Modelo cirúrgico porcino de isquemia miocárdica crônica tratada com adesivo carregado de exossomo e cirurgia de revascularização miocárdica sem circulação extracorpórea

Summary

Este estudo apresenta um modelo cirúrgico porcino de isquemia miocárdica crônica por estenose progressiva da artéria coronária, resultando em comprometimento da função cardíaca sem infarto. Após a isquemia, os animais são submetidos à cirurgia de revascularização do miocárdio sem circulação extracorpórea com colocação epicárdica de adesivo carregado de exossomos derivado de células-tronco. Essa terapia adjuvante melhora a função e a recuperação miocárdica.

Abstract

A isquemia miocárdica crônica decorrente da estenose coronariana progressiva leva ao miocárdio hibernante (HIB), definido como miocárdio que se adapta à redução da disponibilidade de oxigênio por meio da redução da atividade metabólica, prevenindo a lesão irreversível dos cardiomiócitos e o infarto. Isso é distinto do infarto do miocárdio, pois o HIB tem potencial de recuperação com revascularização. Pacientes com doença arterial coronariana (DAC) significativa experimentam isquemia crônica, o que os coloca em risco de insuficiência cardíaca e morte súbita. A intervenção cirúrgica padrão para DAC grave é a cirurgia de revascularização miocárdica (CRM), mas tem se mostrado uma terapia imperfeita, mas não existem terapias adjuvantes para recuperar miócitos adaptados à isquemia crônica. Para suprir essa lacuna, foi utilizado um modelo cirúrgico de HIB utilizando porcinos que é passível de revascularização miocárdica e mimetiza o cenário clínico. O modelo envolve duas cirurgias. A primeira operação envolve o implante de um constritor rígido de 1,5 mm na artéria descendente anterior (DAE). À medida que o animal cresce, o constritor gradualmente causa estenose significativa, resultando em redução da função sistólica regional. Quando a estenose atinge 80%, o fluxo e a função miocárdica ficam prejudicados, criando a HIB. Em seguida, é realizada uma CRM sem CEC com a artéria mamária interna esquerda (LIMA) para revascularizar a região isquêmica. O animal se recupera por um mês para permitir uma melhora miocárdica ideal antes do sacrifício. Isso permite estudos fisiológicos e teciduais de diferentes grupos de tratamento. Esse modelo animal demonstra que a função cardíaca permanece comprometida apesar da CRM, sugerindo a necessidade de novas intervenções adjuvantes. Neste estudo, foi desenvolvido um adesivo de colágeno embutido em exossomos derivados de células-tronco mesenquimais (CTM), que pode ser aplicado cirurgicamente na superfície epicárdica distal à anastomose com LIMA. O material está em conformidade com o epicárdio, é absorvível e fornece o arcabouço para a liberação sustentada de fatores de sinalização. Essa terapia regenerativa pode estimular a recuperação miocárdica que não responde apenas à revascularização. Esse modelo se traduz na área clínica, fornecendo meios de exploração fisiológica e mecanicista sobre a recuperação em HIB.

Introduction

Globalmente, a DAC grave afeta mais de cem milhões de pacientes e, embora a taxa de mortalidade tenha diminuído, continua sendo uma das principais causas de morte ^1,2. A DAC tem um amplo espectro clínico, desde infarto do miocárdio (IAM) até isquemia com viabilidade preservada. A maioria das pesquisas pré-clínicas concentra-se na IM, caracterizada pela presença de tecido infartado, pois é possível estudar em modelos animais de pequeno e grande porte. Entretanto, esse modelo não contempla pacientes com viabilidade preservada e passíveis de revascularização. A maioria dos pacientes submetidos à CRM apresenta suprimento sanguíneo diminuído e função limitada, mantendo variabilidade na reserva contrátil e viabilidade³. Sem tratamento, esses pacientes podem evoluir para insuficiência cardíaca avançada e morte súbita, especialmente durante o aumento da carga de trabalho⁴. Dentre esses pacientes, a cirurgia de revascularização miocárdica (CRM) é uma terapia eficaz, mas pode não resultar em recuperação funcional^completa5. É importante ressaltar que a disfunção diastólica, que é um marcador de piores desfechos clínicos, não se recupera após a revascularização, sugerindo a necessidade de novas terapias adjuvantes durante a^CRM6,7. Atualmente, não há intervenções adjuvantes clinicamente disponíveis para a revascularização do miocárdio para restaurar a plena capacidade funcional dos cardiomiócitos. Essa é uma grande lacuna terapêutica, uma vez que muitos pacientes evoluem para insuficiência cardíaca avançada apesar da revascularização^adequada8.

Foi criado um modelo porcino inovador de isquemia miocárdica crônica, passível de CRM, para mimetizar a experiência clínica de DAC⁹. Os suínos fornecem um bom modelo de cardiopatia em relação a outros animais de grande porte, pois não possuem colaterais epicárdicas em ponte, de modo que a estenose isolada da DAE resulta em isquemia regional¹⁰. Neste estudo, foram utilizadas porcas Yorkshire-Landrace, fêmeas com 16 semanas de idade. Nesse modelo, a DAE foi revascularizada com revascularização do miocárdio sem circulação extracorpórea com enxerto de artéria mamária interna esquerda (LIMA) (Tabela 1 Suplementar). A intervenção coronária percutânea (ICP) não é possível para abrir a estenose, pois o constritor é um dispositivo rígido. A ressonância magnética (RM) cardíaca é usada para avaliar a função global e regional, a anatomia coronariana e a viabilidade tecidual. A análise da RMC mostrou função diastólica, caracterizada pela taxa de enchimento de pico (RFP), que permanece comprometida apesar da^CRM6. O mecanismo de disfunção diastólica provavelmente está relacionado ao comprometimento da bioenergética mitocondrial e da formação de colágeno no HIB que persistem após a CRM¹¹.

As células-tronco mesenquimais (CTM) fornecem sinalização terapêutica através de exossomos para melhorar a recuperação miocárdica quando aplicadas durante a CRM. Neste modelo suíno e em estudos paralelos in vitro , demonstrou-se que a colocação de um adesivo epicárdico de vicryl MSC durante a CRM recupera a função contrátil com aumento de proteínas-chave mitocondriais, a saber, PGC-1α¹², um importante regulador do metabolismo energético mitocondrial¹³. O modelo in vitro permitiu investigar o mecanismo de sinalização das CTMs sobre a função mitocondrial prejudicada. Exossomos são microvesículas estáveis secretadas (50-150 nm) que contêm proteínas ou ácidos nucléicos, incluindo microRNA (miRNA)¹⁴. Dados recentes in vitro sugerem que os exossomos derivados das CTM são um importante mecanismo de sinalização necessário para a recuperação da respiração mitocondrial.

Exossomos derivados de células-tronco são terapêuticas adjuvantes promissoras, pois são facilmente acessíveis, podem ser produzidos comercialmente e carecem de conflitos éticos. Em consideração à tradução clínica, foi criado um adesivo de colágeno embutido com exossomos derivados de CTM que pode ser suturado cirurgicamente à região hibernante do miocárdio. Demonstrou-se que há liberação sustentada de exossomos usando esse adesivo e ele fornece uma terapia regenerativa livre de células com mecanismo de sinalização parácrina que visa a recuperação mitocondrial e aumenta a biogênese mitocondrial¹⁵. Esse procedimento fornece o modelo pré-clínico para estudar o impacto das terapias derivadas das CTM na melhora da função cardíaca por meio do aumento da função mitocondrial e da redução da inflamação no momento da revascularização e da reversão das adaptações dos miócitos à isquemia crônica.

Neste estudo, um método cirúrgico de revascularização miocárdica sem CEC usando LIMA para anastomose da DAE para contornar a área de estenose proximal da DAE mimetizando o tratamento padrão para pacientes com DAC é mostrado. Como terapia adjuvante com CRM, foi demonstrada a aplicação cirúrgica de adesivo de colágeno embutido no exossomo derivado das CTM na região isquêmica do miocárdio. Este modelo cirúrgico pode ser utilizado para estudar as respostas fisiológicas ao efeito parácrino observado com o uso de um remendo exossômico, bem como os mecanismos moleculares de recuperação.

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Protocol

Os Comitês Institucionais de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) do Minneapolis VA Medical Center e da Universidade de Minnesota aprovaram todos os estudos com animais. As diretrizes atuais do National Institutes of Health (NIH) para o uso e cuidados com animais de laboratório foram seguidas.

1. Isolamento de células-tronco mesenquimais e preparação e caracterização de exossomos

1. Isolamento de células-tronco mesenquimais (CTMs) derivadas da medula óssea
   1. Obter 30-50 mL de medula óssea estéril do esterno ou tíbia de uma fêmea suína Yorkshire-Landrace de 20 semanas de idade. Para isso, introduza uma agulha interóssea 15G de 25 mm no esterno ou na tíbia e retire a amostra em uma seringa de 60 mL com 10 mL de heparina.
      NOTA: Para maiores detalhes sobre a coleta de medula óssea consultar Pittenger et al., Hocum-Stone et ^al.12,16.
   2. Em resumo, passar o espécime de medula óssea através de um tubo Vacutainer CPT com heparina por 30 min a 1800 x g.
   3. Retire a camada bufante que contém as células mononucleares e lave com a solução salina balanceada de Hank. Células mononucleares pellet por centrifugação e ressuspensão em meio de cultura (10% de soro fetal bovino [SFB]).
   4. Transferir as células mononucleares para frascos de cultura celular para crescimento aderente. Isolar as CTMs da fração mononuclear por sua natureza aderente.
   5. Lavar todas as CTMs não realizadas em até 24 h, deixando uma monocamada de CTMs no frasco de cultura de tecidos. Confirmar o fenótipo das CTM por citometria de fluxo, garantindo negatividade para CD45, um marcador hematopoiético, e positividade para CD90 e CD105, marcadores das CTMs.
2. Preparação e caracterização de exossomos de células-tronco mesenquimais suínas
   1. Sementes 1 x 10⁴ cardiomiócitos de ratos H9C2 e cultura em 1x DMEM+ 10% FBS e 1x Pen/strep. Semente 2 x 10⁴ CTMs suínas em DMEM avançado + 5% FBS e 1x Pen/strep.
   2. Uma vez que ambas as linhagens celulares estejam pelo menos 80% confluentes, mude o meio para H9C2 e MSC esgotados do exossomo.
   3. Expor os cardiomiócitos H9C2 à hipóxia leve (1% O₂ por 24 h). Retirar os frascos da hipóxia após 24 h e pipetar o meio H9C2.
   4. Remover e eliminar o suporte MSC do balão MSC. Adicionar o meio H9C2 purificado ao balão MSC. Incubar o balão durante 6 h em condições normóxicas (5% CO₂, 20% O₂ e 37 °C).
   5. Extrair os exossomos do meio condicionado co-cultivado usando o reagente de isolamento total do exossomo seguindo as instruções do fabricante.
   6. Verificar a identificação de exossomos por western blot na detecção de proteínas exossômicas comuns com anticorpos contra CD-63 (1:1000)¹⁷.
   7. Realizar análises de rastreamento de nanopartículas (NTA) para quantificar os exossomos e a avaliação do tamanho das nanopartículas e sua distribuição. Para fazer isso, dissolva a proteína total (50 μg) de exossomos em 500 μL de PBS para determinar a concentração e distribuição de tamanho de exossomos usando analisador de rastreamento de nanopartículas.
   8. Analise os dados usando um software de rastreamento de nanopartículas.

2. Cirurgia de revascularização miocárdica sem circulação extracorpórea

1. Preparo animal
   1. Pesar o animal (porcos Yorkshire-Landrace fêmeas de 16 semanas de idade) 3 dias antes do agendamento para a cirurgia. Jejuar o animal por 12 h antes da cirurgia enquanto tem acesso à água durante o jejum.
   2. Administrar buprenorfina 0,18 mg/kg por via intramuscular 2-4 h antes da cirurgia.
2. Indução do animal
   1. Sedar o animal com injeção intramuscular de 6,6 mg/kg de tiletamina-zolazepam/xilazina.
   2. Aguarde 15 min para garantir a sedação adequada, avaliando o tônus mandibular seguido da colocação do cateter 22G na veia central da orelha.
      NOTA: Outra veia periférica pode ser considerada (ou seja, veia cefálica) se a veia da orelha for inadequada.
   3. Administrar pomada oftálmica topicamente em cada olho. Administrar 1-2 mg/kg de propofol por via intravenosa para induzir anestesia geral. O tônus da mandíbula reflete de forma mais confiável a profundidade da anestesia e deve ser avaliado durante todo o procedimento.
   4. Intubar o animal com um tubo endotraqueal de tamanho adequado.
3. Cirurgia
   1. Faça a barba no esterno e na virilha do animal em preparação para o procedimento cirúrgico.
   2. Colocar ventilação mecânica em 10-15 incursões respiratórias por minuto, oxigênio 1-4 L/min e isoflurano 1,0-3,0%, conforme necessário, para manter a anestesia profunda para a cirurgia. Verifique se há reflexo ocular ou mandibular ausente para confirmar a anestesia profunda.
   3. Equipamento de monitorização da posição (Eletrocardiograma, CO expirado_{final 2}, frequência cardíaca, saturação de oxigênio, pressão arterial e temperatura) no animal.
   4. Conecte o cateter intravenoso a uma bolsa de solução salina normal ou solução de ringers de lactato para administrar fluidos de manutenção continuamente.
   5. Preparar a pele utilizando técnica asséptica com esfoliante de iodopovidona e solução 3x para esterilidade adequada e minimizar o risco de infecção do sítio cirúrgico.
   6. Administrar lidocaína por via intravascular (dose de ataque de 2 mg/kg ou perfusão contínua na dose de 50 mcg/kg/min) para prevenir arritmias.
   7. Posicione o animal dorsalmente e esfregue com toalhas estéreis.
   8. Realizar o corte da artéria femoral esquerda ou direita para colocação da linha arterial pela técnica de Seldinger seguido da conexão do cateter ao transdutor para monitorização contínua da pressão arterial no momento da cirurgia.
   9. Use o eletrocautério monopolar para fazer uma incisão de 20 cm que se estende da fúrcula esternal proximalmente até o processo xifoide distalmente, e para incisar camadas de músculos, gordura subcutânea e tecido conjuntivo até o esterno.
   10. Realizar esternotomia mediana utilizando serra oscilante.
       OBS: A serra padrão é evitada para esternotomia de repetição, pois acarreta maior risco de lesão miocárdica por aderências pericárdicas prévias de toracotomia esquerda realizada para colocação do constritor da ADA.
   11. Divida a placa esternal posterior com uma tesoura. Utilizar afastador de tórax especializado para visualização adequada do mediastino.
   12. Dissecção as aderências usando eletrocautério monopolar ou tesoura de Metzenbaum. Dissecar cuidadosamente o músculo e a gordura periesternais para expor a artéria mamária interna esquerda (LIMA).
   13. Uma vez exposto lateralmente à borda esternal, separe-o suavemente da parede torácica com dissecção romba com ponta de eletrocautério. Utilizar o LIMA como enxerto esqueletizado.
   14. Iniciar dissecção ao nível do^3º espaço intercostal. Eleve suavemente a borda esternal esquerda para uma visualização ideal.
   15. Use tração suave na adventícia para expor os ramos arteriais e venosos do LIMA. Clipar o lado LIMA dos ramos usando hemoclipes e cauterizar a parede torácica lateral dos ramos.
       OBS: Deve-se tomar cuidado para não cauterizar o clipe no LIMA, pois isso pode causar estreitamento do conduto.
   16. Uma vez mobilizado um segmento inicial de ATI, continuar a dissecção proximalmente em direção ao nível da veia subclávia e distalmente até a bifurcação do ATI.
   17. Uma vez terminada a dissecção, administrar heparina por via intravenosa na dose de 100-300 U/kg. Aguarde 3 min após a administração da heparina.
   18. Após 3 min, clipar a extremidade distal do LIMA, imediatamente antes do nível da bifurcação do LIMA, e dividir o conduto. Costure a extremidade distal com uma gravata de sutura de seda livre 2-0.
   19. Preparar a extremidade proximal para enxertia. Inspecione visualmente a qualidade do fluxo deixando o enxerto sangrar por alguns segundos.
   20. Aperte suavemente a extremidade distal do conduto LIMA com uma pinça de buldogue atraumática para evitar sangramento. Abrir o pericárdio com um T invertido fazendo uma incisão de aproximadamente 5-6 cm. Coloque pontos de tamanho 3-0 no pericárdio para tração em ambos os lados da fenda.
   21. Estabilizar a DA com fitas de retração de silicone e estabilizador tecidual, que é fixado ao afastador esternal. Fazer uma arteriotomia na artéria LAD distal à estenose (causada por banda constritora) com uma lâmina 11 e estender com uma tesoura de íris.
   22. Coloque um shunt coronário de tamanho adequado na DAD. Realizar a anastomose LIMA a LAD com sutura inabsorvível 7-0 utilizando técnica de bypass sem circulação extracorpórea. Solte o oclusor bulldog no LIMA e confirme a hemostasia.
4. Preparação de adesivo de exossomo derivado de células-tronco mesenquimais (CTM)
   1. Após o isolamento bem-sucedido dos exossomos das CTMs, suspender cerca de 3 x 10⁸ exossomos em 3 mL de solução salina normal e adicionar à esponja de colágeno.
   2. Levar 3 ml de suspensão do exossoma à temperatura ambiente a cerca de 22 °C durante 10 minutos. Coloque 2 esponjas de colagem absorvíveis (cada uma com 1,27 cm x 2,54 cm) em uma placa de Petri média.
   3. Use uma seringa de 5 mL com uma agulha 18G para misturar suavemente a suspensão do exossomo. Pipetar lentamente 1,5 mL de suspensão em cada esponja de colágeno e aguardar 5 min para absorção total.
5. Colocação de adesivo exossômico
   1. Coloque a esponja carregada de exossomos de cabeça para baixo na região hibernante do coração, que é o epicárdio da região septal anterior na distribuição da DA.
   2. Coloque suavemente duas esponjas para cobrir a região de hibernação do coração. Use uma tela de poliglactina de 3,5 cm x 1,0 cm para cobrir cada esponja de colágeno.
   3. Costure a tela no epicárdio com finas suturas 7-0 interrompidas.
6. Colocação de dreno torácico
   1. Colocar um dreno torácico através de uma incisão separada, próximo ao aspecto inferior da incisão da esternotomia. Coloque o dreno torácico cautelosamente sobre a face anterior do coração.
   2. Uma vez que o tubo está no lugar, coloque uma sutura de corda em bolsa com sutura 3-0 usando um ponto de colchão horizontal para permitir o fechamento da ferida após a remoção do tubo.
   3. O dreno torácico é mantido até o fechamento completo do tórax.
7. Fechamento torácico
   1. Aproximar o esterno com pontos inabsorvíveis usando um padrão de figura oito. Administrar 1 mg/kg de bupivacaína por via intramuscular em toda a extensão da incisão.
      NOTA: A sutura é usada em vez de fios para evitar interferência com imagens de ressonância magnética.
   2. Fechar camadas de músculo e pele de forma padrão usando sutura absorvível 2-0 e 3-0, respectivamente.
   3. Realize uma pausa respiratória e sucção para evacuar todo o ar para fora da cavidade torácica. Monitorar a pressão das vias aéreas no ventilador com cautela e manter a pressão entre 15-22 mmHg e liberar quando completa.
   4. Uma vez que todo o ar é evacuado, remova o dreno torácico enquanto fecha a ferida usando a sutura de corda da bolsa. Aplicar cola adesiva topicamente para cobrir a incisão esternal.
8. Cuidados pós-operatórios no pós-operatório
   1. Desmame gradualmente o animal do ventilador à medida que a incisão da pele estiver sendo fechada. Certifique-se de que o animal é capaz de respirar espontaneamente e proteger os reflexos antes de desconectá-lo do equipamento de anestesia.
   2. Retirar o tubo endotraqueal após confirmar que o animal é capaz de proteger sua via aérea. Cobrir a incisão da pele com curativo estéril e não aderente embutido com pomada antibiótica para minimizar a infecção do sítio cirúrgico.
   3. Continue a monitorar os sinais vitais, incluindo frequência cardíaca, frequência respiratória, temperatura corporal a cada 15 minutos até que o animal seja capaz de manter sua posição sem assistência.
   4. Certifique-se de que o animal não seja deixado sozinho até que possa levantar e manter a cabeça erguida e possa ficar em pé sem assistência. Administrar meloxicam na dose de 0,2 mg/kg por via subcutânea antes de transportar o animal para a unidade de recuperação.
   5. Transporte o animal para a unidade de recuperação quando o animal estiver estável. Manter o curativo do sítio cirúrgico na incisão até o 3º dia de pós-operatório. Substitua o curativo se ele ficar sujo.
   6. Continue a monitorar o nível da dor, incisão na pele e bem-estar geral do animal nos primeiros 5 dias após a cirurgia. Administrar meia dose de meloxicam (0,1 mg/kg) conforme necessário uma vez por dia para dor de escape.
   7. Um único alojamento do animal durante os primeiros 5 dias após a cirurgia enquanto a(s) incisão(s) cicatriza(m) para reduzir o risco de infecção do sítio cirúrgico por outro animal. Devolver o animal ao alojamento do grupo após 5 dias.
   8. Comunicar quaisquer complicações ou alterações no estado do animal (febre, ascite, perda de peso, inapetência, etc.) ao veterinário ou ao pessoal adequado.

3. Cineangiocoronariografia por acesso femoral

1. Fixar o animal na mesa cirúrgica no decúbito dorsal. Iniciar a ventilação mecânica a 10-15 respirações por minuto. Colocar oxigênio em 2-4 L/min, isoflurano em 1% e 4%, conforme necessário para manter um plano profundo de anestesia.
2. Coloque eletrocardiogramas no membro do animal para monitorar o ritmo cardíaco. Avaliar o animal quanto à profundidade da anestesia. Considere o animal profundamente anestesiado quando o reflexo ocular ou mandibular estiver ausente.
3. Limpe a área do peito e pescoço com esfoliação de iodopovidona e, em seguida, esfregue o animal com toalhas.
4. Acessar a artéria femoral via corte cirúrgico e expor a artéria e veia femoral. Fazer uma incisão longitudinal de 1-2 mm com lâmina nº 11 na artéria femoral e canular a artéria com introdutor de 11 Fr na luz do vaso.
5. Após a obtenção do acesso, adiante o cateter para realização de cineangiocoronariografia para avaliar a permeabilidade anatômica do enxerto LIMA-DAD.

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Results

Após a revascularização, a cineangiocoronariografia é realizada para avaliar a estenose da DAE (maior que 80%) e a patência do enxerto LIMA-LAD (Figura 1). Quatro semanas após a cirurgia de revascularização e colocação do adesivo de colágeno carregado de exossomos, a RMC cardíaca é realizada para avaliar a função sistólica e diastólica do coração em repouso e sob estresse usando infusão de dobutamina em baixas doses a 5μg/kg/min. A função sistólica é analisada medind...

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Discussion

Este estudo apresenta o primeiro modelo porcino de miocárdio cronicamente isquêmico, no qual foi demonstrado que o tratamento com um adesivo carregado de colágeno carregado de exossomo derivado de CTM durante a revascularização cirúrgica recupera a função diastólica e sistólica mediante estimulação inotrópica, potencialmente visando a recuperação mitocondrial. Anteriormente, foi demonstrado que, em um modelo animal de grande porte de HIB, a função diastólica e sistólica, medida pela RMC cardíaca, perm...

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Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
5 Ethibond	Ethicon	MG46G	Suture
# 40 clipper blade	Oster	078919-016-701	Remove hair from surgery sites
0 Vicryl	Ethicon	J208H	Suture
1 mL Syringe	Medtronic/Covidien	1188100777	Administer injectable agents
1" medical tape	Medline	MMM15271Z	Secure wound dressing and IV catheters
1000mL 0.9% Sodium chloride	Baxter	2B1324X	IV replacement fluid
12 mL Syringe	Medtronic/Covidien	8881512878	Administer injectable agents
18 ga needles	BD	305185	Administration of injectable agents
20 ga needles	BD	305175	Administration of injectable agents
20 mL Syringe	Medtronic/Covidien	8881520657	Administer injectable agents
2-0 Vicryl	Ethicon	J317H	Suture
250 mL 0.9% saline	Baxter	UE1322D	Replacement IV Fluid
3 mL Syinge	Medtronic/Covidien	1180300555	Administer injectable agents
3-0 Vicryl	Ethicon	VCP824G	Suture
36” Pressure monitoring tubing	Smith’s Medical	MX563	Connect art. Line  to transducer
4.0 mm ID endotracheal tube	Medline	DYND43040	Establish airway for Hibernation
4-0 Tevdek II Strands	Deknatel	7-922	Suture to secure constrictor around LAD
48” Pressure monitoring tubing	Smith’s Medical	MX564	Connect art. Line  to transducer
500mL 0.9% Sodium chloride	Baxter	2B1323Q	Drug delivery, Provide mist for Blower Mister
6  mL Syringe	Medtronic/Covidien	1180600777	Administer injectable agents
6.0 mm ID endotracheal tube	Mallinckrodt	86049	Establish airway for Revasc,MRI and Termination
6.5 mm ID endotracheal tube	Medline	DYND43065	Establish airway for Revasc,MRI and Termination
6” pressure tubing line	Smith’s Medical	MX560	Collect bone marrow
60 mL Syringe	Medtronic/Covidien	8881560125	Administer injectable agents
7.0 mm ID endotracheal tube	Medline	DYND43070	Establish airway for Revasc,MRI and Termination
7-0 Prolene	Ethicon	M8702	Suture
Advanced DMEM (1X)	ThermoFisher Scientific	12491023
Alcohol Prep pads	MedSource	MS-17402	Skin disinfectant
Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit	Millipore Sigma	UFC910024
Anesthesia Machine	Drager	Fabious Trio	maintains general anesthesia
Anesthesia Machine + ventilator	DRE Drager- Fabius Tiro	DRE0603FT	Deliver Oxygen and inhalant to patient
Anesthesia Monitor	Phillips  Intellivue	MP70	Multiparameter for patient safety
Arterial Line Kit	Arrow	ASK-04510-HF	Femoral catheter for blood pressure monitoring
Artificial Tears	Rugby	0536-1086-91	Lubricate eyes to prevent corneal drying
Bair Hugger	3M	Model 505	Patient Warming system
Basic pack	Medline	DYNJP1000	Sterile drapes and table cover
Blood Collection Tubes- green top	Fisher Scientific	02-689-7	Collect microsphere blood samples
Blower Mister Kit	Medtronic/Covidien	22120	Clears surgical field for vessel anastomosis
BODIPY TR Ceramide	ThermoFisher Scientific	D7540
Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle	Vidacare	9001-VC-005	Collect bone marrow
Bone Wax	Medline	ETHW31G	Hemostasis of cut bone
Bovie Cautery hand piece	Covidien	E2516	Hemostasis
Bupivicaine	Pfizer	00409-1161-01	Local Anesthetic
Buprenorphine 0.3 mg/mL	Sigma Aldrich	B9275	Pre operative Analgesic for survivial procedures
Cell Scrapers	Corning	353085
Cephazolin 1 gr	Pfizer	00409-0805-01	Antibiotic
Chest Tube	Covidien	8888561043	Evacuates air from chest cavity
Cloroprep	Becton Dickenson	260815	Surgical skin prep
CPT tube	BD	362753	MSC isolation from bone marrow
Delrin Constrictor	U of MN	Custom made	Creates stenosis of LAD
Dermabond	Ethicon	DNX12	Skin adhesive
DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES	ThermoFisher Scientific	12430062
Dobutamine 12.5 mg/mL	Pfizer	00409-2344-01	Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection
ECG Pads	DRE	1496	Monitor heart rhythm
Exosome-Depleted FBS	ThermoFisher Scientific	A2720801
Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL	Fisher Scientific	13-675-20
Femoral and carotid introducer	Cordis- J&J	504606P	femoral and carotis cannulas
Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS	ThermoFisher Scientific	16140089
Flo-thru 1.0	Baxter	FT-12100	used to anastomos LIMA to L
Flo-thru 1.25	Baxter	FT-12125	FT-12125
Flo-thru 1.5	Baxter	FT-12150	FT-12150
Flo-thru 2.0	Baxter	FT-12200	FT-12200
GlutaMAX Supplement	ThermoFisher Scientific	35050061
Hair Clipper	Oster	078566-011-002	Remove hair from surgery sites
Helistat collagen sponge	McKesson	570973 1690ZZ	Sponge for embedding exosomes
Heparin	Pfizer	0409-2720-03	anticoaggulant
Histology Jars	Fisher Scientific	316-154	Formalin for tissue samples
HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS)	Cytiva	SH30071.03
Hypafix	BSN Medical	4210	Secure wound dressing and IV catheters
Isoflurane	Sigma Aldrich	CDS019936	General Anesthestic- Inhalant
IV Tubing for Blower Mister	Carefusion	42493E	Adapts to IV Fluids for Blower/Mister
Jelco 18 ga IV catheter	Smiths medical	4054	IV access in Revasc, MRI and Term
Lidocaine 2%	Pfizer	00409-4277-01	Local Anesthetic/ antiarrthymic
Ligaclips	Ethicon	MSC20	Surgical Staples for LIMA takedown
Long blade for laryngoscope	DRE	12521	Allows for visualization of trachea for intubation
Meloxicam 5 mg/mL	Boehringer Ingelheim	141-219	Post operative Analgesic
Microsphere pump			Collect blood samples from femoral introducer
Monopolar Cautery	Covidien	Valleylab™ FT10	Hemostasis
Nanosight NS 300	Malvern Panalytical	MAN0541-03-EN
NTA 3.1.54 software	Malvern Panalytical	MAN0520-01-EN-00
OPVAC Synergy II	Terumo Cardiovascular System	401-230	Heart positioner and Stabilizer
Oxygen Tank E cylinder	various	various	Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn't have auxiliary flow meter
PBS, pH 7.2	ThermoFisher Scientific	20012050
Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture	ThermoFisher Scientific	15640055
Pigtail 145 catheter 6 French	Boston Scientific	08641-41	Measure LV pressures
Pressure Transducer	various	Must adapt to anesthesia monitor	Monitor direct arterial pressures
Propofol	Diprivan	269-29	Induction agent
Roncuronium	Mylan	67457-228-05	Neuromuscular blocking agent
SR Buprenorphine 10 mg/mL	Abbott Labs	NADA 141-434	Post operative Analgesic
Sterile Saline 20 mL	Fisher Scientific	20T700220	Flush for IV catheters
Sternal Saw/ Necropsy Saw	Thermo Fisher	812822	Used to open chest cavity
Stop Cocks	Smith Medical	MX5311L	2 to connect to pig tail
Succinylcholine 20 mg/mL	Pfizer	00409-6629-02	Neuromuscular blocking agent
Suction  tubing	Medline	DYND50223
Suction Container	Medline	DYNDCL03000
Surgery pack with chest retractor	various	See pack list	Femoral cut down and median sternotomy
Surgical Instruments	various	See pack list	Femoral and carotid cutdowns and sternotomy
Surgical Spring Clip	Applied Medical	A1801	Clamp end of LIMA after takedown
Syringe pump	Harvard		Delivers IV Dobutamine infusion
SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO	Millipore Sigma	S32703
Telazol 100 mg/mL	Fort Dodge	01L60030	Pre operative Sedative
Telpha pad	Covidien	2132	Sterile wound dressing
Timer			Time collection of blood samples
Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media)	ThermoFisher Scientific	4478359
TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE	ThermoFisher Scientific	TP90076
Triple Antibiotic Ointment	Johnson & Johnson	23734	Topical over wound
Vicryl mesh	Ethicon	VKML	Patch for epicardial cell application
Vortex			Mix microspheres
Xylazine 100 mg/mL	Vedco	468RX	Pre operative Sedative/ analgesic