Os autores gostariam de agradecer a todos os membros do laboratório Ricke, passado e presente. Agradecemos Calvin Patten, Jr., DVM e Brigitte Raabe, DVM, pelos comentários úteis sobre o protocolo. Gostaríamos de agradecer o NIDDK, NCI e NIEHS pelo apoio financeiro para estes estudos: R01DK093690, R01CA123199, RC2ESO18764. TMN é um estagiário no Programa de Formação do Cientista Médico da Universidade de Rochester financiado pelo NIH T32 GM07356, o NIH sob Ruth L. Kirschstein Nacional Research Service Award F30DK093173 também apóia este projeto. CDV é suportado por T32CA157322 e ABT é suportado por T32ES007015 na Universidade de Wisconsin-Madison. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva de seus autores e não representam, necessariamente, a posição oficial do Instituto Nacional de Ciências Médicas Gerais ou NIH.

1. Preparação do comprimido hormonal / Drogas Pellet <ol><li> Este procedimento deve ser feito em uma capa de segurança química, enquanto vestindo um casaco de laboratório, luvas, máscara, óculos de segurança, e capô. Para evitar a contaminação cruzada, é essencial que o equipamento de fabricação sedimento é cuidadosamente limpa com etanol a 70% antes e depois do fabrico de cada tipo de sedimento. </li><li> Usando uma balança analítica e pesar papel, medir a quantidade desejada de pó de hormônio / drogas. Cerca de 5% de material adicional é recomendado para acomodar a perda durante a prensagem. </li><li> Algumas hormonas e / ou drogas requer um agente de ligação ou de enchimento, que é misturada antes da pelota fabrico. Por exemplo, para a fabricação de um 2,5 mg de pelotas de 17β-estradiol, combinar a hormona com 22,5 mg de colesterol, o que resulta em um 25 mg de pelotas. </li><li> Transferir cuidadosamente em conjunto morrer, lugar sob a imprensa e empurre a alavanca firmemente para baixo para comprimir pelota. Use pressão consistente para manter a superfície constante sãoum em relação ao volume. </li><li> Próxima reverter o suporte da matriz e empurre a alavanca para baixo novamente para liberar o sedimento. </li><li> Inspecione pelota para a integridade e determinar se massa final está dentro da faixa desejada. Um intervalo aceitável é uma diferença de ± 5% da massa final (por exemplo, uma gama aceitável para uma pastilha de 25 mg é 23,8-26,3 mg). </li><li> Pelotas pode ser feita antes da cirurgia e armazenado (condições e tempo de armazenamento depende da estabilidade do hormônio ou medicamento usado na fabricação de pelotas). Pelotas de hormônio pode ser comprado como uma alternativa para agregar fabricação. Adquirindo pelotas evita o uso de drogas da classe não-farmacêuticas, uma vez que serão formuladas e agravado. </li></ol> 2. Preparação de células recombinantes Xenoenxertos <ol><li> Colheita e cultura primária rato mesenchyme urogenital (UGM) células estromais para menos de 4 semanas antes de ser recolhida para a contagem. </li><li> Cultura imortalizado próstata linhagens de células epiteliais no fash habitualíon e recolher para a contagem. Para este exemplo, preparar os enxertos de células recombinantes por mistura de 100.000 células BPH-1 epiteliais por enxerto com 250.000 células estromais UGM por enxerto em suspensão. </li><li> Células de pellets em conjunto e re-suspender o suficiente colágeno tipo neutralizado 1 cauda de rato para fazer número desejado de enxertos, cada um em um volume de 25 mL a 50 mL. </li><li> Definir enxertos recombinantes a 37 ° C durante 15 minutos e, em seguida cobrir com meio de crescimento durante o armazenamento a 37 ° C durante até 48 horas antes da enxertia. </li></ol> 3. Preparação de xenoenxertos de tecidos <ol><li> Manter precauções universais para patógenos transmitidos pelo sangue durante a colheita de tecidos e procedimento cirúrgico. Após aprovação do conselho de revisão institucional e consentimento informado, obter o tecido da próstata fresco de ressecção cirúrgica. Para estudos de crescimento HBP, os tecidos podem ser colhidos a partir de ressecção transuretral da próstata ou procedimentos de prostatectomia simples. Xenografts primárias da AEP ou prost benignoComeram tecido pode ser obtida a partir de amostras de prostatectomia radical. </li><li> Loja colhido tecido em mídia isotônicas buffer celulares ou soro fisiológico no gelo. Dependendo das condições do tecido e armazenamento, as amostras podem ser armazenadas até 24 horas antes da preparação de enxertos de tecidos. A prática comum é dividir a amostra em três partes, com uma seção fixa em formalina e processados ​​rotineiramente para histologia, uma peça congeladas rapidamente para análise molecular e uma peça dividida em enxertos de tecido (1-3 mm de tamanho). </li></ol> 4. Preparação de fogo polido vidro Pipeta <ol><li> Luvas resistentes a usar óculos de protecção, bata de laboratório e de calor, lugar de vidro Pasteur pipeta ponta em bico de Bunsen chama em um ângulo de aproximadamente 60 ° para começar. </li><li> Manter um, um ligeiro movimento constante para a pipeta, de modo a evitar pontos quentes. </li><li> Desenhe a ponta fina e fogo-polonês com o objetivo de ser um final ligeiramente curvo com um arredondado, ponta fechada. </li></ol&gt; 5. Preparação de Instrumentos e centro cirúrgico <ol><li> Autoclave todos os instrumentos. Antes da cirurgia, inspecionar todos os instrumentos, tendo o cuidado de manter o campo estéril. </li><li> Configure área cirúrgica esterilizada com absorventes, o escopo de dissecação, anestesia nariz cone, instrumentos cirúrgicos e lâmpada de aquecimento direcionado para a área de trabalho. Para esterilizar ferramentas entre ratos, Pré-aquecer esterilizador talão. </li><li> Montar e aparelho de anestesia teste; pesar limpador de gás. </li><li> Usando as microondas, pastilhas de cera de calor por até 5 minutos (em incrementos de 1 min, amassar o bloco de cera, a fim de combinar derretido e unmelted cera) em 70-80% de energia, até que toda a cera é derretida uniformemente. Ao toque, garantir a almofada não está muito quente e colocar sob a gaiola de recuperação roedor vazio. </li><li> Don equipamento de protecção individual para procedimentos cirúrgicos de roedores, incluindo máscara cirúrgica, gorro, luvas e bata. </li></ol> 6. Procedimento cirúrgico: Renal Capsule xeno<ol><li> Todos os procedimentos que envolvam animais de pesquisa deve ser feita com a aprovação de cuidados de animais de uso institucional e comitês. Antes da indução da anestesia, observar o mouse para garantir a saúde e bem-estar. </li><li> Posicione o mouse na câmara de indução da anestesia isoflurano em 3-5%. Quando o animal parou de se mover e freqüência respiratória diminuiu, a transferência para o nariz cone na posição prona, e manter a anestesia em 1-3%. </li><li> Se necessário, use tesouras para raspar a parte de trás do mouse. Isso não é necessário quando se utiliza nuas (nu / nu) ratos atímicos. </li><li> Aplique uma pressão firme para o cinto da pata traseira estendida para avaliar a adequação da anestesia. Se o mouse responde à pressão, é necessário mais tempo para a anestesia fazer efeito. Se necessário, ajustar o fluxo anestesia ligeiramente para atingir anestesia adequada. </li><li> Quando o mouse está devidamente anestesiados, desinfete o local da cirurgia com a solução (Betadine) iodo cirúrgico seguido de70% de álcool. </li><li> Don luvas estéreis e vestido; aplicar campos estéreis para o local da cirurgia. Levante a pele para trás com um par de pinças dentadas, e usar a tesoura grosseiros fazer um 2-3 cm dorsal incisão mediana. </li><li> Utilizando uma tesoura sem corte ou uma sonda, separar a derme subjacente a partir da parede do corpo (em ambos os lados da incisão para enxertos bilaterais ou de um lado para o enxerto unilateral). </li><li> Reposicionar o mouse para a posição lateral, e identificar a localização do rim, visualizando o perfil renal através da parede muscular. Aplicando pressão manual suave com o polegar eo dedo indicador no abdômen pode ajudar com a visualização de órgãos internos. </li><li> Com uma tesoura de íris finos, e tendo o cuidado de evitar grandes vasos e nervos espinhais, fazer uma incisão de 1 cm na parede do corpo paralelo à coluna vertebral. Ampliar esta incisão para 1,5-2,0 cm (um pouco mais do que o longo eixo do rim), abrindo delicadamente a tesoura mais amplo depois de colocá-los na incisão inicial. </li><li> Exteriorizar o rim através da aplicação de uma leve pressão do lado de fora da parede do músculo em cada lado do rim com o dedo indicador e polegar. Tuck as bordas da pele abaixo do rim exteriorizada, que vai descansar na parede do corpo. Embora o rim é exteriorizado, manter a hidratação da cápsula renal através da aplicação de solução salina estéril. </li><li> Usando finas # 5 fórceps levante cuidadosamente a cápsula renal do parênquima do rim e com um bom bisturi, faça uma incisão de 2 mm -4 na cápsula. O tamanho da incisão é determinado pelo tamanho do enxerto, mas deve ser minimizada, a fim de manter a integridade da cápsula. </li><li> Manipular uma pipeta de Pasteur de vidro, que foi desenhada e fina-fogo polido com uma extremidade fechada arredondada sob a cápsula tangencial à superfície do rim. Abra cuidadosamente uma pequena bolsa cápsula para os enxertos, utilizando muito cuidado para não danificar o parênquima renal. </li><li> A orla de corte da cápsula renal é levantado com a pinça fina, e o i enxertos inseridas na bolsa, sob a cápsula com o vidro pipeta polida ao fogo. Diversos enxertos podem ser colocados sob a cápsula do rim e uniformemente espaçados na superfície do rim. </li><li> Se, durante o curso de enxertia, a cápsula fica desidratado, ele deve ser humedecido por aplicação de solução salina estéril. </li><li> Quando enxertia está completa, elevar ligeiramente os lados da incisão da parede muscular para substituir o rim de volta para dentro da cavidade do corpo. Observa-se que os enxertos não escorregar para fora de debaixo da cápsula. </li><li> Feche a parede do músculo com uma única sutura (4-0, FS-2 vicryl sutura). O procedimento cirúrgico pode ser repetido no rim contralateral reposicionando o mouse. </li><li> Quando enxerto estiver concluída, o mouse pode sofrer implantação pellet subcutânea durante o mesmo procedimento cirúrgico (Veja Protocolo passo 7). </li><li> Utilizando uma pinça dentada, alinhe as bordas da lesão de pele e aplicar 2-3 clips ferida cirúrgica para fechar a incisão. Administrar analgesia (usamos 5-10 mg / kg carprofen usando uma injeção subcutânea) e coloque o mouse na posição de decúbito lateral na gaiola de recuperação. Assegurar a manutenção da temperatura do corpo com o calor de uma lâmpada ou uma almofada de aquecimento. Observar para a recuperação total do mouse, o que deve ocorrer em menos de 15 minutos. </li><li> Ratos devem ser observados para o próximo 24 horas por sinais de dor pós-operatória, sangramento e / ou outras complicações. Inspecione regularmente incisão cirúrgica para sinais de infecção. </li><li> Remover clips ferida com dispositivo cirúrgico remoção ferida clipe 7-14 dias após a cirurgia. </li></ol> 7. Procedimento cirúrgico: subcutânea Pellet Implantação <ol><li> Repita os passos de 6,1-6,5 de cápsula renal xeno procedimento cirúrgico. </li><li> Levante a pele para trás com um par de fórceps de pele, e usar a tesoura grosseiros fazer um 1-2 cm dorsal incisão mediana. </li><li> Utilizando uma tesoura sem corte ou uma sonda, separar a derme subjacente a partir da parede do corpo numa direcção craniana. </li><li> Usando fórceps da pele,levantar delicadamente o aspecto cranial da incisão na pele, e segurando a pelota hormônio delicadamente com uma pinça, serrilhadas retas, insira o pellet e solte na nuca, no bolso que você criou com a sonda sem corte. </li><li> Repita os passos de 6,18-6,20 cápsula renal xeno procedimento cirúrgico. Se estiver executando a implantação subcutânea pellet só, use um clipe de ferida cirúrgica para fechar a incisão cirúrgica. </li></ol>

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M., Pihl, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristics+of+human+tumour+xenografts+transplanted+under+the+renal+capsule+of+immunocompetent+mice.">Characteristics of human tumour xenografts transplanted under the renal capsule of immunocompetent mice.</a> Brit. J. Cancer. 51, 347-356 (1985).</li><li>Cunha, G. R., Lung, B., Reese, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glandular+epithelial+induction+by+embryonic+mesenchyme+in+adult+bladder+epithelium+of+BALB/c+mice.">Glandular epithelial induction by embryonic mesenchyme in adult bladder epithelium of BALB/c mice.</a> Investigative urology. 17, 302-304 (1980).</li><li>Norman, J. T., Cunha, G. R., Sugimura, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+induction+of+new+ductal+growth+in+adult+prostatic+epithelium+in+response+to+an+embryonic+prostatic+inductor.">The induction of new ductal growth in adult prostatic epithelium in response to an embryonic prostatic inductor.</a> The Prostate. 8, 209-220 (1986).</li><li>Hayward, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+between+adult+human+prostatic+epithelium+and+rat+urogenital+sinus+mesenchyme+in+a+tissue+recombination+model.">Interactions between adult human prostatic epithelium and rat urogenital sinus mesenchyme in a tissue recombination model.</a> Differentiation. 63, 131-140 (1998).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+human+prostatic+epithelial+model+of+hormonal+carcinogenesis.">A human prostatic epithelial model of hormonal carcinogenesis.</a> Cancer Res. 61, 6064-6072 (2001).</li><li>Ricke, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Androgen+hormone+action+in+prostatic+carcinogenesis:+stromal+androgen+receptors+mediate+prostate+cancer+progression,+malignant+transformation+and+metastasis.">Androgen hormone action in prostatic carcinogenesis: stromal androgen receptors mediate prostate cancer progression, malignant transformation and metastasis.</a> Carcinogenesis. 33, 1391-1398 (2012).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+characterization+of+efficient+xenograft+models+for+benign+and+malignant+human+prostate+tissue.">Development and characterization of efficient xenograft models for benign and malignant human prostate tissue.</a> The Prostate. 64, 149-159 (2005).</li><li>Goto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proximal+prostatic+stem+cells+are+programmed+to+regenerate+a+proximal-distal+ductal+axis.">Proximal prostatic stem cells are programmed to regenerate a proximal-distal ductal axis.</a> Stem Cells. 24, 1859-1868 (2006).</li><li>Xin, L., Ide, H., Kim, Y., Dubey, P., Witte, O. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+regeneration+of+murine+prostate+from+dissociated+cell+populations+of+postnatal+epithelia+and+urogenital+sinus+mesenchyme.">In vivo regeneration of murine prostate from dissociated cell populations of postnatal epithelia and urogenital sinus mesenchyme.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 11896-11903 (2003).</li><li>Priolo, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+and+genomic+characterization+of+mouse+xenografts+of+human+primary+prostate+tumors.">Establishment and genomic characterization of mouse xenografts of human primary prostate tumors.</a> Am. J. Pathol. 176, 1901-1913 (2010).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon.">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586 (2011).</li></ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Este papel e o protocolo delineado aqui descrever o fabrico de hormona comprimido e / ou peletes de droga, e o procedimento cirúrgico para a implantação da pelete de camundongos. Dependendo da questão de pesquisa para ser dirigida, esta técnica pode ser realizada isoladamente ou em combinação com xeno cápsula renal de células de próstata enxertos recombinantes ou xenoenxertos de tecidos da próstata, os quais são amplamente usados ​​em técnicas de pesquisa de próstata 17-19. Tomadas em conjun...

O câncer de próstata (AEP) e hiperplasia prostática benigna (BPH) são encargos significativos para a saúde. AEP é o segundo câncer de órgão sólido mais prevalente em homens e uma das principais causas de câncer relacionados com a morte 1. HBP também é altamente prevalente entre os homens mais velhos, e estima-se que a manifestação clínica da HBP, os sintomas do trato urinário inferior (LUTS), vai afetar 50-90% dos homens 2. Enquanto andrógenos e estrógenos são conhecidos por serem importantes na AEP e BPH, a nossa compreensão dos mecanismos hormonais que sustentam a carcinogênese e crescimento permanece incompleta 3,4. Modelos animais geneticamente simples e tratável sustentar os estudos que irão abordar estas prioridades em pesquisa de próstata. Em doenças responsivas hormonais como AEP e BPH, o uso da via subcutânea, pelotas de hormônios de liberação lenta, de forma isolada ou em combinação com renal xeno cápsula (a transferência de células, tecidos ou órgãos de uma espécie para outra) na immunocomphospedeiro romised mouse, fornece um método simples e reprodutível para o estudo de regulação hormonal do crescimento e carcinogênese. A implantação subcutânea hormônio pellet é uma técnica simples e reprodutível para estudar regulação hormonal da carcinogênese e do crescimento benigno na próstata 5. A implantação subcutânea de ratinhos macho adulto com 25 mg de testosterona (T) e 2,5 mg de 17β-estradiol (E2), provoca um aumento no soro e 2 e decréscimo gradual em T, recriando o ambiente hormonal dinâmica de homens idosos 5,6. Além disso, este modelo recapitula muitas das características clínicas da HPB-LUTS 5,7. Métodos alternativos de administração de hormônios incluem a administração oral / gavage ou injeção intraperitoneal, que causam sofrimento ao roedor, são menos consistentes no fornecimento da mesma quantidade de droga ao longo do tempo, e são mais do que um implante cirúrgico de um tempo de trabalho intensivo. Outros modos para subcutâneas hormone e / ou a entrega da droga incluem cápsulas Silastic 8. Enquanto nós também temos experiência com o uso de cápsulas de Silastic, pelotas comprimidas são favorecidos pela sua facilidade de uso e reprodutibilidade. Além disso, as taxas de liberação de hormônio de pelotas comprimidas melhor imitar os rácios de esteróides sexuais dinâmicas hormonais observados nos homens idosos 5,7. Desde o desenvolvimento de ratinhos geneticamente imunocomprometidos, numerosos sistemas modelo in vivo incorporando técnicas xeno ter sido desenvolvido para o estudo de uma ampla variedade de tecidos normais e doentes. Existem várias categorias de base do xeno. Xenoenxertos de tecidos consistem de um pequeno pedaço de tecido intacto, o que pode ser uma estrutura normal, tumor maligno ou benigno do crescimento. Szot et al. (2007), recentemente iluminada xeno cápsula renal de ilhotas pancreáticas 9. Aamdal et al. (1985) descreveu xeno cápsula renal de 27 linhas celulares de cancro humano em imrato munocompromised hospeda 10. Enxertos também pode ser composto por uma única linha de células imortalizada (canceroso ou não tumorigénico), ou pode consistir de uma linha de células imortalizada combinada com células isoladas a partir de mesênquima (enxerto de células recombinante). Somos a favor de xeno de recombinantes células para investigar os respectivos papéis do estroma e epitélio no desenvolvimento da AEP e BPH. Cunha et al. (1980) foi o primeiro a relatar que quando adulto murino epitélio da bexiga é combinado com mesênquima embrionário seio urogenital (UGM) e xenoenxertados sob a cápsula renal de ratos hospedeiros machos, o tecido se desenvolve em estruturas semelhantes a ácinos próstata 11. Norman et al. (1986) mostraram que ratinhos adultos ductal da próstata e epitélio UGM, quando combinados em recombinantes de tecido, são submetidos a um crescimento e ramificação ductal morfogénese 12. Hayward et al. (1988) mostrou que o epitélio da próstata humano responde a indutivos m fetalesenchyme de uma forma semelhante 13. Um modelo de carcinogénese hormonal na próstata, ao combinar a linha de células epiteliais imortalizadas da próstata humana BPH-1 com UGM, foi relatado pela primeira vez por 14 Wang et al. (2001) e tem sido amplamente utilizado no nosso laboratório 15. Este modelo é bem adequado para a compreensão progressão PRCA porque epitélio benigna da próstata se transforma em doença metastática, modelagem avançada PRCA em humanos 5. Como os componentes específicos podem ser geneticamente manipulados, enxertia de células recombinante é particularmente útil como uma abordagem para avaliar as interacções de estroma-epitelial. Outros locais adequados para xeno são intradérmica, subcutânea e locais ortotópico 16. Dependendo do processo de tecidos e doença de interesse, estes podem ser abordagens alternativas adequadas. Para o estudo da carcinogênese hormonal da próstata e regulação do crescimento benigno, escolhemos a cápsula renalsite para xeno devido às suas maiores enxerto tomar forma, o fornecimento de sangue abundante e capacidade de implantar um maior número de enxertos em um local confinado 16. Além disso, a manipulação hormonal do ratinho hospedeiro que resulta em atrofia prostática limita o uso da próstata enxerto ortotópico 16. Este protocolo descreve técnicas de fabrico comprimido hormona / droga sedimento e a implantação cirúrgica, bem como xeno cápsula renal de células da próstata humana e tecido de enxertos. Em conjunto, estas técnicas proporcionam um ensaio sensível para determinar se um rato geneticamente modificado é mais susceptível a PRCA e / ou de iniciação BPH do que as estirpes de controlo. Xeno é uma técnica poderosa para a avaliação in vivo do potencial de células experimentais para o desenvolvimento histológica e as características moleculares de malignidade, bem como um ensaio para novas estratégias de tratamento para uma grande variedade de doenças benignas e malignas.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>EQUIPMENT &amp; MATERIALS</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Pellet press</td>
			<td>PARR Industries </td>
			<td>2815</td>
			<td>3mm Punch &amp; Die set</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Analytical Balance</td>
			<td>Ohaus</td>
			<td>1918302</td>
			<td>Voyager or other</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Bunsen burner</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-962Q</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>L2</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Deltaphase Pad Kit (reheatable wax)</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39DP</td>
			<td>Alternative to an electric heating pad</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Hot Bead sterilizer</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>18000-45</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Isoflurane Vaporizer</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>VAP3000</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Induction Chamber</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>RES644</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>F/AIR Canister</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>80120</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>4 port Manifold</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>RES536</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Rebreathing Circuits</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>CIR529</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Inlet/Outlet Fittings</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>VAP203/4</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Pressure Reg/Gauge</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>OXY508</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Oxygen Flowmeter</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>OXY660</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>21mm Clear Tubing</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>301-150</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Small Mice Nose Cone</td>
			<td>Supera Anesthesia Innov</td>
			<td>ACC526</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sterile surgical gown</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>350.79866.2</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Surgical mask</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>350.50111.2</td>
			<td>2-ply w/ earloops</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sterile gauze</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>001.14100.2</td>
			<td>2 x 2 inches</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sterile Gloves</td>
			<td>Kimberly Clark</td>
			<td>55092</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Bouffant</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>001.27100.2</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Cotton Tip Applicator</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>001.06220.2</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Surgical Scrub Wash</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>733.80010.3</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sterile Fields (Fenestrated)</td>
			<td>General Econopak, Inc</td>
			<td>88VCSTF</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>REAGENTS</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Cholesterol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C-3292</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Testosterone Proprionate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T-1875</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>17&beta;-estradiol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E-2758</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>193.33161.3</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Carprofen</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>193.70200.3</td>
			<td>Injectable (Rimadyl)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-836-3379</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sterile saline</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>193.74504.3</td>
			<td>NaCl 0.9%, Injectable</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>SURGICAL INSTRUMENTS</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Straight Sharp/Blunt Scissors</td>
			<td>Fine Scientific Tools (F.S.T.)</td>
			<td>14054-13</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Graefe forceps (Serrated, Toothed, Curved)</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11055-10</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Fine Iris scissors</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14090-09</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Graefe Scalpel</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>10071-12</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dumont #5 forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Glass Pasteur pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S67050</td>
			<td>5" length</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Graefe forceps (Serrated, Curved)</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Graefe forceps (Serrated, Straight)</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11050-10</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Vicryl Suture</td>
			<td>Midwest Vet Supply</td>
			<td>295-92100.2</td>
			<td>4-0, FS-2, Absorbable</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Needle Holder w/ scissor action</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12002012</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Wound Clips</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>ACS CS</td>
			<td>May use 7mm or 9mm clips</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Reflex Wound Clipper</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12031-09</td>
			<td>Correspond w/ wound clip size</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Would Clip Remover</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12033-00</td>
			<td>Universal</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sterilization Container</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>20810-01</td>
			<td>Any autoclavable container will do</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Syringe w/ needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>148292C</td>
			<td>1cc, 25Gx1</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Ear Tag Applicator</td>
			<td>National Band &amp; Tag Co.</td>
			<td>1005s1</td>
			<td>Alternative to ear notching</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Small Animal Ear Tags</td>
			<td>National Band &amp; Tag Co.</td>
			<td>1005-1</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

renal capsule xenografting and subcutaneous pellet implantation for the evaluation of prostate carcinogenesis and benign prostatic hyperplasia

Novas terapias para duas doenças comuns da próstata, o cancro da próstata (AEP) e hiperplasia benigna da próstata (HBP), dependem criticamente experimentos avaliando sua regulação hormonal. Os hormônios sexuais esteróides (nomeadamente andrógenos e estrógenos) são importantes na AEP e BPH, nós sondar os seus respectivos papéis na indução do crescimento da próstata e carcinogênese em ratos com experimentos usando pelotas hormonais compactados. Hormonais e / ou drogas pellets são facilmente fabricado com uma imprensa da pelota, e cirurgicamente implantadas no tecido subcutâneo do hospedeiro macho mouse. Descrevemos também um protocolo para a avaliação da carcinogênese hormonal combinando subcutânea implantação hormônio pellet com xeno de recombinantes células da próstata sob a cápsula renal de ratos imunocomprometidos. Além disso, o hormônio subcutâneo pellet implantação, em combinação com xeno cápsula renal de tecido de BPH, é útil para compreender melhor regulação hormonal de prost benignocomeu o crescimento, e para testar novas terapias dirigidas sexo esteróide vias hormonais.

<html> Dependendo da hipótese de ser testado, xeno cápsula renal de tecido ou de células recombinantes pode ser realizada isoladamente ou em combinação com a implantação subcutânea hormona sedimento. Um diagrama esquemático de um experimento hipotético combinando renal experimento cápsula xeno com hormona subcutânea sedimento implante está ilustrada na Figura 1. Uma variedade de substâncias em pó e / ou cristalinos pode ser usado no fabrico de granulados compactados com o pellet press. <st...

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Renal Capsule Xenografting and Subcutaneous Pellet Implantation for the Evaluation of Prostate Carcinogenesis and Benign Prostatic Hyperplasia

Descreve-se o fabrico de peletes de hormonas comprimidos, bem como a implantação cirúrgica subcutânea em ratos. Esta estratégia pode ser combinado com o crescimento de células e de tecidos de xenoenxertos sob a cápsula renal de ratinhos nus atímicos para avaliar a carcinogénese hormonal e regulação do crescimento benigno da próstata.

Renal Capsule xeno e subcutânea Pellet Implantação de Avaliação de próstata Carcinogênese e hiperplasia benigna da próstata

New therapies for two common prostate diseases,  prostate cancer (PrCa) and benign prostatic hyperplasia (BPH), depend  critically on experiments ...

renal-capsule-xenografting-subcutaneous-pellet-implantation-for

Research

JoVE Journal

Medicine

24.9K visualizações.  University of Wisconsin-Madison.  Descreve-se o fabrico de peletes de hormonas comprimidos, bem como a implantação cirúrgica subcutânea em ratos. Esta estratégia pode ser combinado com o crescimento de células e de tecidos de xenoenxertos sob a cápsula renal de ratinhos nus atímicos para avaliar a carcinogénese hormonal e regulação do crescimento benigno da próstata. 

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Evaluation of Nanoparticle Uptake in Tumors in Real Time Using Intravital Imaging

Current technologies for tumor imaging, such as ultrasound, MRI, PET and CT, are unable to yield high-resolution images for the assessment of nanoparticle uptake in tumors at the microscopic level1,2,3, highlighting the utility of a suitable xenograft model in which to perform detailed uptake analyses. Here, we use high-resolution intravital imaging to evaluate nanoparticle uptake in human tumor xenografts in a modified, shell-less chicken embryo model. The chicken embryo model is particularly well-suited for these in vivo analyses because it supports the growth of human tumors, is relatively inexpensive and does not require anesthetization or surgery 4,5. Tumor cells form fully vascularized xenografts within 7 days when implanted into the chorioallantoic membrane (CAM) 6. The resulting tumors are visualized by non-invasive real-time, high-resolution imaging that can be maintained for up to 72 hours with little impact on either the host or tumor systems. Nanoparticles with a wide range of sizes and formulations administered distal to the tumor can be visualized and quantified as they flow through the bloodstream, extravasate from leaky tumor vasculature, and accumulate at the tumor site. We describe here the analysis of nanoparticles derived from Cowpea mosaic virus (CPMV) decorated with near-infrared fluorescent dyes and/or polyethylene glycol polymers (PEG) 7, 8, 9,10,11. Upon intravenous administration, these viral nanoparticles are rapidly internalized by endothelial cells, resulting in global labeling of the vasculature both outside and within the tumor7,12. PEGylation of the viral nanoparticles increases their plasma half-life, extends their time in the circulation, and ultimately enhances their accumulation in tumors via the enhanced permeability and retention (EPR) effect 7, 10,11. The rate and extent of accumulation of nanoparticles in a tumor is measured over time using image analysis software. This technique provides a method to both visualize and quantify nanoparticle dynamics in human tumors.

We present a novel approach to quantify nanoparticle localization in the vasculature of human xenografted tumors using dynamic, real-time intravital imaging in an avian embryo model.

Avaliação de Captação de nanopartículas em tumores em tempo real usando imagens intravital

Current technologies for tumor imaging, such as ultrasound, MRI, PET and CT, are unable to yield high-resolution images for the assessment of nanoparticle ...

Medicina

Cell Population Analyses During Skin Carcinogenesis

Cancer development is a multiple-step process involving many cell types including cancer precursor cells, immune cells, fibroblasts and endothelial cells. Each type of cells undergoes signaling and functional changes during carcinogenesis. The current challenge for many cancer researchers is to dissect these changes in each cell type during the multiple-step process in vivo. In the last few years, the authors have developed a set of procedures to isolate different cell populations during skin cancer development using K14creER/R26-SmoM2YFP mice. The procedure is divided into 6 parts: 1) generating appropriate mice for the study (K14creER+ and R26-SmoM2YFP+ mice in this protocol); 2) inducing SmoM2YFP expression in mouse skin; 3) preparing mouse skin biopsies; 4) isolating epidermis from skin; 5) preparing single cells from epidermis; 6) labeling single cell populations for flow cytometry analysis. Generation of sufficient number of mice with the right genotype is the limiting step in this protocol, which may take up to two months. The rest of steps take a few hours to a few days. Within this protocol, we also include a section for troubleshooting. Although we focus on skin cancer, this protocol may be modified to apply for other animal models of human diseases.

Carcinogenesis is a process involving interactions between cancer cells and the cancer microenvironment. To dissect the molecular events, one needs to isolate different cell populations at different stages during cancer development. Using a mouse model for basal cell carcinoma, we describe a protocol for cell analyses during carcinogenesis.

Análises população de células da pele Durante Carcinogênese

Cancer development is  a multiple-step process involving many cell types including cancer precursor  cells, immune cells, fibroblasts and endothelial ...

Evaluation of Tumor-infiltrating Leukocyte Subsets in a Subcutaneous Tumor Model

Specialized immune cells that infiltrate the tumor microenvironment regulate the growth and survival of neoplasia.&#160; Malignant cells must elude or subvert anti-tumor immune responses in order to survive and flourish. Tumors take advantage of a number of different mechanisms of immune &#8220;escape,&#8221; including the recruitment of tolerogenic DC, immunosuppressive regulatory T cells (Tregs), and myeloid-derived suppressor cells (MDSC) that inhibit cytotoxic anti-tumor responses. Conversely, anti-tumor effector immune cells can slow the growth and expansion of malignancies: immunostimulatory dendritic cells, natural killer cells which harbor innate anti-tumor immunity, and cytotoxic T cells all can participate in tumor suppression. The balance between pro- and anti-tumor leukocytes ultimately determines the behavior and fate of transformed cells; a multitude of human clinical studies have borne this out. Thus, detailed analysis of leukocyte subsets within the tumor microenvironment has become increasingly important. Here, we describe a method for analyzing infiltrating leukocyte subsets present in the tumor microenvironment in a mouse tumor model. Mouse B16 melanoma tumor cells were inoculated subcutaneously in C57BL/6 mice. At a specified time, tumors and surrounding skin were resected en bloc and processed into single cell suspensions, which were then stained for multi-color flow cytometry. Using a variety of leukocyte subset markers, we were able to compare the relative percentages of infiltrating leukocyte subsets between control and chemerin-expressing tumors. Investigators may use such a tool to study the immune presence in the tumor microenvironment and when combined with traditional caliper size measurements of tumor growth, will potentially allow them to elucidate the impact of changes in immune composition on tumor growth. Such a technique can be applied to any tumor model in which the tumor and its microenvironment can be resected and processed.

This protocol describes a method for the detailed evaluation of leukocyte subsets within the tumor microenvironment in a mouse tumor model. Chemerin-expressing B16 melanoma cells were implanted subcutaneously into syngeneic mice. Cells from the tumor microenvironment were then stained and analyzed by flow cytometry, allowing for detailed leukocyte subset analyses.

Avaliação do tumor infiltrantes Leucócitos Subconjuntos em um modelo de tumor subcutâneo

Specialized immune cells that infiltrate the tumor microenvironment regulate the growth and survival of neoplasia.&#160; Malignant cells must elude or ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Lesão baseada no balão para induzir a hiperplasia Myointimal da Aorta Abdominal de Mouse

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

Surgical Treatment for Benign Prostatic Hyperplasia: Holmium Laser Enucleation of the Prostate (HoLEP).

Benign prostatic hyperplasia (BPH) commonly occurs among elderly males. The condition causes symptoms in the lower urinary tract, thereby reducing the quality of life. BPH includes 2 major treatments: medication and surgery. Surgical treatment is often the most effective and final intervention. Holmium laser enucleation of the prostate (HoLEP), one of the most efficient surgical procedures for BPH, is conducted transurethrally. During surgery, the most important and most difficult part is to locate the surgical capsule of the prostate, which is consistent to the idea of anatomic surgery. Different skills may be needed in treating different parts of the prostate. HoLEP tends to be efficient and safe with good hemostatic properties, and able to treat bladder calculus, which may be the complications of BPH. The technique is particularly suitable for prostate of varying volumes and sizes. Indeed, HoLEP also presents certain disadvantages, such as a long learning curve and costly equipment. Regardless, this method may be the "new standard" and the excellent method for the surgical treatment of BPH.

Surgical Treatment for Benign Prostatic Hyperplasia: Holmium Laser Enucleation of the Prostate HoLEP.

Here we present a safe and efficient protocol, holmium laser enucleation of the prostate, to treat benign prostatic hyperplasia.

Tratamento cirúrgico para a hiperplasia prostática benigna: Holmium Laser Enucleação da próstata (HoLEP).

Benign prostatic hyperplasia (BPH) commonly occurs among elderly males. The condition causes symptoms in the lower urinary tract, thereby reducing the ...

Enucleation of the Prostate for the Treatment of Benign Prostatic Hyperplasia Using a 980 nm Diode Laser

In the aging male population, the occurrence of lower urinary tract symptoms (LUTS) caused by benign prostatic hyperplasia (BPH) is a common problem. Here, we introduce a new technique called 980 nm diode laser enucleation (DiLEP) to treat BPH1. Diode lasers can absorb both water and hemoglobin at the same time, so they are good for cutting and hemostasis2. The diode laser was approved by the FDA in 2007, and has been used in the treatment of BPH because of its effective cutting and hemostasis effect3. DiLEP presents several advantages over other techniques, such as TURP, HoLEP, and PVP. During the procedure, we define the boundary of a high-volume prostate and separate it into three lobes with a diode laser by burning two rings and one groove (like a Cupid&#39;s arrow). Compared to other procedures, mDiLEP has fewer intraoperative complications, a shorter learning curve, and achieves more tissue resection.

Here, we present a protocol for modified 980 nm diode laser enucleation to treat large volume benign prostatic hyperplasia.

Enucleação da próstata para o tratamento da hiperplasia benigna da próstata usando um laser de diodo de 980 nm

In the aging male population, the occurrence of lower urinary tract symptoms (LUTS) caused by benign prostatic hyperplasia (BPH) is a common problem. ...

Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research field. Accumulation of drugs in certain organs may give rise to adverse and unwanted effects, depending on the nature of injectate. To minimize spillover and/or accumulation in other tissues, the herein described method directs the formulation into the renal artery bloodstream by inserting a catheter in the infra renal aorta, just below where it branches into the renal artery, resulting in the kidney as first reached organ and distributing of formulation throughout the kidney.
This manuscript provides a detailed description of the method, as well as its challenges and difficulties. It guides the experimenter to become skillful with this type of microsurgery that requires accuracy under sterile conditions. Speed is crucial for minimizing the ischemia and practicing the procedure will increase the chance of successful injections without adverse effects. By modulating the time between injection and reperfusion as well as the injected volume, the risk of spillover to other organs is mitigated. 
Note that this technique is suitable for single dosing strategies.

This manuscript describes a method for targeted delivery to a single kidney via a catheter placed in the infrarenal abdominal aorta in the mouse.

Entrega direta de medicamentos ao rim através da artéria renal

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice

Murine models are employed to probe various aspects of peritoneal dialysis (PD), such as peritoneal inflammation and fibrosis. These events drive peritoneal membrane failure in humans, which remains an area of intense investigation due to its profound clinical implications in managing patients with end-stage kidney disease (ESKD). Despite the clinical importance of PD and its related complications, current experimental murine models suffer from key technical challenges that compromise the models&#39; performance. These include PD catheter migration and kinking and usually warrant earlier catheter removal. These limitations also drive the need for a greater number of animals to complete a study. Addressing these drawbacks, this study introduces technical improvements and surgical nuances to prevent commonly observed PD catheter complications in a murine model. Moreover, this modified model is validated by inducing peritoneal inflammation and fibrosis using lipopolysaccharide injections. In essence, this paper describes an improved method to create an experimental model of PD.

This article describes modifications of a procedure to implant a peritoneal dialysis catheter in a murine model to avoid major technical issues observed with the conventional techniques.

Uma abordagem de implante retrógrado para a colocação de cateter de diálise peritoneal em camundongos

Murine models are employed to probe various aspects of peritoneal dialysis (PD), such as peritoneal inflammation and fibrosis. These events drive ...

Systematic Hearing Performance Evaluation Process for Adolescents with Cochlear Implantation at Early Ages

Cochlear implant (CI) provision is the most effective clinical treatment to restore hearing performance in individuals with profound sensorineural hearing loss (SNHL). It has been successful in providing improved speech perception outcomes, especially in quiet environments. However, speech perception performance within complex environments, lexical tone recognition, and music perception have been shown to only improve with newer fine structure coding strategies or related techniques. Therefore, the methods used to assess hearing performance in noisy environments, lexical tone recognition, and music perception are of vital importance. These assessments must reflect the postoperative outcomes and also provide guidance for the programming, rehabilitation, and application of new coding strategies. In this study, hearing performance in simple and complex situations was evaluated before and after upgrading to a fine structure strategy. The participants were a cohort of Mandarin-speaking adolescents, who were experienced CI users. The comprehensive clinical workflow involved assessments of speech in quiet conditions, speech in noisy conditions, lexical tone recognition, and music perception. This battery of tests is explained in detail, from the coding strategy to the test methods, including the test process, environment, device, material, and order. The details that require special attention are discussed, such as the position of the participants, the angle of the loudspeaker, the intensity of the sound, the noise type, the practice test, and the way of answering questions. Each test step, method, and material for speech, lexical tone, and music perception is presented in detail. Finally, the clinical results are discussed.

This paper describes a battery of tests used to clinically assess the hearing performance of adolescent, Mandarin-speaking, experienced cochlear implant users upgraded to a new fine structure coding strategy. The battery of tests include speech in quiet conditions, speech in noisy conditions, lexical tone, and music perception.

Processo Sistemático de Avaliação do Desempenho Auditivo para Adolescentes com Implante Coclear em Idades Precoces

Cochlear implant (CI) provision is the most effective clinical treatment to restore hearing performance in individuals with profound sensorineural hearing ...