Estabelecimento de um modelo experimental de endometrioma em camundongos para estudar sua infertilidade relacionada

Resumo

Este estudo apresenta um novo modelo de camundongo projetado especificamente para simular o endometrioma, um subtipo clinicamente significativo de endometriose. Ao utilizar camundongos C57BL / 6J, o modelo visa elucidar os mecanismos fisiopatológicos subjacentes à infertilidade relacionada ao endometrioma, oferecendo uma ferramenta refinada para preencher a lacuna de conhecimento atual em medicina reprodutiva.

Resumo

O endometrioma (OMA), um subtipo de endometriose caracterizado pela formação de cistos endometrióticos nos ovários, afeta 17-44% dos indivíduos diagnosticados com endometriose. As mulheres com OMA geralmente apresentam fertilidade comprometida, mas os mecanismos exatos subjacentes à infertilidade associada ao OMA permanecem obscuros. Notavelmente, os modelos animais existentes simulam endometriose peritoneal superficial (SUP) e endometriose infiltrativa profunda (DIE), deixando uma lacuna notável na pesquisa focada em OMA. Em resposta à lacuna de conhecimento, este artigo apresenta um modelo pioneiro de camundongo que simula OMA e fornece uma descrição abrangente das técnicas e procedimentos empregados no modelo. Com uma alta taxa de sucesso de 83% e especificidade da lesão ovariana, este modelo é uma promessa significativa para o avanço de nossa compreensão do OMA, particularmente no contexto da infertilidade. Ele oferece uma plataforma valiosa para a realização de pesquisas direcionadas sobre os desafios de fertilidade associados ao OMA, potencialmente abrindo caminho para melhores estratégias diagnósticas e terapêuticas no campo da medicina reprodutiva.

Introdução

O endometrioma (OMA) é o subtipo mais predominante de endometriose, observado em aproximadamente 17-44% dos indivíduos diagnosticados com endometriose ^1,2. É caracterizada pela formação de cistos endometrióticos dentro dos ovários. Esses cistos, coloquialmente chamados de "cistos de chocolate", derivam seu nome de sua consistência marrom distinta, semelhante ao alcatrão³. Além do OMA, a endometriose também pode se apresentar como endometriose peritoneal superficial (SUP) e endometriose infiltrativa profunda (DIE). SUP refere-se às lesões no revestimento peritoneal, enquanto DIE refere-se a lesões que penetram mais de 5 mm abaixo da superfície peritoneal⁴. A heterogeneidade na localização, aparência e profundidade da lesão entre esses subtipos de endometriose resulta em diversos sintomas clínicos e gravidade variável da doença ^5,6. A OMA está particularmente associada a estágios mais graves da endometriose e tem sido implicada em infertilidade, aderências pélvicas e aumento do risco de câncer de ovário 1,7,8,9.

A associação da endometriose, especialmente da OMA, com a infertilidade é uma questão clínica de grande preocupação. A endometriose está presente em 25-50% das mulheres inférteis, com 30-50% das mulheres diagnosticadas com endometriose apresentando infertilidade 10,11,12,13,14. Embora os mecanismos exatos de infertilidade associados ao OMA permaneçam indefinidos, algumas hipóteses foram levantadas. Um sugere que a endometriose leva a um estado inflamatório crônico, que pode interromper a função ovariana normal e prejudicar a qualidade do oócito^15,16. Outro propõe sobrecarga anormal de ferro no fluido folicular ovariano, que se acredita estar associada ao distúrbio de maturação do oócito¹⁴. Outros estudos abordam as interrupções na regulação hormonal¹⁷, na qualidade do oócito¹⁸ e no desenvolvimento embrionário¹⁹.

Historicamente, os modelos de roedores têm desempenhado um papel crucial no aprofundamento de nossa compreensão da endometriose, particularmente no estudo de sua patologia, impacto na fertilidade e mecanismos de dor 20,21,22,23. Roedores, particularmente ratos e camundongos, têm sido amplamente utilizados como modelos animais na exploração das relações de causa e efeito, mecanismos subjacentes, possíveis técnicas diagnósticas e intervenções terapêuticas para esta doença 22,24,25,26. É importante reconhecer que todos os modelos animais têm seus usos e limitações específicos. A escolha de um modelo específico depende do desfecho ou aspecto específico que está sendo medido ou estudado²⁷. Por exemplo, um modelo de rato demonstrou que o estresse pode exacerbar as manifestações da endometriose e influenciar os parâmetros inflamatórios, fornecendo informações sobre os possíveis gatilhos da doença²⁸.

No contexto da pesquisa de endometriose, existem vários modelos de roedores empregados. Uma abordagem comumente usada é o modelo homólogo, que envolve o transplante de tecido uterino de roedores na cavidade peritoneal ou vasos mesentéricos da mesma espécie²⁹. Esse modelo oferece vantagens em termos de imunocompetência e adequação para estudos de longo prazo³⁰. No entanto, as limitações surgem devido à disparidade parcial entre o tecido uterino ectópico implantado em camundongos e as características das lesões endometrióticas humanas³¹. Outra abordagem é o modelo heterólogo, onde uma biópsia endometrial humana é implantada em um camundongo imunossuprimido³². Esse modelo permite o uso do endométrio ectópico humano como tecido doador para o desenvolvimento da lesão, proporcionando validade construtiva³². No entanto, conta com camundongos imunossuprimidos como receptores, o que dificulta uma avaliação abrangente das respostas imunes envolvidas na etiologia do distúrbio³³. No entanto, é importante reconhecer que os modelos existentes se concentram principalmente em espelhar a condição generalizada SUP, capturando inadequadamente as características únicas do OMA e do DIE³⁴. Atualmente, há uma escassez de modelos específicos disponíveis para estudar o DIE, com apenas alguns modelos existentes, incluindo um modelo recente de roedores desenvolvido por Yan et ^al.35. Essa escassez ressalta a necessidade de mais pesquisas e o desenvolvimento de modelos que capturem com precisão as características específicas do DIE. Além disso, nossa compreensão do OMA, especialmente sua associação diferenciada com a fertilidade, também permanece limitada^26,36.

Abordando os desafios existentes, este artigo apresenta um novo modelo experimental de camundongo homólogo projetado para simular especificamente o OMA. O objetivo é fornecer informações únicas sobre os mecanismos patológicos subjacentes à infertilidade relacionada ao OMA, preenchendo assim a lacuna de conhecimento nesta área crucial da medicina reprodutiva. Em resumo, os camundongos C57BL / 6J foram usados por suas características reprodutivas semelhantes às humanas. Após a sincronização do ciclo estral, os tecidos uterinos de camundongos doadores foram picados e transplantados para a bursa ovariana dos camundongos receptores na proporção de 1:2. Após um intervalo de 4 semanas, foram realizados exames morfológicos e histológicos das lesões ovarianas para validar a presença de OMA e avaliar qualquer atresia folicular associada. Com uma taxa de sucesso de 83%, este modelo oferece aos pesquisadores uma plataforma confiável para estudos de OMA, enfatizando o desenvolvimento de lesões especificamente nos ovários para investigações focadas.

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Protocolo

Todos os procedimentos experimentais conduzidos neste estudo foram aprovados e regulamentados sob o número de protocolo 21-203-MIS_[C] pelo Comitê de Ética da Universidade Chinesa de Hong Kong.

1. Aclimatação e seleção de animais

1. Preparação de ratos
   1. Obtenha 18 camundongos C57BL / 6J (fêmeas primíparas, 8-9 semanas de idade: 6 doadores, 12 receptores) de um fornecedor respeitável. Verifique os certificados de integridade.
   2. Mantenha todos os mouses em um ambiente de alojamento controlado: 22-24 °C, níveis de umidade entre 40% e 60% e com um ciclo claro/escuro de 12 h. Use ar filtrado por HEPA, se disponível.
   3. Permitir 72 h de aclimatação para os ratos com acesso contínuo a comida e água, minimizando a interação humana para reduzir o estresse.
2. Sincronização do ciclo estral
   1. Colete roupas de cama contendo feromônios masculinos; introduzi-lo em gaiolas femininas por 48 h.
3. Citologia vaginal
   1. Realize citologia vaginal na manhã seguinte.
      NOTA: É necessário realizar um esfregaço em uma hora consistente do dia, normalmente às 9:00 da manhã.
      1. Prepare cotonetes de cabeça dupla, PBS autoclavado, uma placa de Petri de 35 mm e lâminas de vidro com antecedência. Dispense 10 mL de PBS em uma placa de Petri. Mergulhe uma extremidade do cotonete no PBS para permitir que ele absorva o líquido.
      2. Retire suavemente um rato de sua gaiola e coloque-o na tampa de uma gaiola vazia.
      3. Segure a cauda usando o polegar e o indicador de uma mão e, com a outra mão, pegue o cotonete umedecido e insira-o delicadamente na vagina do rato. Insira cuidadosamente a ponta do cotonete a uma profundidade de aproximadamente 1,0 cm na vagina do mouse. Gire o cotonete suavemente, mantendo um ângulo de cerca de 45° em relação ao eixo longo do corpo do animal.
         NOTA: Girar o cotonete lentamente durante a inserção pode facilitar um procedimento mais suave e minimizar a estimulação potencial do colo do útero.
      4. Remova suavemente as células do lúmen e das paredes vaginais girando continuamente o cotonete e, em seguida, retire cuidadosamente o cotonete.
         NOTA: Durante este processo, certifique-se de que o cotonete seja girado continuamente, tomando cuidado para não entrar em contato com os pelos ao redor. Depois, retire cuidadosamente o cotonete para evitar qualquer contaminação potencial.
      5. Transfira as células coletadas rolando suavemente a ponta do cotonete em uma lâmina de vidro limpa e pré-rotulada.
         NOTA: O cotonete deve ser descartado após a transferência das células para as lâminas, e um novo deve ser usado para cada animal.
      6. Inspecione as lâminas ao microscópio para detectar células epiteliais cornificadas. Procure a presença uniforme de células epiteliais cornificadas na citologia vaginal, o que é indicativo do estágio estral. Capture fotografias e registre as observações.
         NOTA: Com a experiência adequada, a coloração de esfregaços vaginais não é necessária. No entanto, se um experimentador não puder "ler" os esfregaços sem que eles sejam manchados, então é necessário.

2. Estabelecimento do modelo de endometrioma

NOTA: Selecione apenas camundongos no estágio de estro como camundongos doadores e receptores no estabelecimento modelo. Ao realizar experimentos em um camundongo, certifique-se de que ele esteja fora da vista de outras pessoas e que não seja reintroduzido na companhia de outros animais até que esteja completamente recuperado. O diagrama de geração do modelo pode ser encontrado na Figura 1.

1. Preparação de tecido do doador
   1. Sedar os camundongos doadores com uma combinação de cetamina (75 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg). Eutanasiar os camundongos doadores por translocação cervical sob anestesia.
   2. Desinfete a área abdominal com um cotonete de etanol a 70%.
   3. Use uma tesoura cirúrgica estéril para criar uma incisão (1 cm) ao longo da linha média do peritônio para expor a camada muscular. Escolha outra tesoura cirúrgica para cortar a camada muscular e revelar a cavidade pélvica.
   4. Feche as pontas da pinça e levante suavemente os intestinos usando a porção central romba.
   5. Localize o útero e os tecidos ovarianos. Realize uma dissecção estéril de todo o corno uterino, incluindo ambos os chifres uterinos, certificando-se de que o tamanho aproximado da peça que está sendo removida seja de ~ 1,5 cm de comprimento. Coloque os tecidos excisados em uma placa de Petri contendo PBS e remova o excesso de tecido adiposo.
   6. Dissecar minuciosamente os tecidos em pedaços de 1 mm³ usando um bisturi esterilizado. Mantenha os tecidos úmidos adicionando PBS periodicamente.
2. Procedimento de transplante
   1. Anestesiar os camundongos receptores com uma mistura de cetamina (75 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg).
   2. Aplique pomada oftálmica para evitar o ressecamento dos olhos durante a cirurgia. Coloque os camundongos em decúbito dorsal em uma placa cirúrgica estéril.
   3. Determine o local da cirurgia manipulando suavemente as patas traseiras do camundongo, com uma proeminência óssea palpável sob a pele. Este ponto de destaque, claramente visível através da pele, serve como um marcador anatômico confiável para os ovários do camundongo receptor durante o procedimento cirúrgico.
   4. Raspe o local da cirurgia, certificando-se de que 150% da área ao redor esteja livre de pelos. Em seguida, desinfete a pele com rodadas alternadas de betadina e álcool 70% pelo menos 3 vezes. Use uma cortina cirúrgica estéril para evitar o contato entre tecidos, instrumentos estéreis e suturas com qualquer pelo restante. Por fim, crie uma incisão lateral precisa (3-5 mm) no local cirúrgico predeterminado.
   5. Estabilize o ovário com pinças de mão não dominantes. Injete suavemente 100 μL de PBS na bursa ovariana, observando a ligeira separação.
   6. Crie uma pequena fenda na bursa. Transplante os fragmentos de tecido uterino (1 mm³) usando microfórceps.
      NOTA: Evite o enchimento excessivo para evitar pressão nos tecidos circundantes.
   7. Para cirurgia simulada, replique todas as etapas, exceto a etapa 2.2.6.
3. Cuidados pós-operatórios
   1. Suturar as camadas musculares com suturas absorvíveis (ou seja, vicryl 5-0) e a pele com suturas não absorvíveis (ou seja, nylon 5-0).
   2. Coloque um rato numa almofada de aquecimento regulada para 37 °C até que a plena consciência regresse. Monitore a respiração e espere que as extremidades fiquem rosadas.
   3. Administre buprenorfina (0,1 mg / kg, por via subcutânea) para dor a cada 12 h por 48 h. Verifique se há sinais de dor, infecção ou angústia a cada 8 h nas primeiras 24 horas e depois 3x ao dia nos próximos 3 dias.
      NOTA: O animal não é deixado sozinho até que tenha recuperado a consciência suficiente para sustentar a decúbito esternal.

3. Validação do modelo

1. Validação bruta
   1. Após 4 semanas, anestesiar os camundongos receptores usando uma combinação de cetamina (75 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg). Em seguida, sob anestesia profunda, eutanasiar os camundongos realizando a translocação cervical.
   2. Realize uma incisão na linha média e exponha a cavidade abdominal para inspeção de órgãos.
   3. Extraia os ovários com lesões visíveis e tire fotografias.
   4. Inspecione minuciosamente se há lesões endometrióticas estranhas.
2. Validação histológica
   NOTA: Devido à presença de solventes odoríferos potencialmente irritantes nos experimentos histológicos, deve ser realizado em uma capela de exaustão.
   1. Fixe os ovários junto com as lesões em formalina tamponada neutra a 10%.
   2. Processar os tecidos seguindo os mesmos procedimentos descritos por Adeniran et ^al.37, incluindo alocação, fixação e inclusão de tecidos.
   3. Corte tecidos em série com 4-5 μm de espessura, flutue em banho-maria a 45 °C e monte em lâminas de vidro. Rotule claramente os slides com o número do mouse, o lado do ovário e o número da seção. Secar durante a noite a 37 °C.
   4. Coloração PAS-hematoxilina
      1. Desparafinização: Coloque as lâminas em xileno ou um substituto de xileno para remover a parafina.
         NOTA: Pode ser necessário executar esta etapa algumas vezes.
      2. Reidratação: Reidrate gradualmente as seções de tecido, colocando as lâminas em uma série de concentrações decrescentes de etanol (100%, 95%, 80%, 70%).
      3. Tratamento com ácido periódico: Cubra as seções de tecido com uma solução de ácido periódico a 1% e deixe-as descansar por 5-10 min em temperatura ambiente.
         NOTA: Esta etapa oxida os grupos glicol do tecido em grupos aldeídos, permitindo a reação com o reagente de Schiff e a formação de uma coloração rosa-púrpura para indicar as estruturas ovarianas.
      4. Enxágue bem as lâminas com água destilada para remover qualquer ácido periódico residual.
      5. Manchar as secções de tecido com uma solução de Schiff durante 15 min.
      6. Enxágue as lâminas primeiro em água quente corrente da torneira para remover o excesso de manchas e, em seguida, em água destilada.
      7. Contra-core as seções com 1 g/L de hematoxilina de Meyer por 2-3 min.
      8. Enxágue as lâminas em água corrente da torneira por 2-3 min.
      9. Aplique o reagente azulado por 30 s.
      10. Enxágue as lâminas em água destilada.
      11. Desidrate gradualmente as seções imergindo-as em concentrações crescentes de etanol (70%, 80%, 95% e 100%).
      12. Mergulhe as seções em um agente de compensação (por exemplo, xileno) para torná-las transparentes.
      13. Aplique um meio de montagem nas seções das lâminas e coloque suavemente uma lamínula sobre as seções, garantindo que não haja bolhas de ar. Deixe as corrediças secarem ao ar no capô para facilitar a solidificação do meio de montagem.
   5. Examinar ao microscópio óptico. Documente a presença de glândulas endometriais, estroma e cistos hemorrágicos confirmando a endometriose no ovário.

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Resultados

O estabelecimento bem-sucedido do OMA
Dos 12 camundongos submetidos ao protocolo de transplante, 10 exibiram lesões características da OMA, tanto em nível anatômico macroscópico quanto histológico, traduzindo-se em uma taxa de sucesso de 83%. O exame macroscópico revelou lesões cheias de líquido aderentes aos ovários, lembrando apresentações clínicas de OMA (Figura 2). O exame histopatológico, conforme ilustrado na

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Discussão

A prevalência de OMA na população feminina global ressalta uma preocupação crítica com a saúde³⁸. Além dos sintomas gerais da endometriose, a OMA traz desafios adicionais para a fertilidade, incluindo dor pélvica intensa, potencial para torção ovariana e outras implicações notáveis ^39,40. Embora a compreensão da patogênese e progressão da OMA esteja amplamente envolta em mistério, o vácu...

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Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 cc syringe with 25 G needle	BD Biosciences	301320
10 mm Tissue culture dish	FALCON	353001
10% Buffered formalin	Fisher Scientific	SF100-4
10x phosphate buffered saline (PBS) buffer	Fisher Scientific	AM9625
30 G needle	BD Biosciences	305107
5-0 black braided silk non-absorbable suture	Ethicon Inc.	W500H
70% Ethanol
Adhesive microscope slides	Marienfeld	810401
Buprenorphine Injection	Med-Vet International	RXBUPRENOR5
Double-headed cotton swab	SANYO Co., LTD.	HUBY-340
Fine forceps	Fine Science Tools	11254-20
Ketamine	Alfasan International b.v	2203095-08
Microtubes	Corning	MCT-150-C
Needle holder	Excelta Corporation	2827-NH-35-SE-ND
Ophthalmic ointment	Major Pharmaceuticals	10033691
Periodic Acid Schiff (PAS) Stain Kit	Abcam	Ab150680
Powder free sterile gloves	Fisher Scientific	19020558
Processing/embedding cassettes	Fisher Scientific	15-197-700A
Size 3 scalpel	Fisher Scientific	22-079-657
Small serrated semi-curved forceps	Roboz Surgical Instruments Co.	RS-5135
Small surgical scissors	Roboz Surgical Instruments Co.	RS-5850
Standard light microscope			For evaluating vaginal cytology smears and histological analysis.
Steel scalpel blades #10	B.Braun	BB510
Sterile gauze	MEDICOM	HMWS 077
Sterilized pyrex glass Petri dishes	Corning	70160-101
Thermoregulated electric pad
VICRYL RAPIDE (polyglactin 910) absorbable Suture	Ethicon Inc.	W9918
Xylazine	Alfasan International b.v	2110333-10