JoVE Logo
Autores
Entre em contato

Entrar

É necessária uma assinatura da JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou comece sua avaliação gratuita.

Neste Artigo

  • Resumo
  • Resumo
  • Introdução
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discussão
  • Divulgações
  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

Capilares do cérebro isolado do tecido do cérebro humano podem ser usados como um modelo pré-clínicos para estudar a função de barreira sob condições fisiológicas e fisiopatológicas. Aqui, apresentamos um protocolo otimizado para isolar os capilares do cérebro do tecido do cérebro humano fresco.

Resumo

Função de barreira hemato - encefálica compreensão sob condições fisiológicas e fisiopatológicas é fundamental para o desenvolvimento de novas estratégias terapêuticas que mantêm a promessa para melhorar a entrega de drogas do cérebro, melhorar a proteção do cérebro e tratar o cérebro transtornos. No entanto, estudando a função humana barreira sangue - cérebro é um desafio. Assim, há uma necessidade crítica de modelos adequados. A este respeito, os capilares do cérebro isolados do tecido do cérebro humano representam uma ferramenta única para estudar a função de barreira, como próximo a situação humana no vivo quanto possível. Aqui, descrevemos um protocolo otimizado para isolar os capilares do tecido do cérebro humano em um alto rendimento e com pureza e qualidade consistente. Capilares são isolados do tecido do cérebro humano fresco usando homogeneização mecânica, gradiente de densidade centrifugação e filtração. Após o isolamento, os capilares do cérebro humano podem ser usados para várias aplicações, incluindo ensaios de vazamento, imagem de célula viva e ensaios baseados em imunológico para estudar a expressão da proteína e função, atividade enzimática ou sinalização intracelular. Cérebro humano isolado capilares são um modelo exclusivo para elucidar o Regulamento da função humana barreira hemato - encefálica. Este modelo pode fornecer insights sobre patogênese do sistema nervoso central (SNC), que irá ajudar o desenvolvimento de estratégias terapêuticas para o tratamento de doenças do SNC.

Introdução

A barreira sangue - cérebro é uma interface rigidamente controlada entre o sangue e o cérebro que determina o que entra e sai do cérebro. Anatomicamente, células endoteliais compõem a barreira sangue - cérebro e formam uma rede capilar complexa, contínua. Fisiologicamente, essa rede capilar fornece o cérebro com oxigênio e nutrientes ao simultaneamente eliminação de dióxido de carbono e produtos de resíduos metabólicos. Importante, a evidência suporta que as alterações para a barreira contribuam para inúmeras patologias, incluindo a doença de Alzheimer, epilepsia e acidente vascular cerebral1,2,3,4,5 , 6 , 7. cérebro células endoteliais também servem como uma barreira ao tratamento, bloqueando a absorção de drogas no cérebro, por exemplo., quimioterapia de glioblastoma multiforme seguindo tumor ressecção8,9, 10. a este respeito, os capilares do cérebro humano isolado representam um único ex vivo modelo de barreira hemato - encefálica que se assemelha a barreira propriedades in vivo, que permite o estudo da função de barreira e disfunção em saúde e a doença. Neste artigo, nós fornecemos um protocolo para isolar os capilares do cérebro do cérebro humano em um capilar de consistentemente de alta qualidade e rendimento para estudar a barreira sangue - cérebro.

Em 1969, Siakotos et al. 11 foram os primeiros a relatar o isolamento dos capilares do cérebro do tecido cerebral bovina e humana usando densidade gradiente centrifugação e vidro do grânulo coluna separação. Mais tarde, Goldstein et al. 12 melhorado este método adicionando várias etapas de filtração para diminuir a quantidade de tecido necessário para estudar os capilares do cérebro isolados de ratos, mantendo a atividade metabólica de transporte de glicose. Desde então, pesquisadores otimizado o procedimento de isolamento capilar inúmeras vezes, melhorar o modelo capilar método e cérebro com cada iteração13,14,15. Por exemplo, Pardridge et al. 16 isolado bovina capilares usando digestão enzimática, ao invés de homogeneização mecânica e posteriormente passou uma suspensão capilar através de um filtro de malha de 210 µm e uma coluna de vidro do grânulo. Essas modificações melhoraram a mancha de exclusão trypan azul dos capilares do cérebro isolado e assim, aumentaram a viabilidade celular endotelial. No início de 1990, Damasceno et al. 17 isolado bovina e rato capilares que eram claras de contaminação neuronal e mantida a atividade metabólica de γ-glutamil transpeptidase (γ-GTase) e fosfatase alcalina. Em 2000, Miller et al. 18, usado isolado de rato e capilares do cérebro suínos em combinação com microscopia confocal para mostrar o acúmulo de substratos de transporte no lúmen dos capilares. Posteriormente, nosso laboratório tem continuado a otimizar o processo de isolamento capilar do cérebro e nós estabelecemos transporte ensaios para determinar a P-glicoproteína (P-gp)19,20,21, câncer de mama resistência da proteína (BCRP)22,23e proteína de resistência a múltiplas drogas 2 (Mrp2)24 atividade de transporte. Em 2004, publicou dois relatórios onde costumávamos capilares de cérebro de rato isolado para investigar diversas vias de sinalização. Em Hartz et al. 21, encontramos que o peptídeo endotelina-1 reversível e rapidamente reduzida função de transporte de P-gp em capilares cerebrais, actuando através do receptor (ETB) do receptor B de endotelina, óxido nítrico sintase (NOS) e proteína quinase C (PKC). Em Bauer et al . 19, temos demonstrado que a expressão do receptor nuclear receptor pregnane X (PXR) e mostrou PXR-modulação da função de expressão e transporte de P-gp em capilares do cérebro. Em experimentos com ratos transgénicos de PXR humanizados, nós expandidos nessa linha de pesquisa e mostrou na vivo de aperto da barreira por estrogenos P-gp através da ativação de hPXR25. Em 2010, Hartz et al. 26 usado essa abordagem para restaurar a expressão da proteína de P-gp e transportar a atividade em ratos transgénicos precursora amiloide humano proteína (hAPP) overexpress hAPP. Além disso, restaurando a P-gp no hAPP ratos reduziram significativamente níveis de cérebro de42Aβ e beta amiloide (Aβ)40.

Além de estudar a sinalização de caminhos, capilares de cérebro isolado podem ser usados para determinar as alterações na permeabilidade capilar que nos referimos como vazamento capilar. Em particular, o ensaio de fugas de Texas Red é usado para avaliar o escapamento do corante fluorescente Vermelho Texas do lúmen capilar ao longo do tempo e estes dados são usados para analisar taxas de fugas. Taxas de vazamento capilar aumentada em comparação com aqueles dos capilares de controle indicam alterações na integridade física da barreira hemato - encefálica2. Isto é valioso porque existem numerosos estados patológicos associados rompimento da barreira, por exemplo., epilepsia, esclerose múltipla, doença de Alzheimer e cerebral traumática lesão27,28,29, 30. Outros grupos também têm utilizado isolados capilares para discernir as vias de sinalização que regulam a expressão de proteínas e atividade de transporte de proteínas31,32,33,34, 35,36,37. Finalmente, continuamos a otimizar esse método para o isolamento dos capilares do cérebro humano e, recentemente, mostramos a expressão aumentada de P-gp no humana barreira hemato - encefálica, em pacientes com epilepsia, em comparação com indivíduos de controle livre de apreensão38 . Tomados em conjunto, estes desenvolvimentos demonstram que os capilares do cérebro isolado podem servir como um modelo versátil para estudar a função de barreira.

Vários in vivo, ex vivoe em vitro barreira hemato - encefálica modelos têm sido utilizados em pesquisa básica e rastreio de drogas industriais, principalmente com o objetivo de testar a entrega da droga para o cérebro39,40,41 ,42,,43,44. Além de isolados ex vivo capilares do cérebro, modelos atuais da barreira hemato - encefálica incluem modelos em silico , em vitro cultura celular de células endoteliais capilares do cérebro isolado ou linhas de células imortalizado de vários espécie, em vitro de cultura de células-tronco pluripotentes humanas (hPSC) que se diferenciar em células endoteliais capilares do cérebro e microfluidic modelos em um chip.

In silico modelos são mais usados no desenvolvimento de drogas para a seleção de candidatos a fármacos com base no previsto de absorção, distribuição, metabolismo e excreção (ADME) Propriedades. Métodos como modelos de relacionamento (QSPR) estrutura-Propriedade quantitativa e quantitativa estrutura-atividade relação (QSAR) são métodos populares usados na seleção da elevado-produção de bibliotecas para prever a penetração do cérebro de candidatos da droga 45 , 46. estes modelos são úteis para moléculas de tela para propriedades de penetração da barreira.

Betz et al 47 estabeleceu monocamadas de células endoteliais capilares do cérebro culta como um sistema de modelo em vitro barreira hemato - encefálica. Em vitro celular cultura modelos usando tecido fresco ou linhas de células endoteliais imortalizado como células endoteliais microvessel cerebral humana (hCMECs) podem ser outra ferramenta de seleção da elevado-produção para penetração do cérebro ou estudos mecanicistas. No entanto, modelos de cultura de células endoteliais capilares cerebrais faltam a tensão de cisalhamento fisiológico do fluxo de sangue para dentro do lúmen capilar, estão limitados a complexidade geral biológica e se submetem a mudanças na expressão e localização de componentes importante barreira como proteínas de junção apertada, íon, transportadores, enzimas e receptores de superfície canais48,,49,50. Inversamente, monocamadas endoteliais derivado hPSCs, tem permeabilidade de sacarose baixa em comparação com as culturas hCMEC/D3 e conter expressão polarizada de alguns transportadores barreira hemato - encefálica, moléculas de adesão e junções apertadas51, 52. no entanto, essas células também estão sujeitos a alteração de propriedades na cultura, e o sistema deve ser validado para sua recapitulação na vivo Propriedades barreira52.

Mais recentes tendências em pesquisa da barreira hemato - encefálica incluem utilizando sistemas de cultura de tecido 3D para criar capilares artificiais, usando a tecnologia do órgão-on-chip para gerar dispositivos microfluídicos, ou utilizando a tecnologia de fibra oca53, 54 , 55. capilares artificiais, no entanto, têm significativamente maiores diâmetros (100 – 200 µm) do que o cérebro os capilares (3 – 7 µm). Daí, o cisalhamento forças em vitro não totalmente se assemelham a situação na vivo . Esta mensagem é dirigida em dispositivos microfluídicos "blood-brain-barrier-on-a-chip", onde os compartimentos de "sangue" e "cérebro" de forma artificial de membranas e fluidos são bombeados através destes dispositivos, gerando forças de cizalhamento microfluidic. Da mesma forma, co culturas de células de músculo liso vascular e células endoteliais em várias combinações com astrócitos também têm sido usadas com a tecnologia de fibra oca para recriar reológicos parâmetros presentes na vivo condições56 , 57 , 58. no entanto, desconhece-se o quanto este modelo reflete outras propriedades da barreira sangue - cérebro, tais como transporte, metabolismo, sinalização e outros. Estes modelos capilar e chip artificiais são adequados para seleção da elevado-produção de drogas, mas as células usadas para gerar esses modelos também estão sujeitos a alterações durante a cultura.

Fatias de cérebro congelado e fixo ou cerebrais primários, culturas de células endoteliais capilares são modelos adicionais que podem ser usados paraestudar a microvasculatura humana5,59,60,61. Por exemplo, imuno-histoquímica do tecido cerebral fixa é usada para determinar a localização da proteína, e a expressão em saudável em relação ao tecido doente.

Além de fatias de tecido e os modelos em vitro capilares do cérebro descrito acima, recentemente isolados podem ser utilizados para estudar a função da barreira hemato - encefálica. As limitações deste modelo capilar isolada incluem a dificuldade para obter o tecido do cérebro humano fresco, ausência de astrócitos e neurônios e um processo de isolamento relativamente demorado. Uma vantagem do modelo capilar cerebral isolado é que este modelo se assemelha a situação na vivo e, portanto, pode ser usado para caracterizar a função de barreira e disfunção. Importante, ele também pode ser usado para discernir os mecanismos de sinalização usando uma infinidade de ensaios e técnicas moleculares3,19,,62,63.

Nosso laboratório tem acesso a ambos os tecidos frescos e congelados do cérebro humano através do centro de Sanders-Brown sobre o envelhecimento (IRB #B15-2602-M)64. Neste contexto, as autópsias seguem um protocolo padrão, cérebros são obtidos em < 4h e todos os procedimentos estão em conformidade com diretrizes de melhores práticas NIH Biospecimen65. Dado este acesso exclusivo ao tecido do cérebro humano, estabeleceu e otimizado um protocolo para isolar os capilares do cérebro do tecido do cérebro humano que resulta em um alto rendimento dos capilares do cérebro humano intacto, viável. Dois pontos de extremidade comuns de interesse são para determinar a expressão da proteína e atividade. A este respeito, nós e os outros estabeleceram vários ensaios que podem ser usados com os capilares do cérebro isolado para estudar a expressão da proteína e níveis de atividade. Estes ensaios incluem mancha ocidental, ensaio de Western simples, ensaio imunoenzimático (ELISA), reação em cadeia da polimerase transcrição reversa (RT-PCR), reação em cadeia da polimerase quantitativa (qPCR), zimografia, ensaios de atividade de transporte, e ensaios de vazamento capilar. Estes ensaios permitem aos pesquisadores estudar alterações na função de barreira em condições patológicas humanas, determinar caminhos que regem a atividade e expressão da proteína e identificar alvos farmacológicos para o tratamento da barreira hemato - encefálica associada doenças.

Tomados juntos, recentemente capilares do cérebro isolado podem servir como um modelo robusto e reprodutível a barreira sangue - cérebro. Especialmente, este modelo pode ser combinado com muitos ensaios diferentes para determinar uma grande variedade de pontos de extremidade para estudar a função de barreira.

Protocolo

As informações abaixo baseia-se na atual segurança e as normas reguladoras da Universidade de Kentucky, Lexington, KY, EUA. Como uma precaução de segurança, consulte programa de segurança biológica da instituição e as mais atuais regulamentos e recomendações antes de trabalhar com tecido humano.

Atenção: O tecido humano pode ser uma fonte de patógenos transmitidos pelo sangue, incluindo o vírus de imunodeficiência humana (HIV), vírus da hepatite B (HBV), vírus da hepatite C (HCV) e outros. Trabalhar com tecido humano representa o risco de infecção por patógenos transmitidos pelo sangue. Portanto, certas considerações de segurança e regulamentação são imperativas, ao trabalhar com tecido humano para proteger o pessoal de laboratório. Trabalhar com tecido humano nos EUA requer um laboratório de nível 2 de biossegurança, bem como as precauções de segurança e formação de acordo com o NIH seção IV-B-7, OSHA Act de 1970 cláusula 5(a)(1) e programa de institucional de segurança biológica do usuário. Em geral, aprovação do Comitê institucional de biossegurança e/ou Conselho de revisão institucional deve ser obtida antes da realização de qualquer pesquisa envolvendo humanos materiais (tecido, fluidos corporais). O treinamento é necessário para todo o pessoal a trabalhar com materiais humanos e inclui treinamento de segurança do laboratório básico, por exemplo, químicos higiene e segurança do laboratório, bem como formação específica para a segurança biológica, resíduos perigosos e humanos patógenos transmitidos pelo sangue. Todo o pessoal a trabalhar com materiais humanos é altamente recomendado para obter vacinas de hepatite B, antes de trabalhar com materiais humanos. Pessoal é obrigado a usar equipamentos de proteção individual específico enquanto estiver trabalhando com materiais humanos, por exemplo., um jaleco algemado e uma cara de escudo e usando luvas de todos os tempos. Todo trabalho é realizado em uma armário de biossegurança (classe 2). Todos os equipamentos que vem no contato com materiais humanos e qualquer resíduos de materiais humanas é tratado adequadamente para evitar contaminação e/ou infecção do pessoal. Todos os equipamentos e as superfícies são limpas com 10% de etanol água sanitária e 75%, após cada procedimento envolvendo materiais humanos. Um derramamento com materiais humanos deve ser imediatamente limpas. Produtos vidreiros é esterilizado após cada utilização. Resíduos, incluindo os tecidos humanos não fixado, são coletado em um saco de resíduos de risco biológico rotulado e esterilizada. Farelos são coletados em um recipiente de punção e estanques rotulado como de risco biológico. Todos os resíduos de materiais humanos é Descartado de acordo com regulamentos de segurança biológica da instituição.

Nota: Nosso laboratório obtém amostras frescas córtex frontal de indivíduos falecidos, através do centro de Sanders-Brown sobre o envelhecimento (IRB #B15-2602-M). Critérios de inclusão são: inscrição no estudo de coorte longitudinal autópsia UK-ADC e um intervalo Post-Mortem (PMI) ≤ 4 h64. Autópsias sigam um protocolo padrão e todos os procedimentos estão em conformidade com diretrizes de melhores práticas NIH Biospecimen65. Um PMI curta de menos de 4 h é da maior importância para assegurar a viabilidade capilar depois de isolamento. Tecido fresco e congelado pode ser usado. Se o congelamento for necessário, tecido cerebral humano recentemente obtidos deve ser choque congelado em nitrogênio líquido e armazenado a-80 ° C. Tecido fresco ou descongelado deve ser armazenado no buffer de isolamento (veja abaixo) e processado rapidamente. Encontramos esse 10 gramas de tecido humano fresco rende cerca de 100 mg de capilares de cérebro (peso úmido).

1. instalação

  1. Preparação do amortecedor
    Nota: O volume de reserva necessária depende da quantidade de tecido. Todos os volumes de tampão no protocolo a seguir baseiam-se 10 g de tecido do córtex cerebral humano.
    1. L isolamento Buffer: Usar 1,5 L de fosfato salino de Dulbecco (DPBS; 2,7 mM KCl, 1,47 mM KH2PO4, 136,9 milímetros de NaCl, Na2HPO4de 8,1 mM, 0.9 mM CaCl2, 0,49 mM MgCl2) e completar com 5 mM D-glicose (1,35 g ) e piruvato de sódio 1 mM (0,165 g). Depois de adicionar a glicose e piruvato, ajuste o pH 7,4 com hidróxido de sódio. Esfriar e guarde o buffer de 4 ° C antes de usar.
    2. Albumina de soro bovino (BSA): Adicione 10 g de pó de BSA a 1 L de tampão de isolamento para uma concentração final de BSA de 1%. Mexa lentamente para evitar bolhas, ajustar o pH 7,4 e armazenar a 4 ° C durante a noite. Imediatamente antes da utilização, misture suavemente; Evite a formação de bolhas para evitar a desnaturação da albumina.
    3. médio de gradiente de densidade: pesar 18 g de médio gradiente de densidade para um frasco de vidro e adicionar uma barra de agitação magnética. Adicione 60 mL de tampão de isolamento e agitar vigorosamente por 5 min até todo pó é suspenso. Loja durante a noite a 4 ° C, para permitir que o meio de gradiente de densidade dissolver. Mexa por 10 minutos antes do uso.
    4. Armazenar todos os buffers a 4 ° C; manter todas as ferramentas e buffers no gelo durante o procedimento de isolamento inteira. Misture todos os buffers antes do uso.
  2. Instalação experimental
    1. Monte o pilão do moinho Potter-Elvehjem tecido para o misturador eletrônico de sobrecarga. Coloque o moedor de tecido Potter-Elvehjem e o homogenizacao homogenizador com pilão no gelo sob o capô. Preparar uma malha de filtro de 300 µm (5 x 5 cm2), dobre-o para um cone e inserir e anexá-lo a um 50 mL tubo Falcon com fita (figura 1A).
    2. Coloque anéis conexão e filtros de tensão da pilha (tamanho de poros: 30 µm) em tubos Falcon de 50ml. Prepare os sacos de resíduos de risco biológico. Coloque equipamentos necessários na biossegurança do armário (ver Tabela de materiais).

2. preparação da amostra cérebro

Nota: A figura 1A mostra o gráfico de fluxo de trabalho do processo de isolamento todo descrito abaixo. Tecido cerebral humano pode originar-se de qualquer parte do córtex e pode ser usado fresco ou congelado. Tecido de cérebro congelado pode ser descongelado à temperatura ambiente (nenhum buffer; ~ 30 min para 10 g). Para obter resultados comparáveis, o tecido cerebral deve ser obtido com a mesma região do cérebro para cada experimento. Este protocolo é otimizado para fresco (PMI < 4h) córtex cerebral humano que não tenha sido congelado.

  1. Preparação do tecido do cérebro humano: documentar o peso do tecido cerebral. Todos os números do protocolo a seguir são apropriados para 10 g de tecido cerebral humano fresco. Coloque o tecido cerebral em uma placa de Petri de 100mm. Cuidadosamente, remova todas as meninges com fórceps. Use um bisturi para cortar a massa branca.
  2. Picagem de tecido do cérebro humano: corte o tecido do cérebro com cuidado e piquem-o com um bisturi. Carne moída por cerca de 5 min (pedaços de 2 a 3 mm). Transferi o tecido cerebral para o Potter-Elvehjem moedor de tecido. Adicione 30 mL de tampão de isolamento.
    Nota: As peças de tecido picada são difíceis de ver, desde que o tecido cerebral se transforma em mingau através do processo de picagem.

3. a homogeneização

  1. Moedor de tecido Potter-Elvehjem (autorização: 150 – 230 µm): homogeneizar cada amostra com 100 golpes à velocidade de 50 rpm homogenizador. Documente o tempo cada 25 traços e o tempo total necessário para 100 traçados. Consulte a tabela 1 para um protocolo proposto homogeneização; o tempo total para homogeneização de 10 g de córtex frontal humano é cerca de 22 min. Não mexa no ar para evitar bolhas.
  2. Homogenizador homogenizacao (autorização: 80-130 µm): transferir o homogeneizado para um homogenizador homogenizacao no gelo. Homogeneizar a suspensão com 20 golpes (~ 6 s/curso, total de ~ 2 min). Evite bolhas.

4. centrifugação

  1. Distribua o cérebro homogenate igualmente em quatro tubos de centrifugação de 50 mL e o volume total do homogenate de documento. Distribua 50 mL de tampão de gradiente de densidade para os tubos de centrifugação (12,5 mL por tubo). Use 10 mL de tampão de isolamento para enxaguar o pilão e homogenizador e distribuir para os quatro tubos de centrifugação (~2.5 mL por tubo).
  2. Feche os tubos de centrífuga com tampas. Misture o homogeneizado, médio gradiente de densidade e tampão agitando vigorosamente os tubos. Centrifugar a 5.800 x g durante 15 min a 4 ° C (rotor de ângulo fixo); Seleccione uma velocidade de desaceleração média para manter o sedimento ligado ao tubo. Desprezar o sobrenadante e ressuspender cada em 2 mL de 1% de BSA.

5. filtração

Nota: Para separar os capilares de glóbulos vermelhos e outros detritos celulares, são necessárias várias etapas de filtração.

  1. 300 µm de malha: após a re-suspensão a pelota, filtrar a suspensão através da malha de 300 µm. Os capilares são filtrados através da malha, que navios maiores e restos de cérebro maiores continuam na malha. Lave cuidadosamente a malha com até 50 mL de 1% de BSA. Descarte a malha.
    Nota: Esta etapa de filtração limpa a suspensão capilar de qualquer maiores navios ou pedaços de detritos de cérebro.
  2. Filtro de tensão de célula 30 µM
    Nota: Esta etapa de filtração separa capilares de glóbulos vermelhos e outros restos de cérebro.
    1. Distribua o filtrado capilar da etapa 6.1 sobre os filtros de tensão de célula de cinco 30 µm (cerca de 10 mL do filtrado capilar por filtro de tensão de célula). Os capilares estão retidos por este filtro, Considerando que as células vermelhas do sangue, outras células únicas e restos de cérebro pequeno passam através do filtro e são recolhidos no filtrado.
    2. Lave cada filtro com 25 mL de 1% de BSA. Depois, despeje todos os filtrados sobre o sexto filtro para aumentar o rendimento. Lavar cada filtro com 50 mL de 1% de BSA; manter a célula estirpe filtros com contendo os capilares e descartar o filtrado.

6. coleção capilar

  1. Vire os filtros e lave os capilares com 50 mL de 1% de BSA para cada filtro em tubos de 50 mL. Levemente aplique pressão com a ponta da pipeta de uma pipeta de 5 mL e movê-lo do outro lado do filtro para lavar os capilares do cérebro.
  2. Certifique-se de lavar todos os capilares do cérebro, especialmente a partir da borda do filtro. Evite bolhas, pois isto dificulta o processo de filtração e aumenta a chance de perda capilar.

7. lavar roupa

  1. Depois de coletar os capilares, centrifugue todas as amostras a 1.500 x g durante 3 min a 4 ° C (balançando o balde do rotor). Remover o sobrenadante e ressuspender o pellet em aproximadamente 3 mL de tampão de isolamento. Combine todos os chumbos ressuspensão de uma amostra em um tubo cônico de 15 mL e preenchê-lo com o tampão de isolamento. Centrifugar novamente a 1.500 x g durante 3 minutos a 4 ° C e lavar duas vezes mais.
  2. Documente a pureza capilar com um microscópio (ampliação de 100 X) e câmera (figura 1B).
    Nota: O rendimento de cérebro capilar de 10 g de tecido do cérebro humano é geralmente de cerca de 100 mg. Os capilares do cérebro isolado agora podem ser usados para experiências, processadas (ex., lisado, isolamento de membrana), ou ser congelado e armazenado a-80 ° C em cryotubes por um período mínimo de 6-12 meses (evitar vários ciclos de congelamento e descongelamento).

Resultados

Os isolamentos de tecido cerebral humano rendem uma suspensão enriquecida nos capilares do cérebro humano (figura 1B) com pequenas quantidades de vasos maiores, glóbulos vermelhos, outras células únicas e alguns detritos de células. Alguns capilares são ramificados, e, em alguns, os glóbulos vermelhos são aprisionados nos lúmens capilares. O capilar típico tem uma 3 – 7 µm de diâmetro e é aproximadamente 100-200 µm comprimento com lúmens abe...

Discussão

O presente protocolo descreve o isolamento dos capilares do cérebro humano intacto e viável de tecido fresco. Nesta seção, discutiremos em detalhes a seguir: 1) modificações para o protocolo 2) solução de problemas de erros comuns, 3) as limitações da técnica, 4) o significado do modelo em relação ao existente e modelos alternativos barreira hemato - encefálica, e 5). potenciais aplicações para capilares do cérebro humano isolado.

O protocolo descrito aqui é otimizado para 10...

Divulgações

Os autores não têm nada para divulgar.

Agradecimentos

Queremos agradecer e reconhecer o Dr. Peter Nelson e Sonya Anderson no banco de tecidos do cérebro de UK-ADC para fornecer o cérebro humano todas as amostras de tecido (número de concessão de NIH: P30 AG028383 do Instituto Nacional do envelhecimento). Agradecemos a Matt Hazzard e Tom Dolan, serviços de tecnologia da informação, tecnologia acadêmica e engajamento de professores, Universidade de Kentucky para assistência gráfica. Este projecto foi apoiado pelo 1R01NS079507 número da concessão do Instituto Nacional de Disorders Neurological e curso (para B.B.) e 1R01AG039621 número de concessão do Instituto Nacional sobre o envelhecimento (para A.M.S.H).. O conteúdo é exclusivamente da responsabilidade dos autores e não representam necessariamente as opiniões oficiais do Instituto Nacional de distúrbios neurológicos e derrame ou do Instituto Nacional sobre envelhecimento. Os autores declaram não concorrentes interesses financeiros.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
Personal Protective Equipment (PPE)
Diamond Grip Plus Latex Gloves, Microflex MediumVWR, Radnor, PA, USA32916-636PPE
Disposable Protective LabcoatsVWR, Radnor, PA, USA470146-214PPE; due to the nature of the human source material, the use of a disposable lab coat is recommended
Face Shield, disposableThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA19460102PPE; due to the nature of the human source material, the use of a disposable face shield is recommended
Safety Materials
Clavies High-Temperature Autoclave Bags 8 x 12Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA01-815-6
Versi Dry Bench Paper 18" x 20"Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA14-206-32to cover working areas
VWR Sharps Container SystemsThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA75800-272for used scalpels
Bleach 8.2% Clorox Germicidal 64 oz.UK Supply Center, Lexington, KY, USA323775
Equipment
4 °C RefrigeratorThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA13-986-148
Accume BASIC AB15 pH MeterThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USAAB15
Heidolph RZR 2102 ControlHeidolph, Elk Grove Village, IL, USA501-21024-01-3
Sorvall LEGEND XTR CentrifugeThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA75004521
Leica L2 Dissecting MicroscopeLeica Microsystems Inc, Buffalo Grove IL, USAused to remove meninges
POLYTRON PT2500 HomogenizerKinematica AG, Luzern, Switzerland9158168
Scale P-403Denver Instrument, Bohemia, NY, USA0191392
Standard mini StirThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA1151050
Thermo-Flasks Liquid Nitrogen DewarThermal Scientific, Mansfiled, TX, USA11-670-4Cused to freeze the tissue?
Voyager Pro Analytical BalanceOHAUS, Parsippany, NJ, USAVP214CN
ZEISS Axiovert MicrocopeCarl Zeiss, Inc Thornwood, NY, USAused to check isolated capillaries
Tools and Glassware
Finnpipette II Pipette 1-5 mLThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA21377823T1wash capillaries off filter
Finnpipette II Pipette 100-1,000 µLThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA21377821T1resuspend pellet in BSA
Pipet BoyIntegra, Hudson, NH, USA739658
50 mL Falcon tubes 25/rack - 500/csVWR, Radnor, PA, USA21008-951
EISCO Scalpel BladesThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USAS95938Cto mince brain tissue
PARAFILMVWR, Radnor, PA, USA52858-000to cover beaker and volumetric flask
Thermo Scientific Finntip Pipet Tips 5 mLThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA21-377-304to wash capillaries off filter
60 mL syringe with Luer-LokThermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USABD309653used with connector ring to filter capillaries
Scalpel Handle #4Fine Science Tools, Foster City, CA, USA10060-13used for mincing
Dumont Forceps #5Fine Science Tools, Foster City, CA, USA11251-10used to remove meninges
Potter-Elvehjem Tissue GrinderThomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA3431E2550 mL volume, clearance: 150-230 μm
Dounce HomogenizerVWR, Radnor PA USA62400-64215 mL volume, clearance: 80-130 μm
Spectra/Mesh Woven Filters (300 µm)Spectrum Laboratories, Rancho Dominguez, CA, USA146424Used to filter capillary suspension to remove any meninges that may be left
pluriStrainers (pore size: 30 µm)pluriSelect Life Science, Leipzig, Germany43-50030-03
Connector RingpluriSelect Life Science, Leipzig, Germany41-50000-03reuse multiple time
1 L Volumetric Flaskfor preparation of Isolation Buffer
1 L Beakerfor preparation of 1% BSA
Stir Barfor preparation of 1% BSA and Ficoll®
Schott Bottle (60 mL)for preparation of Ficoll®
Ice Bucketto keep everything cold
100 mm Petri dishfor mincing of brain tissue
Tissue Culture Cell ScraperVWR, Radnor, PA, USA89260-222to remove supernatant after centrifugation
Chemicals
BSA Fraction V, A-9647Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAA9647-500gprepare in DPBS with Ca2+ & Mg2+ the day before. Avoid bubbles during preparation. Store in the refrigerator. Slowly stir for 10 min before use.
DPBS with Ca2+ & Mg2+HycloneSH30264.FSDPBS - part of the Isolation Buffer
Ficoll PM400Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAF4375Exact measurement is important here. Weigh out in bottle with stir bar. Shake vigurously after adding DPBS. Keep in the fridge O/N. It will be clear in the morning. Stir gently for 10-15 min before use. Keep on ice until use.
Glucose (D-(+) Dextrose)Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAG7528Glucose (D-(+) Dextrose) Concentration: 5 mM
Sodium Hydroxide Standard SolutionSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA71474to adjust pH of the DPBS
Sodium PyruvateSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAP2256Concentration: 1 mM

Referências

  1. Aronica, E., et al. Expression and cellular distribution of multidrug resistance-related proteins in the hippocampus of patients with mesial temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 45 (5), 441-451 (2004).
  2. Hartz, A. M., et al. Amyloid-β contributes to blood-brain barrier leakage in transgenic human amyloid precursor protein mice and in humans with cerebral amyloid angiopathy. Stroke. 43 (2), 514-523 (2012).
  3. Hartz, A. M., et al. Aβ40 Reduces P-Glycoprotein at the Blood-Brain Barrier through the Ubiquitin-Proteasome Pathway. J Neurosci. 36 (6), 1930-1941 (2016).
  4. Kassner, A., Merali, Z. Assessment of Blood-Brain Barrier Disruption in Stroke. Stroke. 46 (11), 3310-3315 (2015).
  5. Lauritzen, F., et al. Monocarboxylate transporter 1 is deficient on microvessels in the human epileptogenic hippocampus. Neurobiol Dis. 41 (2), 577-584 (2011).
  6. Tishler, D. M., et al. MDR1 gene expression in brain of patients with medically intractable epilepsy. Epilepsia. 36 (1), 1-6 (1995).
  7. van Assema, D. M., et al. Blood-brain barrier P-glycoprotein function in Alzheimer's disease. Brain. 135 (Pt 1), 181-189 (2012).
  8. Oberoi, R. K., et al. Strategies to improve delivery of anticancer drugs across the blood-brain barrier to treat glioblastoma. Neuro Oncol. 18 (1), 27-36 (2016).
  9. Parrish, K. E., et al. Efflux transporters at the blood-brain barrier limit delivery and efficacy of cyclin-dependent kinase 4/6 inhibitor palbociclib (PD-0332991) in an orthotopic brain tumor model. J Pharmacol Exp Ther. 355 (2), 264-271 (2015).
  10. Thomas, A. A., Brennan, C. W., DeAngelis, L. M., Omuro, A. M. Emerging therapies for glioblastoma. JAMA Neurol. 71 (11), 1437-1444 (2014).
  11. Siakotos, A. N., Rouser, G., Fleische, S. Isolation Of Highly Purified Human And Bovine Brain Endothelial Cells And Nuclei And Their Phospholipid Composition. Lipids. 4 (3), 234-239 (1969).
  12. Goldstein, G. W., Wolinsky, J. S., Csejtey, J., Diamond, I. ISOLATION OF METABOLICALLY ACTIVE CAPILLARIES FROM RAT-BRAIN. Journal of Neurochemistry. 25 (5), 715-717 (1975).
  13. Joo, F., Karnushina, I. A procedure for the isolation of capillaries from rat brain. Cytobios. 8 (29), 41-48 (1973).
  14. Joo, F., Rakonczay, Z., Wollemann, M. Camp-Mediated Regulation Of Permeability In Brain Capillaries. Experientia. 31 (5), 582-584 (1975).
  15. Panula, P., Joo, F., Rechardt, L. EVIDENCE FOR PRESENCE OF VIABLE ENDOTHELIAL CELLS IN CULTURES DERIVED FROM DISSOCIATED RAT-BRAIN. Experientia. 34 (1), 95-97 (1978).
  16. Pardridge, W. M., Eisenberg, J., Yamada, T. Rapid Sequestration And Degradation Of Somatostatin Analogs By Isolated Brain Microvessels. Journal of Neurochemistry. 44 (4), 1178-1184 (1985).
  17. Dallaire, L., Tremblay, L., Beliveau, R. Purification And Characterization Of Metabolically Active Capillaries Of The Blood-Brain-Barrier. Biochemical Journal. 276, 745-752 (1991).
  18. Miller, D. S., et al. Xenobiotic transport across isolated brain microvessels studied by confocal microscopy. Molecular Pharmacology. 58 (6), 1357-1367 (2000).
  19. Bauer, B., Hartz, A. M., Fricker, G., Miller, D. S. Pregnane X receptor up-regulation of P-glycoprotein expression and transport function at the blood-brain barrier. Mol Pharmacol. 66 (3), 413-419 (2004).
  20. Bauer, B., Hartz, A. M., Miller, D. S. Tumor necrosis factor alpha and endothelin-1 increase P-glycoprotein expression and transport activity at the blood-brain barrier. Mol Pharmacol. 71 (3), 667-675 (2007).
  21. Hartz, A. M., Bauer, B., Fricker, G., Miller, D. S. Rapid regulation of P-glycoprotein at the blood-brain barrier by endothelin-1. Mol Pharmacol. 66 (3), 387-394 (2004).
  22. Hartz, A. M., Madole, E. K., Miller, D. S., Bauer, B. Estrogen receptor beta signaling through phosphatase and tensin homolog/phosphoinositide 3-kinase/Akt/glycogen synthase kinase 3 down-regulates blood-brain barrier breast cancer resistance protein. J Pharmacol Exp Ther. 334 (2), 467-476 (2010).
  23. Hartz, A. M., Mahringer, A., Miller, D. S., Bauer, B. 17-β-Estradiol: a powerful modulator of blood-brain barrier BCRP activity. J Cereb Blood Flow Metab. 30 (10), 1742-1755 (2010).
  24. Bauer, B., et al. Coordinated nuclear receptor regulation of the efflux transporter, Mrp2, and the phase-II metabolizing enzyme, GSTpi, at the blood-brain barrier. J Cereb Blood Flow Metab. 28 (6), 1222-1234 (2008).
  25. Bauer, B., et al. In vivo activation of human pregnane X receptor tightens the blood-brain barrier to methadone through P-glycoprotein up-regulation. Mol Pharmacol. 70 (4), 1212-1219 (2006).
  26. Hartz, A. M., Miller, D. S., Bauer, B. Restoring blood-brain barrier P-glycoprotein reduces brain amyloid-beta in a mouse model of Alzheimer's disease. Mol Pharmacol. 77 (5), 715-723 (2010).
  27. Erickson, M. A., Banks, W. A. Blood-brain barrier dysfunction as a cause and consequence of Alzheimer's disease. J Cereb Blood Flow Metab. 33 (10), 1500-1513 (2013).
  28. Marchi, N., et al. Consequences of repeated blood-brain barrier disruption in football players. PLoS One. 8 (3), e56805 (2013).
  29. Rempe, R. G., Hartz, A. M., Bauer, B. Matrix metalloproteinases in the brain and blood-brain barrier: Versatile breakers and makers. J Cereb Blood Flow Metab. 36 (9), 1481-1507 (2016).
  30. van Vliet, E. A., et al. Blood-brain barrier leakage may lead to progression of temporal lobe epilepsy. Brain. 130, 521-534 (2007).
  31. Banks, W. A., et al. Tau Proteins Cross the Blood-Brain Barrier. J Alzheimers Dis. 55 (1), 411-419 (2017).
  32. Chan, G. N., et al. et al. In vivo induction of P-glycoprotein expression at the mouse blood-brain barrier: an intracerebral microdialysis study. J Neurochem. 127 (3), 342-352 (2013).
  33. Mesev, E. V., Miller, D. S., Cannon, R. E. Ceramide 1-Phosphate Increases P-Glycoprotein Transport Activity at the Blood-Brain Barrier via Prostaglandin E2 Signaling. Mol Pharmacol. 91 (4), 373-382 (2017).
  34. Ronaldson, P. T., Demarco, K. M., Sanchez-Covarrubias, L., Solinsky, C. M., Davis, T. P. Transforming growth factor-beta signaling alters substrate permeability and tight junction protein expression at the blood-brain barrier during inflammatory pain. J Cereb Blood Flow Metab. 29 (6), 1084-1098 (2009).
  35. Seelbach, M. J., Brooks, T. A., Egleton, R. D., Davis, T. P. Peripheral inflammatory hyperalgesia modulates morphine delivery to the brain: a role for P-glycoprotein. J Neurochem. 102 (5), 1677-1690 (2007).
  36. Sugiyama, D., et al. Functional characterization of rat brain-specific organic anion transporter (Oatp14) at the blood-brain barrier: high affinity transporter for thyroxine. J Biol Chem. 278 (44), 43489-43495 (2003).
  37. Wang, X., et al. Nrf2 upregulates ATP binding cassette transporter expression and activity at the blood-brain and blood-spinal cord barriers. J Neurosci. 34 (25), 8585-8593 (2014).
  38. Hartz, A. M., et al. P-gp Protein Expression and Transport Activity in Rodent Seizure Models and Human Epilepsy. Mol Pharm. 14 (4), 999-1011 (2017).
  39. Pardridge, W. M., Eisenberg, J., Yamada, T. Rapid sequestration and degradation of somatostatin analogues by isolated brain microvessels. J Neurochem. 44 (4), 1178-1184 (1985).
  40. Goldstein, G. W., Betz, A. L., Bowman, P. D. Use of isolated brain capillaries and cultured endothelial cells to study the blood-brain barrier. Fed Proc. 43 (2), 191-195 (1984).
  41. Pardridge, W. M., Triguero, D., Yang, J., Cancilla, P. A. Comparison of in vitro and in vivo models of drug transcytosis through the blood-brain barrier. J Pharmacol Exp Ther. 253 (2), 884-891 (1990).
  42. Audus, K. L., Bartel, R. L., Hidalgo, I. J., Borchardt, R. T. The use of cultured epithelial and endothelial cells for drug transport and metabolism studies. Pharm Res. 7 (5), 435-451 (1990).
  43. Abbott, N. J., Hughes, C. C., Revest, P. A., Greenwood, J. Development and characterisation of a rat brain capillary endothelial culture: towards an in vitro blood-brain barrier. J Cell Sci. 103 (Pt 1), 23-37 (1992).
  44. Miller, D. S., et al. Xenobiotic transport across isolated brain microvessels studied by confocal microscopy. Mol Pharmacol. 58 (6), 1357-1367 (2000).
  45. Dolgikh, E., et al. QSAR Model of Unbound Brain-to-Plasma Partition Coefficient, Kp,uu,brain: Incorporating P-glycoprotein Efflux as a Variable. J Chem Inf Model. 56 (11), 2225-2233 (2016).
  46. Narayanan, R., Gunturi, S. B. In silico ADME modelling: prediction models for blood-brain barrier permeation using a systematic variable selection method. Bioorg Med Chem. 13 (8), 3017-3028 (2005).
  47. Betz, A. L., Firth, J. A., Goldstein, G. W. Polarity of the blood-brain barrier: distribution of enzymes between the luminal and antiluminal membranes of brain capillary endothelial cells. Brain Res. 192 (1), 17-28 (1980).
  48. Cucullo, L., Hossain, M., Puvenna, V., Marchi, N., Janigro, D. The role of shear stress in Blood-Brain Barrier endothelial physiology. BMC Neurosci. 12, 40 (2011).
  49. He, Y., Yao, Y., Tsirka, S. E., Cao, Y. Cell-culture models of the blood-brain barrier. Stroke. 45 (8), 2514-2526 (2014).
  50. Urich, E., Lazic, S. E., Molnos, J., Wells, I., Freskgård, P. O. Transcriptional profiling of human brain endothelial cells reveals key properties crucial for predictive in vitro blood-brain barrier models. PLoS One. 7 (5), e38149 (2012).
  51. Helms, H. C., et al. In vitro models of the blood-brain barrier: An overview of commonly used brain endothelial cell culture models and guidelines for their use. J Cereb Blood Flow Metab. 36 (5), 862-890 (2016).
  52. Stebbins, M. J., et al. Differentiation and characterization of human pluripotent stem cell-derived brain microvascular endothelial cells. Methods. 101, 93-102 (2016).
  53. Booth, R., Kim, H. Characterization of a microfluidic in vitro model of the blood-brain barrier (µBBB). Lab Chip. 12 (10), 1784-1792 (2012).
  54. Brown, J. A., et al. Recreating blood-brain barrier physiology and structure on chip: A novel neurovascular microfluidic bioreactor. Biomicrofluidics. 9 (5), 054124 (2015).
  55. Griep, L. M., et al. BBB on chip: microfluidic platform to mechanically and biochemically modulate blood-brain barrier function. Biomed Microdevices. 15 (1), 145-150 (2013).
  56. Cucullo, L., Hossain, M., Tierney, W., Janigro, D. A new dynamic in vitro modular capillaries-venules modular system: cerebrovascular physiology in a box. BMC Neurosci. 14, 18 (2013).
  57. Neuhaus, W., et al. A novel flow based hollow-fiber blood-brain barrier in vitro model with immortalised cell line PBMEC/C1-2. J Biotechnol. 125 (1), 127-141 (2006).
  58. Stanness, K. A., et al. A new model of the blood--brain barrier: co-culture of neuronal, endothelial and glial cells under dynamic conditions. Neuroreport. 10 (18), 3725-3731 (1999).
  59. Ghosh, C., et al. Pattern of P450 expression at the human blood-brain barrier: roles of epileptic condition and laminar flow. Epilepsia. 51 (8), 1408-1417 (2010).
  60. Jeynes, B., Provias, J. An investigation into the role of P-glycoprotein in Alzheimer's disease lesion pathogenesis. Neurosci Lett. 487 (3), 389-393 (2011).
  61. Wijesuriya, H. C., Bullock, J. Y., Faull, R. L., Hladky, S. B., Barrand, M. A. ABC efflux transporters in brain vasculature of Alzheimer's subjects. Brain Res. 1358, 228-238 (2010).
  62. Pekcec, A., et al. Targeting prostaglandin E2 EP1 receptors prevents seizure-associated P-glycoprotein up-regulation. J Pharmacol Exp Ther. 330 (3), 939-947 (2009).
  63. Zibell, G., et al. Prevention of seizure-induced up-regulation of endothelial P-glycoprotein by COX-2 inhibition. Neuropharmacology. 56 (5), 849-855 (2009).
  64. Nelson, P. T., et al. Clinicopathologic correlations in a large Alzheimer disease center autopsy cohort: neuritic plaques and neurofibrillary tangles "do count" when staging disease severity. J Neuropathol Exp Neurol. 66 (12), 1136-1146 (2007).
  65. Vaught, J., et al. The ISBER Best Practices: Insight from the Editors of the Third Edition. Biopreserv Biobank. 10 (2), 76-78 (2012).
  66. Gjedde, A., Kuwabara, H., Hakim, A. M. Reduction of functional capillary density in human brain after stroke. J Cereb Blood Flow Metab. 10 (3), 317-326 (1990).
  67. Karbowski, J. Scaling of brain metabolism and blood flow in relation to capillary and neural scaling. PLoS One. 6 (10), e26709 (2011).
  68. Lokkegaard, A., Nyengaard, J. R., West, M. J. Stereological estimates of number and length of capillaries in subdivisions of the human hippocampal region. Hippocampus. 11 (6), 726-740 (2001).
  69. Gerhart, D. Z., Broderius, M. A., Drewes, L. R. Cultured human and canine endothelial cells from brain microvessels. Brain Res Bull. 21 (5), 785-793 (1988).
  70. Tontsch, U., Bauer, H. C. ISOLATION, CHARACTERIZATION, AND LONG-TERM CULTIVATION OF PORCINE AND MURINE CEREBRAL CAPILLARY ENDOTHELIAL-CELLS. Microvascular Research. 37 (2), 148-161 (1989).
  71. Abbott, N. J. Dynamics of CNS barriers: Evolution, differentiation, and modulation. Cellular and Molecular Neurobiology. 25 (1), 5-23 (2005).
  72. Herculano-Houzel, S., Kaas, J. H., de Oliveira-Souza, R. Corticalization of motor control in humans is a consequence of brain scaling in primate evolution. J Comp Neurol. 524 (3), 448-455 (2016).
  73. Pardridge, W. M. Molecular biology of the blood-brain barrier. Mol Biotechnol. 30 (1), 57-70 (2005).
  74. Cirrito, J. R., et al. P-glycoprotein deficiency at the blood-brain barrier increases amyloid-beta deposition in an Alzheimer disease mouse model. J Clin Invest. 115 (11), 3285-3290 (2005).
  75. Rosenberg, G. A., Estrada, E. Y., Dencoff, J. E. Matrix metalloproteinases and TIMPs are associated with blood-brain barrier opening after reperfusion in rat brain. Stroke. 29 (10), 2189-2195 (1998).
  76. van Vliet, E. A., et al. Blood-brain barrier leakage may lead to progression of temporal lobe epilepsy. Brain. 130 (Pt 2), 521-534 (2007).
  77. Kermode, A. G., et al. Breakdown Of The Blood-Brain-Barrier Precedes Symptoms And Other Mri Signs Of New Lesions In Multiple-Sclerosis - Pathogenetic And Clinical Implications. Brain. 113, 1477-1489 (1990).
  78. Shlosberg, D., Benifla, M., Kaufer, D., Friedman, A. Blood-brain barrier breakdown as a therapeutic target in traumatic brain injury. Nat Rev Neurol. 6 (7), 393-403 (2010).
  79. Cecchelli, R., et al. Modelling of the blood-brain barrier in drug discovery and development. Nat Rev Drug Discov. 6 (8), 650-661 (2007).
  80. Wilhelm, I., Fazakas, C., Krizbai, I. A. In vitro models of the blood-brain barrier. Acta Neurobiol Exp (Wars). 71 (1), 113-128 (2011).
  81. Hatherell, K., Couraud, P. O., Romero, I. A., Weksler, B., Pilkington, G. J. Development of a three-dimensional, all-human in vitro model of the blood-brain barrier using mono-, co-, and tri-cultivation Transwell models. J Neurosci Methods. 199 (2), 223-229 (2011).
  82. Rubin, L., et al. A cell culture model of the blood-brain barrier. The Journal of cell biology. 115 (6), 1725-1735 (1991).
  83. Gaillard, P. J., et al. Establishment and functional characterization of an in vitro model of the blood-brain barrier, comprising a co-culture of brain capillary endothelial cells and astrocytes. European journal of pharmaceutical sciences. 12 (3), 215-222 (2001).
  84. Nakagawa, S., et al. A new blood-brain barrier model using primary rat brain endothelial cells, pericytes and astrocytes. Neurochemistry international. 54 (3), 253-263 (2009).
  85. Li, J. Y., Boado, R. J., Pardridge, W. M. Blood-brain barrier genomics. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 21 (1), 61-68 (2001).
  86. Ott, M., Fricker, G., Bauer, B. Pregnane X receptor (PXR) regulates P-glycoprotein at the blood-brain barrier: functional similarities between pig and human PXR. J Pharmacol Exp Ther. 329 (1), 141-149 (2009).
  87. Méresse, S., Delbart, C., Fruchart, J. C., Cecchelli, R. Low-density lipoprotein receptor on endothelium of brain capillaries. Journal of neurochemistry. 53 (2), 340-345 (1989).
  88. Hartz, A. M., Bauer, B., Block, M. L., Hong, J. S., Miller, D. S. Diesel exhaust particles induce oxidative stress, proinflammatory signaling, and P-glycoprotein up-regulation at the blood-brain barrier. FASEB J. 22 (8), 2723-2733 (2008).
  89. Moser, K. V., Reindl, M., Blasig, I., Humpel, C. Brain capillary endothelial cells proliferate in response to NGF, express NGF receptors and secrete NGF after inflammation. Brain research. 1017 (1), 53-60 (2004).
  90. Carrano, A., et al. ATP-binding cassette transporters P-glycoprotein and breast cancer related protein are reduced in capillary cerebral amyloid angiopathy. Neurobiol Aging. 35 (3), 565-575 (2014).
  91. Deane, R., et al. RAGE mediates amyloid-beta peptide transport across the blood-brain barrier and accumulation in brain. Nat Med. 9 (7), 907-913 (2003).
  92. McCaffrey, G., et al. P-glycoprotein trafficking at the blood-brain barrier altered by peripheral inflammatory hyperalgesia. Journal of neurochemistry. 122 (5), 962-975 (2012).
  93. Sanchez del Pino, M. M., Hawkins, R. A., Peterson, D. R. Biochemical discrimination between luminal and abluminal enzyme and transport activities of the blood-brain barrier. J Biol Chem. 270 (25), 14907-14912 (1995).
  94. Agarwal, S., et al. Quantitative proteomics of transporter expression in brain capillary endothelial cells isolated from P-glycoprotein (P-gp), breast cancer resistance protein (Bcrp), and P-gp/Bcrp knockout mice. Drug metabolism and disposition. 40 (6), 1164-1169 (2012).
  95. Kamiie, J., et al. Quantitative atlas of membrane transporter proteins: development and application of a highly sensitive simultaneous LC/MS/MS method combined with novel in-silico peptide selection criteria. Pharmaceutical research. 25 (6), 1469-1483 (2008).
  96. Uchida, Y., et al. Quantitative targeted absolute proteomics of human blood-brain barrier transporters and receptors. Journal of neurochemistry. 117 (2), 333-345 (2011).
  97. Lee, B. -. C., Lee, T. -. H., Avraham, S., Avraham, H. K. Involvement of the Chemokine Receptor CXCR4 and Its Ligand Stromal Cell-Derived Factor 1α in Breast Cancer Cell Migration Through Human Brain Microvascular Endothelial Cells. Molecular Cancer Research. 2 (6), 327-338 (2004).
  98. Zagzag, D., et al. Hypoxia-inducible factor 1 and VEGF upregulate CXCR4 in glioblastoma: implications for angiogenesis and glioma cell invasion. Lab Invest. 86 (12), 1221-1232 (2006).
  99. Preston, J. E., Hipkiss, A. R., Himsworth, D. T. J., Romero, I. A., Abbott, J. N. Toxic effects of beta-amyloid(25-35) on immortalised rat brain endothelial cell: protection by carnosine, homocarnosine and beta-alanine. Neuroscience Letters. 242 (2), 105-108 (1998).

Reimpressões e Permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou figuras deste artigo JoVE

Solicitar Permissão

Explore Mais Artigos

Neuroci nciaedi o 139neuroci ncianeurovasculaturabarreira hemato encef licaos capilares do c rebroc lulas endoteliaistecido cerebral humano

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Entre em contato

recomende à biblioteca

Newsletter

Pesquisa

Educação

Autores

Bibliotecários

SOBRE A JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados