를 수행하십시오.
    1. DPBS로3LMN 을 두 번 세척하십시오.
    2. 시냅토좀의 분리를 위해 얼음처럼 차가운 세포 용해 시약 2mL를 넣고 얼음 위에서 2분 동안 배양한 후 뉴런을 단단히 긁어냅니다.
    3. 용해물을 여러 개의 2mL 마이크로튜브(튜브당 ~1.5mL 용해물)로 옮기고 1,200× g 에서 4°C에서 10분 동안 원심분리합니다.
      알림: 이 절차 내내 튜브를 얼음 위에 유지하십시오.
    4. 상청액을 수집하고(펠릿을 버리고) 15,000×g에서 4°C에서 20 분 동안 원 심분리한다. DPBS에 5% DMSO와 유사한 부피(원래 용해물과 동일)로 시냅토솜이 포함된 펠렛을 저장하고 재현탁합니다.
      참고: 시냅토좀은 형광단으로 즉시 표지하거나 향후 사용을 위해 -80°C에서 보관할 수 있습니다.
    5. 모든 튜브에 대해 비신코닌산(BCA) 단백질 분석을 수행하여 시냅토솜 제제에서 단백질의 총 수율을 평가합니다.
      참고: 단백질 농도를 측정하기 위한 다른 분석을 사용할 수 있습니다. 상이한 제제로부터 수득된 총 단백질 수율은 참고로서 표 1 에 포함되었다. 시냅스 전 및 시냅스 후 단백질의 존재를 확인하기 위해 시냅스 토솜 제제의 웨스턴 블롯 분석을 수행하는 것이 좋습니다. 여기서, 시냅스전 마커인 시냅토피신(SYP) 및 시냅스후 마커인 시냅스후 밀도 단백질 95(PSD95)를 앞서19와 같이 웨스턴 블롯팅 분석을 위해 선택하였다.
    6. 물에 100 mM 중탄산나트륨의 용액을 준비하고, pH를 8.5로 조정하고, 멸균 필터한다.
    7. 사용된 pH 민감성 염료의 동결건조된 분말 1mg을 DMSO 150μL에 가용화합니다. 일회용 분취량을 만들어 -80°C에서 보관한다.
    8. 시냅토좀을 15,000×g에서 4°C에서 5 분 동안 원 심분리합니다.
    9. 100mM 중탄산나트륨 용액 100μL에 최대 1mg의 시냅토좀을 희석합니다.
    10. 시냅토솜에 라벨을 붙이려면 시냅토솜 1mg당 재구성된 pH 민감성 염료 1μL를 추가하고 빛 노출을 피하기 위해 알루미늄 호일로 반응을 덮습니다. 튜브 셰이커를 사용하여 실온에서 2시간 동안 흔듭니다.
    11. 1mL의 DPBS를 튜브에 넣고 표지된 시냅토좀을 15,000× g 에서 4°C에서 5분 동안 원심분리합니다.
    12. 상청액을 제거하고 단계 2.2.11에 설명된 대로 4번의 추가 세척을 수행합니다.
    13. 최종 세척 및 스핀 후, 펠릿을 방해하지 않고 가능한 한 상청액을 제거하고 표지된 시냅토좀을 원하는 농도(여기에 사용된 0.7μg/μL)의 부피로 DPBS 중 5% DMSO로 재현탁합니다. 일회용 분취량을 준비하고 -80 °C에서 보관하십시오. 표지 된 시냅 토솜에 대한 빛 노출을 피하십시오.
  3. 살아있는 세포 식균 작용 분석
    1. 20-30 × 104 PMP를 iMG 완전 배지 100 μL의 96-웰 플레이트에 넣고 단계 1.2.4에 표시된 대로 10일 동안 분화 과정을 따른다.
    2. 분석 당일, 살아있는 세포에 대한 핵 염색 1방울을 iMG 기본 배지 2mL에 첨가하여 핵 염색 용액을 준비합니다.
    3. 96-웰 플레이트의 웰당 배지 40μL를 제거하고 멀티채널 피펫을 사용하여 핵 염색 용액 10μL를 추가합니다. 플레이트를 37°C 및 5%CO2 에서 2시간 동안 인큐베이션한다.
    4. 표지 된 시냅 토좀을 얼음에서 해동하고 물 초음파 처리기를 사용하여 1 분 동안 부드럽게 초음파 처리합니다. 즉시 시냅 토솜을 얼음으로 옮깁니다. 표지된 시냅토솜을 iMG 완전 배지에서 배지 50μL당 시냅토솜 1μL의 비율로 희석합니다.
      참고: 시냅토솜의 농도는 분석에 따라 다르며 최적화가 필요할 수 있습니다. 배지에서 DMSO의 상대적으로 낮은 비율(즉, 0.1% 이하)을 유지하려면 웰당 2μL 이상의 시냅토좀을 추가하지 않는 것이 좋습니다.
    5. 음성 대조군으로서, 일부 웰을 사이토칼라신 D로 전처리하여 액틴 중합을 억제하고 따라서 식균작용을 억제한다. iMG 완전 배지에서 60 μM 시토칼라신 D의 용액을 준비한다. 10 μM의 최종 농도를 위해 10 μL의 이 용액을 각 웰에 첨가하고, 37°C 및 5%CO2 에서 30분 동안 배양한다.
    6. 인큐베이터에서 플레이트를 제거하고 10 ° C에서 10 분 동안 배양합니다. 플레이트를 얼음 위에 유지하고 단계 2.3.4에 설명된 바와 같이 제조된 시냅토좀을 함유하는 배지 50μL를 첨가한다.
    7. 플레이트를 270 ×g에서 10°C에서 3 분 동안 원 심분리하고, 이미징이 획득될 때까지 플레이트를 얼음 위에 유지한다.
  4. 이미징 수집 및 분석
    1. 플레이트를 라이브 셀 이미징 리더에 삽입하고 분석할 웰을 선택합니다.
    2. 20x 대물 렌즈를 선택합니다.
    3. 명시야 및 청색(4',6-디아미디노-2-페닐인돌[DAPI]) 채널의 초점, 발광 다이오드(LED) 강도, 통합 시간 및 게인을 조정합니다. 시냅토솜 형광은 초기 시점에서 무시할 수 있어야 합니다. 빨간색(RFP) 채널에 초점을 맞추려면 명시야 채널을 참조로 사용합니다. 통합 시간과 이득은 실험마다 다를 수 있습니다. 빨간색 채널에 대해 LED: 4, 통합 시간: 250 및 게인: 5의 초기 설정을 사용합니다.
    4. 웰당 몽타주에서 획득할 개별 타일의 수를 선택합니다(웰 중앙에서 16개의 타일을 획득하여 전체 웰 면적의 약 5%를 이미징함). 온도를 37°C로 설정하고 원하는 이미징 시간 간격을 설정합니다.
      참고: 이 연구에서는 최대 16시간 동안 1 - 2시간마다 이미지를 획득했습니다.
    5. 분석 소프트웨어를 엽니다.
      1. 이미지가 포함된 실험을 엽니다. 데이터 축소 아이콘을 클릭합니다.
      2. 메뉴의 이미징 처리 아래의 이미징 스티칭을 선택하여 표 2에 설명된 매개변수를 사용하여 몽타주의 4 x 4 개별 타일에서 완전한 이미지를 만듭니다.
      3. 스티칭된 이미지가 생성되면 이러한 이미지에 대한 DAPI 및 RFP 채널을 사용하여 강도 임계값을 정의합니다. 이미지를 열고 분석을 클릭하십시오. 분석에서 셀룰러 분석을 선택하고 검색 채널에서 DAPI 또는 RFP 채널에서 결합된 이미지를 선택합니다. 기본 마스크 및 카운트 탭으로 이동하여 DAPI 채널의 세포핵 또는 RFP 채널의 시냅토솜 신호를 적절하게 선택하는 임계값 및 개체 크기 값을 설정합니다. 전체 실험에 적용할 수 있는 매개변수가 최적화될 때까지 다른 이미지로 프로세스를 반복합니다.
        참고: 제안된 값은 표 2에서 찾을 수 있습니다.
      4. 핵 수를 계산하려면 데이터 축소 메뉴로 이동하여 이미지 분석에서 세포 분석을 선택합니다. 기본 마스크 및 개수 탭으로 이동하고 채널에서 DAPI 스티칭된 이미지를 선택하고 표 2에 설명된 매개변수를 사용합니다.
      5. 계산된 메트릭 탭으로 이동하여 셀 수를 선택합니다. 시냅토솜 신호의 영역을 얻으려면 데이터 축소 메뉴로 이동하여 분석에서 세포 분석을 선택합니다.
      6. 기본 마스크 및 개수 탭으로 이동하고 채널에서 RFP 스티칭 이미지를 선택하고 표 2에 설명된 매개변수를 사용합니다.
      7. 계산된 메트릭 탭으로 이동하여 개체 합계 영역을 선택합니다. 에서 데이터 감소 탭 , 클릭 확인 소프트웨어가 획득한 모든 이미지를 분석하도록 허용합니다.
      8. 각 시점에 대한 개체 합계 영역 과 셀 수 값을 내보냅니다. 개체 합계 영역을 셀 수로 나누어 시점당 정규화된 영역을 계산합니다. 여러 치료법 또는 유전자형을 비교하는 경우 식 (1)을 사용하여 식균 작용 지수를 계산하십시오.
        figure-protocol-14962 (1)
      9. 결과를 저장하고 데이터를 통합합니다.

결과

이 프로토콜을 사용하여 iMG를 생성하려면 잘 정의된 가장자리가 있는 콤팩트한 콜로니 형태를 보여주는 미분화 iPSC로 시작하는 것이 중요합니다(그림 2A). EB 형성 섹션에 설명된 대로 유지된 해리된 iPSC는 EB라고 하는 구형 응집체를 형성하며, 이는 분화 4일째까지 크기가 커집니다(그림 2B). EB가 수집되고 PMP 생성에 적합한 조건에서 도금되면 Matrigel로 ?...

토론

여기에 설명된 분화 프로토콜은 ~6-8주 내에 iPSC 유래 미세아교세포 유사 세포를 고순도로 충분한 수율로 얻을 수 있는 효율적인 방법을 제공하여 면역형광 실험 및 더 많은 수의 세포가 필요한 기타 분석을 수행할 수 있습니다. 이 프로토콜은 1주일 동안 최대 1× 10,6개의 iMG를 산출하여 단백질 및 RNA 추출 및 해당 다운스트림 분석(예: RNASeq, qRT-PCR, 웨스턴 블롯, 질량 분석법)을 가능하게 합?...

공개

저자는 선언 할 이해 상충이 없습니다.

감사의 말

저자들은 운동 뉴런 분화를 위한 WTC11 hNIL iPSC 라인을 제공한 마이클 워드와 미세아교세포 분화에 사용되는 KOLF2.1J WT 클론 B03 iPSC 라인을 공급한 잭슨 연구소에 감사를 표합니다. 또한 프로토콜 구현 과정에서 도움을 준 도로시 샤퍼, 생세포 이미징 시스템에 도움을 준 앤서니 지암페트루치와 존 랜더스, 개정 기간 동안 기술적 기여를 해준 헤이든 갓, 이 연구에서 협력한 조나단 정에게 감사드립니다. 이 연구는 UMASS Chan Medical School과 Angel Fund, Inc.의 Dan and Diane Riccio Fund for Neuroscience Fund의 지원을 받았습니다.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments
Antibodies for immunofluorescence analysis
anti-IBA1 rabbit antibodyWako Chemical USANC92883641:350 dilution
anti-P2RY12 rabbit antibodySigma-AldrichHPA0145181:50 dilution
anti-TMEM119 rabbit antibodySigma-AldrichHPA0518701:100 dilution
Antibodies for Western blot analysis
anti-β-Tubulin rabbit antibodyAbcamab60461:500 dilution
anti-Synaptophysin (SYP) rabbit antibodyAbclonalA63441:1,000 dilution
anti-PSD95 mouse antibodyMilliporeMAB15961:500 dilution
Borate buffer components
Boric acid (100 mM)SigmaB6768
Sodium bicarbonate (NaHCO3) BioXtraSigma-AldrichS6297-250G
Sodium chloride (75 mM)Sigma S7653
Sodium tetraborate (25 mM)Sigma221732
Cell culture materials
6-well platesGreiner Bio-One657160
40 μm Cell Strainers Falcon352340
100 mm x 20 mm Tissue Culture TreatedCELLTREAT229620
Cell Lifter, Double End, Flat Blade & Narrow Blade, SterileCELLTREAT229305
low adherence round-bottom 96-well plateCorning7007
Primaria 24-well Flat Bottom Surface Modified Multiwell Cell Culture PlateCorning353847,
Primaria 6-well Cell Clear Flat Bottom Surface-Modified Multiwell Culture PlateCorning353846
Primaria 96-well Clear Flat Bottom MicroplateCorning353872
Cell dissociation reagents
Accutase Corning25058CIdissociation reagents used for lower motor neuron differentiation
TrypLE reagentLife Technologies12-605-010dissociation reagents used for microglia differentiation
UltraPure 0.5 M EDTA, pH 8.0Invitrogen15575020
Coating reagents for cell culture
Matrigel GFR Membrane MatrixCorning™354230Referred as to extracellular matrix coating reagent
CellAdhere Laminin-521STEMCELL Technology77004Referred as to laminin 521
Poly-D-LysineSigmaP7405Reconstitute to 0.1 mg/mL in borate buffer
Poly-L-OrnithineSigma P3655Reconstitute to 1 mg/mL in borate buffer
Components of iPSC media
 mTeSR Plus KitSTEMCELL Technology100-0276To prepare iPSC media mixed the components to 1x
Components of EB media
BMP-4Fisher ScientificPHC9534final concentration 50 ng/mL
iPSC mediafinal concentration 1x
ROCK inhibitor Y27632Fisher ScientificBD 562822final concentration 10 µM
SCFPeproTech300-07final concentration 20 ng/mL
VEGFPeproTech100-20Afinal concentration 50 ng/mL
Components of PMP base media
GlutaMAXGibco35050061final concentration 1x
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)Gibco15140122final concentration 100 U/mL
X-VIVO 15Lonza12001-988final concentration 1x
Components of PMP complete media
55 mM 2-mercaptoethanolGibco21985023final concentration 55 µM
IL-3PeproTech200-03final concentration 25 ng/mL
M-CSFPeproTech300-25final concentration 100 ng/mL
PMP base mediafinal concentration 1x
Components of iMG base media
Advanced DMEM/F12Gibco12634010final concentration 1x
GlutaMAXGibco35050061final concentration 1x
N2 supplement, 100xGibco17502-048final concentration 1x
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)Gibco15140122final concentration 100 U/mL
Components of iMG complete media
55 mM 2-mercaptoethanolGibco21985023final concentration 55 µM
IL-34PeproTech or Biologend200-34 or 577904final concentration 100 ng/mL
iMG base mediafinal concentration 1x
M-CSFPeproTech300-25final concentration 5 ng/mL
TGF-βPeproTech100-21final concentration 50 ng/mL
Components of Induction base media
DMEM/F12 with HEPESGibco11330032final concentration 1x
GlutaMAXGibco35050061final concentration 1x
N2 supplement, 100xGibco17502-048final concentration 1x
Non-essential amino acids (NEAA), 100xGibco11140050final concentration 1x
Components of Complete induction media
Compound ECalbiochem565790final concentration 0.2 μM and reconstitute stock reagent to 2 mM in 1:1 ethanol and DMSO
DoxycyclineSigmaD9891final concentration 2 μg/mL and reconstitute stock reagent to 2 mg/mL in DPBS
Induction base mediafinal concentration 1x
ROCK inhibitor Y27632Fisher ScientificBD 562822final concentration 10 μM
Components of Neuron media
B-27 Plus Neuronal Culture SystemGibcoA3653401final concentration 1x for media and suplemment
GlutaMAXGibco35050061final concentration 1x
N2 supplement, 100xGibco17502-048final concentration 1x
Non-essential amino acids (NEAA), 100xGibco11140050final concentration 1x
iPSC lines used in this study
KOLF2.1J: WT clone B03The Jackson Laboratories
WTC11 hNILNational Institute of Health
Synaptosome isolation reagents
BCA Protein Assay KitThermo Scientific Pierce23227
dimethyl sulfoxide (DMSO)SigmaD2650
Syn-PER Synaptic Protein Extraction ReagentThermo Scientific87793Referred as to cell lysis reagent for isolation of synaptosomes
Phagocytosis assay dyes
NucBlue Live Ready reagentInvitrogen R37605
pHrodo Red, succinimidyl esterThermoFisher Scientific P36600Referred as to pH-sensitive dye
Other cell-culture reagents
Trypan Blue, 0.4% SolutionAMRESCO INCK940-100ML
Bovine serum albumin (BSA)Sigma22144-77-0
BrdUSigmaB9285Reconstitute to 40 mM in sterile water
Cytochalasin DSigmafinal concentration 10 µM
DPBS with Calcium and magnesiumCorning21-030-CV
DPBS without calcium and magnesiumCorning21-031-CVReferred as to DPBS
KnockOut  DMEM/F-12Gibco12660012Referred as to DMEM-F12 optimized for growth of human embryonic and induced pluripotent stem cells
Laminin Mouse Protein, NaturalGibco23017015Referred as to laminin
Software and Equipment
CentrifugeEppendorfModel 5810R
Cytation 5 live cell imaging readerBiotek
Gen5 Microplate Reader and Imager SoftwareBiotekversion 3.03
Multi-Therm Heat-ShakeBenchmarkrefer as tube shaker
Water sonicatorElmaMode Transsonic 310

참고문헌

  1. Heider, J., Vogel, S., Volkmer, H., Breitmeyer, R. Human iPSC-derived glia as a tool for neuropsychiatric research and drug development. International Journal of Molecular Sciences. 22 (19), 10254 (2021).
  2. Muzio, L., Viotti, A., Martino, G. Microglia in neuroinflammation and neurodegeneration: from understanding to therapy. Frontiers in Neuroscience. 15, 742065 (2021).
  3. Galatro, T. F., et al. Transcriptomic analysis of purified human cortical microglia reveals age-associated changes. Nature Neuroscience. 20 (8), 1162-1171 (2017).
  4. Gosselin, D., et al. An environment-dependent transcriptional network specifies human microglia identity. Science. 356 (6344), (2017).
  5. Haimon, Z., et al. Re-evaluating microglia expression profiles using RiboTag and cell isolation strategies. Nature Immunology. 19 (6), 636-644 (2018).
  6. Abud, E. M., et al. iPSC-derived human microglia-like cells to study neurological diseases. Neuron. 94 (2), 278-293 (2017).
  7. Brownjohn, P. W., et al. Functional studies of missense TREM2 mutations in human stem cell-derived microglia. Stem Cell Reports. 10 (4), 1294-1307 (2018).
  8. Haenseler, W., et al. A highly efficient human pluripotent stem cell microglia model displays a neuronal-co-culture-specific expression profile and inflammatory response. Stem Cell Reports. 8 (6), 1727-1742 (2017).
  9. McQuade, A., et al. Development and validation of a simplified method to generate human microglia from pluripotent stem cells. Molecular Neurodegeneration. 13 (1), 1-13 (2018).
  10. Muffat, J., et al. Efficient derivation of microglia-like cells from human pluripotent stem cells. Nature Medicine. 22 (11), 1358-1367 (2016).
  11. Haenseler, W., Rajendran, L. Concise review: modeling neurodegenerative diseases with human pluripotent stem cell-derived microglia. Stem Cells. 37 (6), 724-730 (2019).
  12. Wilgenburg, B. v., Browne, C., Vowles, J., Cowley, S. A. Efficient, long term production of monocyte-derived macrophages from human pluripotent stem cells under partly-defined and fully-defined conditions. PloS One. 8 (8), 71098 (2013).
  13. Hoeffel, G., Ginhoux, F. Ontogeny of tissue-resident macrophages. Frontiers in Immunology. 6, 486 (2015).
  14. Janda, E., Boi, L., Carta, A. R. Microglial phagocytosis and its regulation: a therapeutic target in Parkinson's disease. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 144 (2018).
  15. Schafer, D. P., Stevens, B. Microglia function in central nervous system development and plasticity. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (10), 020545 (2015).
  16. Nau, R., Ribes, S., Djukic, M., Eiffert, H. Strategies to increase the activity of microglia as efficient protectors of the brain against infections. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 138 (2014).
  17. Fernandopulle, M. S., et al. Transcription factor-mediated differentiation of human iPSCs into neurons. Current Protocols in Cell Biology. 79 (1), 51 (2018).
  18. Gutbier, S., et al. Large-scale production of human IPSC-derived macrophages for drug screening. International Journal of Molecular Sciences. 21 (13), 4808 (2020).
  19. Sellgren, C., et al. Patient-specific models of microglia-mediated engulfment of synapses and neural progenitors. Molecular Psychiatry. 22 (2), 170-177 (2017).
  20. Schmidt, E. J., et al. ALS-linked PFN1 variants exhibit loss and gain of functions in the context of formin-induced actin polymerization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (23), (2021).
  21. Miksa, M., Komura, H., Wu, R., Shah, K. G., Wang, P. A novel method to determine the engulfment of apoptotic cells by macrophages using pHrodo succinimidyl ester. Journal of Immunological Methods. 342 (1-2), 71-77 (2009).

재인쇄 및 허가

JoVE'article의 텍스트 или 그림을 다시 사용하시려면 허가 살펴보기

허가 살펴보기

더 많은 기사 탐색

186

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

개인 정보 보호

이용 약관

정책

연락처

사서에게 추천하기

JoVE 뉴스레터

연구

교육

저자

사서

JoVE 소개

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. 판권 소유