Os autores agradecem numeroso pessoal EPA cujas contribuições fez o acompanhamento realizado durante o ICR e UCMR3 possível, os seguintes investigadores principais de outros estudos da EPA relatados: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, e Tim Wade; e Shannon Griffin e Michael Ware para rever criticamente este manuscrito. Os autores agradecem os trabalhos de água Indian Hill para o uso de uma de suas casas de bombas para demonstrar coleta de amostras. Embora este trabalho foi avaliada pelo USEPA e aprovado para publicação, pode não refletem necessariamente a política oficial Agência. A menção de nomes comerciais ou produtos comerciais não constitui endosso ou recomendação de uso.

1. Procedimentos Preliminares <ol><li> Montar um aparelho de filtro padrão como mostrado na Figura 1 consiste de um módulo de admissão, um módulo de alojamento do cartucho, e um módulo de descarga, como descrito em Materiais Complementares. </li><li> Calibre o fluxo de metro / totalizador nas taxas de fluxo usados ​​para a amostragem antes do primeiro uso. Verifique a calibragem após a primeira utilização e, em seguida, após um mês de uso. Se a calibragem da vazão mudou após uma primeira utilização ou após o primeiro mês de uso, determinar a frequência dos controlos de calibração conforme descrito em Materiais Complementares. <ol><li> Conecte-se um módulo de descarga a um módulo de entrada e então conectar o módulo de alimentação a uma torneira. Defina o fluxo de metro / totalizador de ler a taxa de fluxo. Abra a torneira completamente e, em seguida, ajuste a vazão de 10 L / min, utilizando a válvula globo de bronze. Uma vez que a taxa de fluxo é estável a 10 L / min, redefinir o fluxo de metro / totalizador de ler volume total. </li><li> Coloque o foradeixe de o módulo de descarga para um 4 L ou maior cilindro graduado e redefinir simultaneamente o totalizador para zero. Medir a leitura totalizador na marca de 4-G e o tempo necessário para atingir a marca 4 L no cilindro. Alterar o fluxo metro / totalizador configuração de volta à taxa de fluxo. NOTA: Se a vazão caiu para abaixo de 9,95 L ou aumentou para mais de 10,05 L Após concluir o passo 1.2.2, espere até que a taxa de fluxo é estável e repita o Passo 1.2.2. Um medidor corretamente calibrados atingirá a marca de 4 L na proveta graduada com 24 ± 1 seg com uma leitura do totalizador de 4,0 ± 0,04 L. </li><li> Se a leitura do totalizador é menos do que 3,96 ou maior do que 4,04 L, calcular um factor de correcção necessárias para ajustar a diferença observada. Por exemplo, se o fluxo de medidor / totalizador lê 3,9 L na marca de 4 L no cilindro graduado, o factor de correcção seria 1.026 (4 ÷ 3,9). Assim, se o volume desejado de uma amostra de campo foram de 300 L, o volume recolhido de acordo com a reading no fluxo de metro / totalizador deve ser de 300 ÷ 1.026 = 292,4 L. </li></ol></li><li> Esterilizar o aparelho de filtro padrão e prepará-lo para a coleta de amostra. <ol><li> Esterilizar os módulos de entrada e de cartuchos de habitação com hipoclorito de sódio a 0,525% durante pelo menos 30 min antes de cada uso, por imersão ou completamente os módulos nas soluções ou pela circulação de hipoclorito de sódio, embora os módulos, usando uma bomba. Lavar os módulos com dH 2 O estéril e então dechlorinate em uma solução contendo 50 ml de 1 M de tiossulfato de sódio por litro de água estéril, de grau reagente durante 5 min. Cubra o módulo de aparelho de amostragem filtro termina com papel de alumínio esterilizado. </li><li> Adicionar um cartucho de filtro para o electropositiva assepticamente módulo de alojamento de cartucho. NOTA: Tenha cuidado para garantir que filtro de cartucho está encaixado corretamente nas caixas. Devidamente filtros assentados não vai vazar e o filtro não irá se mover dentro do alojamento quando abalada. As juntas em aproperly filtro assentado terá recortes visíveis mostrando onde os contatos filtrá-los. As juntas de vedação devem ser sempre verificado para entalhes imediatamente a jusante do filtro é removida da carcaça. </li><li> Gravar um número da amostra original em uma folha de amostra de dados (ver Materiais Complementares, por exemplo) e, em seguida, levar ou enviar o aparelho de amostragem filtro e a Folha de dados de exemplo para a pessoa que irá receber a amostra de campo, junto com as instruções necessárias sobre amostra coleção (por exemplo, o volume de amostra, local de amostragem, etc.). </li></ol></li></ol> 2. Preparação para coleta de amostras no local de amostragem <ol><li> Lavar as mãos após a chegada ao local de coleta e don luvas cirúrgicas para minimizar a possibilidade de contaminação da amostra. Não coletar amostras Em caso de sintomas intestinais ou respiratórias. Mudar de luvas com freqüência, e, especialmente, depois de tocar as torneiras de água e outros itens que podem ser contaminado. </li><li> Rastreamento de informações em uma folha de dados de exemplo registro de amostra relevante. As informações relevantes incluem local e identificação da amostra, o nome de sampler, e modelos de equipamentos e números de série. </li><li> Abra a torneira de água para 2-3 min para limpar todos os detritos que se estabeleceu na linha. Se necessário, use uma mangueira de jardim ou tubulação para chegar a um dreno durante esta etapa. </li><li> Se os módulos estão ligados um aparelho de amostragem, desligá-los e proteger as extremidades abertas do módulo da caixa do cartucho com a folha estéril. Conecte o módulo de descarga para o módulo de entrada e então ligar tanto para a torneira da água. Conectar uma mangueira de jardim na extremidade do módulo de descarga e colocar a extremidade livre no recipiente de polipropileno de 1 L. </li><li> Abrir a torneira e passar pelo menos 75 L de água a ser amostrados através do aparelho. <ol><li> Meça e registre os parâmetros de qualidade da água durante o período de descarga da água que flui para o polipropileno recipiente de cloro residual, pH, temperatura, e turbidez. </li><li> Depois de desligar a água da torneira, desligar o módulo de descarga a partir do módulo de admissão e, em seguida, ligar o módulo de alojamento de cartucho para a saída do módulo de admissão e do módulo de descarga para a saída do módulo de alojamento de cartucho. Repor o totalizador a leitura para zero. </li></ol></li></ol> Coleta de Amostra 3. Campo <ol><li> Registre a leitura do totalizador inicial, juntamente com a data e hora e, em seguida, abrir lentamente a torneira da água. <ol><li> Certifique-se de que o alojamento do cartucho está em posição vertical e que se enche completamente com água. Algumas carcaças têm um botão de ventilação que pode ser pressionado para expelir o ar a partir do invólucro durante o processo de enchimento. </li><li> Abra a torneira completamente. Ajustar o fluxo de 10 L / min, utilizando a válvula globo de bronze e, em seguida, registrar a vazão inicial. </li></ol></li><li> Passar 300 L de água de superfície ou 1.500 a 1.800 L de água subterrânea através do aparelho usandoas leituras do totalizador (ajustados, se necessário). Se os tamancos de filtro antes de o volume necessário seja alcançado e mais de metade do volume tiver sido coletado, use um segundo módulo de caixa do filtro para recolher a amostra restante, se estiver disponível. </li><li> Observar o caudal como o volume da amostra se aproxima do fim do período de amostragem e, em seguida, desactivar o fluxo de água da torneira na amostra. Grave a taxa final de fluxo, data, hora do dia, a leitura final do totalizador, e o volume total da amostra. </li><li> Desligue o aparelho de amostragem filtro da torneira. Desligue o módulo habitacional cartucho dos outros módulos. <ol><li> Girar a caixa (s) de filtro de cabeça para baixo e permitir que o excesso de água se escoe para fora até não haver mais água for drenada ambas as portas de entrada e de saída. </li><li> Vire a habitação vertical e cobrir os conexões rápidas em cada extremidade com papel de alumínio esterilizado. Coloque a caixa em um ou mais sacos de plástico lacrado. </li><li> Escorra a água a partir da ingestão e dmódulos ischarge. Coloque os módulos em um ou mais sacos de plástico lacrado. </li></ol></li></ol> 4. O transporte de amostras de campo <ol><li> Coloque os módulos de aparelhos de amostragem filtro em um resfriador de armazenamento e transporte isolada. </li><li> Adicionar compressas de gelo congelados ou cubos de gelo double-ensacado para o armazenamento e transporte de mais frio para assegurar que a amostra permanece entre 1-10 ° C durante o transporte. Dois grandes ou 6-8 blocos de gelo pequenos deve ser suficiente. </li><li> Coloque um dispositivo registador da temperatura no armazenamento isolado e peito de transporte em um local sem contacto com compressas de gelo ou sacos de gelo. NOTA: O dispositivo de temperatura de gravação é opcional, se o laboratório de análises estará usando um termômetro infravermelho visual para medir a temperatura da caixa do cartucho imediatamente após a chegada e a abertura do recipiente. </li><li> Preencha qualquer espaço vazio com material de embalagem e coloque a folha de amostra de dados, protegido em um saco plástico lacrado, em top. Feche o armazenamento isolado e peito de transporte e fita-lo para impedir qualquer fuga de água. </li><li> Transporte ou enviar a amostra para o laboratório de análises. Certifique-se de que a amostra chega ao laboratório de análises, o mais tardar 24 horas após o início da coleta de amostra de campo (ou seja, o tempo registrado no passo 3.1). </li></ol>

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	<li>Katayama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One-year+monthly+quantitative+survey+of+noroviruses,+enteroviruses,+and+adenoviruses+in+wastewater+collected+from+six+plants+in+Japan.">One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan.</a> Water Res. 42 (6-7), 1441-1448 (2008).</li><li>La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+real-time+PCR+of+enteric+viruses+in+influent+and+effluent+samples+from+wastewater+treatment+plants+in+Italy.">Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy.</a> Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46 (3), 266-273 (2010).</li><li>Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+an+enterovirus+sewage+surveillance+system+by+comparison+of+clinical+isolates+with+sewage+isolates+from+milwaukee,+wisconsin,+collected+august+1994+to+december+2002.">Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (1994).</li><li>Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+diversity+of+noroviruses+in+raw+and+treated+sewage+water.">Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water.</a> Res Microbiol. 156 (4), 532-540 (2005).</li><li>Haramoto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+profiles+of+human+noroviruses+and+indicator+bacteria+in+a+wastewater+treatment+plant+in+Tokyo,+Japan.">Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan.</a> Water Sci Technol. 54 (11-12), 301-308 (2006).</li><li>Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+human+enteric+viruses+in+stream+water+with+RT-PCR+and+cell+culture.">Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture.</a> J Water Health. 2 (1), 37-47 (2004).</li><li>Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+human+viruses+in+rivers+of+a+densly-populated+area+in+Germany+using+a+virus+adsorption+elution+method+optimized+for+PCR+analyses.">Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses.</a> Water Res. 43 (10), 2657-2668 (2009).</li><li>Lieberman, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , (2002).</li><li>Parshionikar, S. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waterborne+outbreak+of+gastroenteritis+associated+with+a+norovirus.">Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (9), 5263-5268 (2003).</li><li>Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gastroenteritis+outbreak+caused+by+waterborne+norovirus+at+a+New+Zealand+ski+resort.">Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort.</a> Appl. Environ. Microbiol. 73 (24), 7853-7857 (2007).</li><li>Shaw, S., Regli, S., Chen, J., Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+occurrence+and+health+risks+in+drinking+water.">Virus occurrence and health risks in drinking water.</a> Information Collection Rule Data Analysis. , 437-462 (2002).</li><li>Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+Enteroviruses+from+Large+Volumes+of+Water.">Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water.</a> Appl Microbiol. 26 (4), 529-534 (1973).</li><li>Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+in+water.+II.+Evaluation+of+membrane+cartridge+filters+for+recovering+low+multiplicities+of+poliovirus+from+water.">Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water.</a> Appl Microbiol. 23 (5), 880-888 (1972).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=40+CFR+Part+141+National+Primary+Drinking+Water+Regulations:+Monitoring+Requirements+for+Public+Drinking+Water+Supplies;+Final+Rule.">40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule.</a> Federal Register. 61 (94), 141 (1996).</li><li>Pang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbial+removal+rates+in+subsurface+media+estimated+from+published+studies+of+field+experiments+and+large+intact+soil+cores.">Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores.</a> J Environ Qual. 38 (4), 1531-1559 (2009).</li><li>Johnson, T. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viruses+and+Bacteria+in+Karst+and+Fractured+Rock+Aquifers+in+East.">Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East.</a> Ground Water. 49 (1), 98-110 (2011).</li><li>Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> ICR Microbial Laboratory Manual. , (1996).</li><li>Fout, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. , 1-91 (2012).</li><li>Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viruses+in+nondisinfected+drinking+water+from+municipal+wells+and+community+incidence+of+acute+gastrointestinal+illness.">Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness.</a> Environ Health Perspect. 120 (9), 1272-1279 (2012).</li><li>Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scientific+Investigations+Report+2004-5219,+U.S.+Geological+Survey.">Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey.</a> Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. , 1-54 (2004).</li><li>Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+the+Risk+from+Giardia+and+Viruses+in+Drinking-Water.">Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water.</a> Journal American Water Works Association. 83 (11), 76-84 (1991).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parts+141+and+142+Revisions+to+the+Unregulated+Contaminant+Monitoring+Regulation+(UCMR3)+for+Public+Water+Systems;+Final+Rule.">Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule.</a> Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).</li><li>Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+enteroviruses,+adenoviruses,+and+noroviruses+from+drinking+water+by+use+of+glass+wool+filters.">Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 74 (10), 2990-2996 (2008).</li><li>Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+various+real-time+RT-PCR+assays+for+the+detection+and+quantitation+of+human+norovirus.">Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus.</a> J Virol Methods. 167 (1), 90-94 (2010).</li><li>Cashdollar, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+Evaluation+of+EPA+Method+1615+for+Detection+of+Enterovirus+and+Norovirus+in+Water.">Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).</li><li>Cashdollar, J. L., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+primary+concentration+of+viruses+from+water+samples:+a+review+and+meta-analysis+of+recent+studies.">Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies.</a> J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).</li><li>Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+hollow-fiber+ultrafiltration+primary+concentration+of+pathogens+and+secondary+concentration+of+viruses+from+water.">Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water.</a> J Virol Methods. 176 (1-2), 38-45 (2011).</li><li>Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+virus+concentration+method+and+its+application+to+detection+of+enterovirus+and+norwalk+virus+from+coastal+seawater.">Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater.</a> Appl. Environ. Microbiol. 68 (3), 1033-1039 (2002).</li><li>Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+of+human+norovirus+from+water+by+virus+concentration+methods.">Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods.</a> J Virol Methods. 160 (1-2), 206-209 (2009).</li><li>Sobsey, M. D., Jones, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+poliovirus+from+tap+water+using+positively+charged+microporous+filters.">Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 37 (3), 588-595 (1979).</li><li>Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+electropositive+filter+for+concentrating+enteroviruses+and+noroviruses+from+large+volumes+of+water.">New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).</li><li>Ko, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+electropositive+filtration+for+recovering+norovirus+in+water.">Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water.</a> J Water Health. 9 (1), 27-36 (2011).</li><li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+Evidence+of+Norwalk+Virus+Contamination+Levels+on+the+Hands+of+Infected+Individuals.">Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (24), 7875-7881 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Diferentes tipos de filtros para a concentração de vírus de águas ambientais têm sido utilizados ao longo dos anos 26. Os métodos atuais empregam ultrafiltros 27, filtros electronegativos 13,28,29, filtros de lã de vidro, 23 e filtros electropositivos 30. Eletronegativos filtros foram amplamente utilizados durante muitos anos, mas um requisito para a adição de sal e o ajuste do pH da água no campo antes ou durante a amostragem limita a sua utilidade 13. A escolha do filtro mais prático para a amostragem de campo é filtros electropositivos. Estes filtros permitem a recolha de amostras de grandes volumes de água a taxas de fluxo elevadas e sem qualquer condicionamento da água. Filtros de lã de vidro são a opção mais barata, mas tem taxas de fluxo mais lento do que filtros electropositivos e não estão disponíveis comercialmente. Ultrafiltros fornecer os mais altos recuperações de vírus mais de uma grande variedade de qualidade da água, mas o equipamento necessário para sampling não é facilmente campo portátil e o tempo necessário para coletar amostras é muito mais longo 27. Os métodos foram desenvolvidos recentemente que o uso de filtros pré-condicionados eletronegativos para evitar a necessidade de ajustes no campo, mas estes não podem ser aplicáveis ​​para recolher grandes volumes de amostra 28,29. EPA Método 1615 usa filtros de cartucho electropositivos que obtêm sua carga positiva a partir de qualquer nanofibras de óxido de alumínio ou aminas quaternário. As vantagens da primeira sobre a segunda é que é menos dispendiosa e recolhe eficientemente o vírus a partir de águas mais de uma ampla gama de valores do pH natural 30,31; no entanto, cada cartucho, bem como os filtros de lã de vidro utilizados por Borchardt e colegas dão recuperações semelhantes de enterovírus e norovírus de água (23,31,32 Cashdollar, dados não publicados). Filtros de cartucho são colocados em um aparelho de amostragem simples, que é projetado para simplificar a coleta de amostrase reduzir a contaminação durante a amostragem. Métodos padrão são de valor inestimável quando grandes que sejam realizados com vários laboratórios analíticos. Método EPA 1615 apresenta os procedimentos e orientações para minimizar os dois principais problemas de coleta de amostras que podem afetar os dados recolhidos durante esses padrão estudos de resultados positivos falsos decorrentes de contaminação durante a coleta de amostra ou de componentes do aparelho inadequadamente desinfetados, e o entupimento dos poros do filtro por componentes em sendo a água amostrada. Assim como os vírus entéricos pode ser transmitida de pessoa para pessoa, devido à falta de higiene, os vírus podem ser introduzidas em amostras de mãos ou mãos mal lavados com luvas contaminadas 33. É essencial que amostradores compreender os potenciais vias de contaminação e utilizar uma técnica asséptica durante a amostragem. Amostradores deve entender que as luvas são utilizadas principalmente para proteger o amostrador da exposição e não a protect o aparelho de contaminação. As mãos devem ser lavadas antes do início da colheita e cuidados devem ser tomados durante a colocação de luvas para evitar a mão à luva contaminação. Samplers com gastroenterite ou sintomas respiratórios não devem coletar amostras, já que poderiam ser derramamento enterovírus ou norovírus em níveis elevados. Em segundo lugar, deve-se tomar cuidado para evitar a passagem do vírus a partir de amostragens anteriores. Para minimizar esta fonte potencial de contaminação, o aparelho de amostragem no Método 1615 foi modificado a partir do que o ICR, não incluindo um regulador de pressão e medidor de pressão entre a entrada e o módulo da caixa do cartucho. Esses componentes foram removidos porque as pressões observadas durante os eventos de amostragem foram sempre abaixo da classificação máxima de habitação (por exemplo, 125 psi para caixas de cartuchos de 5 polegadas) e porque eles eram difíceis de desinfetar. O último problema foi demonstrada através da utilização de equipamentos de controles em branco em rudies subseqüente ao ICR 6,20. O grau em que isso afetou os dados ICR é desconhecido, mas era provável pequeno; havia apenas duas amostras de avaliação de desempenho negativos falsos positivos durante o estudo (dados não mostrados). Para reduzir ainda mais a possibilidade de contaminações, também recomenda-se que o módulo de tubulação de entrada de ser substituído após cada evento de amostragem. É especialmente importante para garantir a desinfecção adequada, se o aparelho foi utilizado para uma qualidade de desempenho ou de controle que foi semeada com vírus. Antes de realizar a desinfecção, a concentração de cloro livre deve ser medido para qualquer perda durante o armazenamento. Para além das mudanças na configuração do aparelho descrito acima, é essencial que os esboços equipamento normal ser executado para demonstrar que a desinfecção é eficaz. Método de 1615 determina que os espaços em branco do equipamento ser realizadas utilizando aparelhos que tenham sido desinfectados após ser usado para controles de vírus-semeado, simplificando assimo procedimento, eliminando a necessidade de passar uma solução de vírus semeados através do aparelho antes da desinfecção. A concentração de desinfectante foi aumentada para 0,525% de hipoclorito para o Método 1615, como esta concentração é necessário tanto para inactivar quaisquer vírus viáveis ​​no equipamento e para degradar ácidos nucleicos. Portanto, blanks de aparelhos devem ser analisados ​​usando tanto a cultura celular e ensaios de qPCR. Ambos os tipos de filtros electropositivos estavam sujeitos a entupimento durante os estudos apresentados na Tabela 1. Um número desconhecido de amostras com volumes reduzidos pode ter sido devido a erros de amostragem, como uma leitura errada do totalizador ou uma parada precoce intencional de amostragem ao encontro de outro prazo, especialmente para águas com leituras de turbidez menos de 20 NTU. O grau de obstrução é dependente tanto sobre os parâmetros do tipo de filtro e de qualidade da água. Prefilters fornecer alguma medida de melhoria, mas se usados, devem ser processadas e analisadasseparadamente do filtro electropositivo. A recomendação atual para o UCMR3 é que a amostra ser recolhida sem prefilters usando filtros à base de nanofibras de óxido de alumínio dois se pelo menos metade do volume podem ser obtidas por meio do primeiro filtro.

Vírus entéricos humanos replicar dentro do trato gastrointestinal e estão espalhados pela via fecal-oral. Estes vírus são freqüentemente encontrados em esgotos em altas concentrações 1-3. Eles podem persistir em efluentes de esgotos de 4,5, e em 6,7 superfície, solo 8-10, e tratou de beber 11 águas. Quando presente, a concentração de vírus no meio ambiente em águas tipicamente os EUA é demasiado baixo para a medição directa 12,13. Isto requer que os vírus ser concentrado a partir de grandes volumes de água. Durante a Recolha de Informação Rule (ICR) monitorização efectuada pela Agência de Proteção Ambiental dos Estados Unidos (USEPA) 14, as concentrações de vírus de amostras positivas na água fonte de grandes empresas de serviços em todo o país variaram ,009-19,7 número mais provável de unidades infecciosas (NMP) / L. Concentrações medianas e médias de amostras positivas foram de 0,03 e 0,17 NMP / l para as águas de origem de ribeiros, 0,01a 0,07 NMP / L para aqueles de lagos e reservatórios, e 0,04-0,74 MPN / L para aqueles que utilizam as águas subterrâneas 11 (dados do banco de dados ICR Aux1 acesso 18 meses datado 2000/04/25). Concentrações do vírus de amostras positivas de um estudo USEPA das águas subterrâneas nacionais variou ,009-2,12 unidades infecciosas / L, com mediana e concentrações médias de 0,13 e 0,29 unidades infecciosas / L 8. A concentração de vírus em amostras de água subterrânea positivos foi maior do que aqueles em ribeiros. A maioria das instalações que utilizam águas subterrâneas nestes estudos obtidos água dos aqüíferos localizados em regiões cársticas. Estes, juntamente com aqueles localizados em calcário e cristalina configurações (formações rochosas fraturou) são propensos a ter concentrações de vírus mais elevados do que em outras configurações 8,15,16. Métodos de vírus USEPA especificar volumes de amostragem de 200 L (ICR) para 300 L (Método 1615) das águas superficiais e 1.000 L (ICR) para 1.500 L (Método 1615) das águas subterrâneas 17,18. No entanto, mesmo com o uso degrandes volumes de amostras, a maioria das amostras superficiais e subterrâneos são negativos para o vírus 8,11,19,20. Os vírus presentes nas águas de superfície representam um risco potencial para a saúde para os consumidores de água potável. O Surface Water Treatment regra exige que todas as estações de tratamento de água de superfície, utilizando para reduzir as concentrações de vírus por pelo menos 4-log. Mesmo com uma redução de 4-log, as concentrações de vírus infecciosos em água de fonte tão pequena quanto 0,0044 MPN / L pode levar a uma infecção por dia assumindo tais condições médias de exposição e de tratamento e os parâmetros de resposta de dose para o rotavírus 11,21. O risco de vírus não tratados em águas subterrâneas pode ser ainda maior, devido à falta de tratamento e ocorrência viral. Borchardt e colegas estimam que até 22% de gastroenterite aguda em adultos e 63% em crianças com menos de cinco anos poderia ser devido ao vírus na água potável em comunidades usando as águas subterrâneas não tratadas 19. USEPA Método 1615 foi desenvolvido para detectar enterovírus e norovírus durante o ciclo terceiro monitoramento do Regulamento de Acompanhamento Regulamentada Contaminantes (UCMR3) 22 como um nacional seguimento às conclusões da Borchardt e colegas 19,23. O método USEPA foi projetado principalmente para medir vírus em sistemas que utilizam as águas subterrâneas não tratadas, mas foi escrita de forma mais geral para incluir outros tipos de matriz de água. O novo método é um híbrido preservar muitos componentes do método anterior vírus utilizado durante o ICR 17, a adição de procedimentos moleculares com base no método de Borchardt et al. 19,23, e conjuntos de iniciadores adicionais para norovírus 24. O objetivo deste artigo é descrever o processo de amostragem e os passos necessários para manter a integridade da amostra durante a coleta e envio. Uma avaliação do método geral descrito no Cashdollar et ai. 25. Este protocolo abrange simples collectio campon de águas de superfície e subterrâneas, onde uma bomba de pré-filtro e não são necessárias e que não são necessários ajustamentos para o pH ou a presença de um desinfectante na água a ser amostrado. Os requisitos de amostragem mais complexos são descritos em Fout et al. 17,18.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:215px;">Name of the reagent/Equipment</td>
			<td style="width:99px;">Company</td>
			<td style="width:129px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:271px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">1-L polypropylene bottle</td>
			<td style="width:99px;">Nalgene</td>
			<td style="width:129px;">2104-0032</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Aluminum foil squares</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06275-40</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Autoclave</td>
			<td style="width:99px;">Steris</td>
			<td style="width:129px;">Amsco Lab Series</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Bubble wrap</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50776</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Uline</td>
			<td style="width:129px;">S-12283</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">S31798C</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Commercial ice packs</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06345-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Cool safe box</td>
			<td style="width:99px;">Diversified Biotech</td>
			<td style="width:129px;">CSF-BOX</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Gauze sponge</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-415-469</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Graduated cylinder</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06135-90</td>
			<td style="width:271px;">4-L or larger</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Hype Wipe</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">14-412-56</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">iButtons temperature data logger</td>
			<td style="width:99px;">Maxim</td>
			<td style="width:129px;">DS1921G</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Insulated storage and transport chest</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">11-676-12</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Packing tape</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50083</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable chlorine colorimeter II test kit</td>
			<td style="width:99px;">Hach</td>
			<td style="width:129px;">5870062</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable pH and temperature probe</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">PHH-830</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable turbidity meter</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">TRB-2020-E</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">PTFE thread tape</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">08270-34</td>
			<td style="width:271px;">Use on all threaded connections</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Pump, Centrifugal Magnetic Drive</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">72010-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Reduction nipple</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06349-87</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;">Use locally available household bleach</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium thiosulfate (Na2S2O3)</td>
			<td style="width:99px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">217247</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Surgical gloves</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">19-058-800</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Waterproof marker</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-290546</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;"></td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:215px;">Media</td>
			<td style="width:99px;">Composition</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="299">
			<td height="299" style="height:299px;width:215px;">0.525% sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O.&#160; Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="240">
			<td height="240" style="height:240px;width:215px;">1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O.&#160; Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. i. collection of virus samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

Filtrar o entupimento é um grande problema potencial que pode ser encontrada com o Método 1615. O entupimento diminui a taxa de fluxo de água através do filtro. Em alguns casos isto pode ser superado através da abertura da válvula de globo para permitir um maior fluxo. Em outros casos, o filtro irá ficar completamente obstruído antes o volume requerido tenha passado através dele. A Tabela 1 mostra a percentagem de amostras com volumes reduzidos, em função do tipo de filtro, tipo de água, e a turbidez. Entupimento ocorreu com amostras tanto águas subterrâneas e superficiais, com o filtro com base em nanofibras de óxido de alumínio superando o filtro à base de amina quaternária para amostras de água subterrânea, enquanto o inverso foi o caso de amostras de água de superfície. No geral, 6% das amostras coletadas usando o filtro com base em amina quaternária eram deficientes em volume, enquanto 10% das amostras coletadas com os filtros à base de nanofibras de óxido de alumínio não conseguiu cumprir o volume mínimo especificado necessário devido ao entupimento. Em gênerosl, entupindo aumentou com a turbidez, mas um número de componentes diferentes contribuir para turbidez e alguns deles não levam ao entupimento. Por exemplo, 43% de todos os eventos que ocorrem durante o entupimento estudo ICR foram confinados a dois sistemas de rio (dados não mostrados). Durante o ICR o volume meta mínima para as águas de superfície era de 200 L. O volume médio coletado durante o estudo foi de 217 ± 32 L, com um volume médio de 208 L (dados do banco de dados de acesso ICR Aux1 18 meses datado de 2000/04/25) . Assim, o volume total pode ser coletado de muitas águas, mesmo com altas turbidez. O ICR necessário samplers de usar um pré-filtro quando turbidez foram mais de 75 NTU, mas mesmo com um pré-filtro, 34% das amostras coletadas em águas com turbidez mais de 75 NTU entupido. Método 1615 recomenda a utilização de um pré-filtro com mais de 50 NTU águas; No entanto, desde a publicação do Método 1615, várias opções de pré-filtro diferentes, além das que constam do método ter sidotestado. Nenhum destes resultou numa melhoria significativa no volume da amostra (dados não mostrados). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52067/52067fig1.jpg" /> Figura 1. Os aparelhos Filtro padrão. O aparelho de filtro padrão consiste de módulos de descarga (ver Materiais Complementares para uma descrição de cada módulo) ingestão, carcaça do filtro, e. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52067/52067fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Total de amostras a </td><td> Número de deficientes Amostras b </td><td> A percentagem de amostras deficientes </td><td> Turbidez (NTU) </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> As águas subterrâneas utilizando NanoCeram<html> Filtros c </td></tr><tr><td> 113 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Superfície de água usando filtros NanoCeram c </td></tr><tr><td> 83 </td><td> 12 </td><td> 14 </td><td> &lt;20 d </td></tr><tr><td> 8 </td><td> 4 </td><td> 50 </td><td> 20 - &lt;50 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 5 </td><td> 83 </td><td> ≥ 50 d </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="230px" style="text-align:center"> Total de NanoCeram c </td></tr><tr><td> 210 </td><td> 22 </td><td> 10 </td><td> ≥ 0 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> As águas subterrâneas utilizando 1MDS Filtros c </td></tr><tr><td> 374 </td><td> 75 </td><td> 20 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr>ext-align: center &quot;&gt; Superfície de água usando 1MDS Filtros c </td></tr><tr><td> 2.693 </td><td> 27 </td><td> 1 e </td><td> &lt;20 e </td></tr><tr><td> 505 </td><td> 36 </td><td> 7 f </td><td> 20 - &lt;50 f </td></tr><tr><td> 122 </td><td> 19 </td><td> 16 e </td><td> 50 - &lt;75 g </td></tr><tr><td> 175 </td><td> 60 </td><td> 34 e, f </td><td> ≥ 75 e, f, g </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="240px" style="text-align:center"> Total de 1MDS c </td></tr><tr><td> 3869 </td><td> 217 </td><td> 6 </td><td> ≥ 0 </td></tr></tbody></table> Tabela 1. capacidade do filtro de amostras são dos seguintes estudos a partir do qual os dados de volume e de turbidez estão disponíveis:. 1) estudo ICR da USEPA (dados do banco de dados de acesso 18 meses ICR Aux1 datado de 02/045/2000), 2) estudo USEPA águas subterrâneas 8, 3) e USEPA Lawrence Lowell, MA estudo (dados não publicados), 4) estudo USEPA Mississippi River (dados não publicados), 5) estudo USEPA beber estação de tratamento de água (dados não publicados), 6) Método USEPA 1615 estudo de avaliação de 25, e 7) os três primeiros meses da monitorização UCMR3 (dados não publicados). Amostras b onde o filtro entupido antes de o volume mínimo de água especificada para cada estudo foram recolhidos. Este foi de 200 L para as águas superficiais e 1.500 L para as águas subterrâneas, mas foi de 200 l para as águas de origem que eram águas subterrâneas sob a USEPA ICR e 1893 L para o estudo das águas subterrâneas USEPA. C A capacidade de coletar o mínimo integral volume especificado é significativamente diferente para Amostras coletadas usando NanoCeram e filtros 1MDS (p = 0,002) e entre as águas superficiais e subterrâneas tanto em termos globais (P &lt;0,001) e para cada tipo de filtro (P &lt;0,001), utilizando o teste de Mann-Whitney Rank Sum. d &amp; #8211; g grupos com o mesmo valor expoente são significativamente diferentes (P &lt;0,05) de acordo com o teste de Kruskal-Wallis One Way Analysis of Variance em teste Ranks e Pairwise Multiple procedimento de comparação de Dunn. Para todos os testes a variável dependente é o volume passado através do filtro como uma fracção do volume mínimo especificado, mas com um valor máximo de 1,0.

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EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

EPA Método 1615. Medição de Enterovirus e Norovirus Ocorrência na água pela cultura e RT-qPCR. I. Recolha de amostras de vírus

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

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Research

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Environment

12.0K visualizações.  U.S Environmental Protection Agency. EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Vídeo: EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

A Small Volume Procedure for Viral Concentration from Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to identify optimal parameters for virus concentration. Viruses can be concentrated from water using filtration (electropositive, electronegative, glass wool or size exclusion), followed by secondary concentration with beef extract to release viruses from filter surfaces, and finally tertiary concentration resulting in a 5-30 ml volume virus concentrate. In order to identify optimal concentration procedures, two different electropositive filters were evaluated (a glass/cellulose filter [1MDS] and a nano-alumina/glass filter [NanoCeram]), as well as different secondary concentration techniques; the celite technique where three different celite particle sizes were evaluated (fine, medium and large) followed by comparing this technique with that of the established organic flocculation method. Various elution additives were also evaluated for their ability to enhance the release of adenovirus (AdV) particles from filter surfaces. Fine particle celite recovered similar levels of AdV40 and 41 to that of the established organic flocculation method when viral spikes were added during secondary concentration. The glass/cellulose filter recovered higher levels of both, AdV40 and 41, compared to that of a nano-alumina/glass fiber filter. Although not statistically significant, the addition of 0.1% sodium polyphosphate amended beef extract eluant recovered 10% more AdV particles compared to unamended beef extract.

An approach was developed for identifying optimal viral concentration conditions for small volume water samples using spikes of human adenovirus. The techniques described here are used to identify concentration parameters for other viral targets, and applied to large-scale viral concentration experimentation.

Um Procedimento volume pequeno para Concentração Viral da Água

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to ...

Ambiente

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. The U.S Environmental Protection Agency&#8217;s (USEPA) Method 1615 was developed with the goal of providing such a standard for measuring Enterovirus and Norovirus in these waters. Virus is concentrated from water using an electropositive filter, eluted from the filter surface with beef extract, and then concentrated further using organic flocculation. Herein we present the protocol from Method 1615 for filter elution, secondary concentration, and measurement of total culturable viruses. A portion of the concentrated eluate from each sample is inoculated onto ten replicate flasks of Buffalo Green Monkey kidney cells. The number of flasks demonstrating cytopathic effects is used to quantify the most probable number (MPN) of infectious units per liter. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. Laboratories must meet defined performance standards. Method 1615 was evaluated by examining virus recovery from reagent-grade and ground waters seeded with Sabin poliovirus type 3. Mean poliovirus recoveries with the total culturable assay were 111% in reagent grade water and 58% in groundwaters.

Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

EPA Método 1615. A medição do Enterovirus e Norovirus Ocorrência na água por cultura e RT-qPCR. II. De ensaio total de Vírus cultiváveis

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

EPA Método 1615. Medição de Enterovirus e Norovirus Ocorrência na água por cultura e RT-qPCR. Parte III. Detecção de vírus por RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

Automated Gel seleção de tamanho para melhorar a qualidade das bibliotecas de sequenciação de próxima geração Preparado a partir de amostras de água do ambiente

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

A Simple Method for Automated Solid Phase Extraction of Water Samples for Immunological Analysis of Small Pollutants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and enables to perform rapid, automated and simple SPE. The pre-concentrated solution is compatible with analysis by immunoassay, with a low organic solvent content. A method is described for the extraction and pre-concentration of natural hormone 17&#946;-estradiol in 100 ml water samples. Reverse phase SPE is performed with octadecyl-silica sorbent and elution is done with 200 &#181;l of methanol 50% v/v. Eluent is diluted by adding di-water to lower the amount of methanol. After preparing manually the SPE column, the overall procedure is performed automatically within 1 hr. At the end of the process, estradiol concentration is measured by using a commercial enzyme-linked immune-sorbent assay (ELISA). 100-fold pre-concentration is achieved and the methanol content in only 10% v/v. Full recoveries of the molecule are achieved with 1 ng/L spiked de-ionized and synthetic sea water samples.

A protocol for the extraction and pre-concentration of estradiol from water samples by using an automated and miniaturized system is presented.

Um método simples para a extração automatizada de fase sólida das amostras de água para análise imunológica de Pequenas Poluentes

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and ...

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and detritus, and excreting particulate and dissolved compounds, they serve as important agents for benthic-pelagic coupling. Accurately measuring the compounds removed and excreted by suspension feeders (such as sponges, ascidians, polychaetes, bivalves) is crucial for the study of their physiology, metabolism, and feeding ecology, and is fundamental to determine the ecological relevance of the nutrient fluxes mediated by these organisms. However, the assessment of the rate by which suspension feeders process particulate and dissolved compounds in nature is restricted by the limitations of the currently available methodologies. Our goal was to develop a simple, reliable, and non-intrusive method that would allow clean and controlled water sampling from a specific point, such as the excurrent aperture of benthic suspension feeders, in situ. Our method allows simultaneous sampling of inhaled and exhaled water of the studied organism by using minute tubes installed on a custom-built manipulator device and carefully positioned inside the exhalant orifice of the sampled organism. Piercing a septum on the collecting vessel with a syringe needle attached to the distal end of each tube allows the external pressure to slowly force the sampled water into the vessel through the sampling tube. The slow and controlled sampling rate allows integrating the inherent patchiness in the water while ensuring contamination free sampling. We provide recommendations for the most suitable filtering devices, collection vessel, and storing procedures for the analyses of different particulate and dissolved compounds. The VacuSIP system offers a reliable method for the quantification of undisturbed suspension feeder metabolism in natural conditions that is cheap and easy to learn and apply to assess the physiology and functional role of filter feeders in different ecosystems.

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

We introduce the VacuSIP, a simple, non-intrusive, and reliable method for clean and accurate point sampling of water. The system was developed and evaluated for the simultaneous collection of the water inhaled and exhaled by benthic suspension feeders in situ, to cleanly measure removal and excretion of particulate and dissolved compounds.

VacuSIP, um método melhorado para Inex<em&gt; In Situ</em&gt; Medição de partículas e dissolvidos compostos Processado por alimentadores de suspensão ativa

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

O uso de um cartucho de filtro para Amostras de filtração de água e extração de DNA Ambiental

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

A Lipid Extraction and Analysis Method for Characterizing Soil Microbes in Experiments with Many Samples

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial communities, a relatively precise but effort-intensive technique to assay microbial community composition is phospholipid fatty acid (PLFA) analysis. PLFA was developed to analyze phospholipid biomarkers, which can be used as indicators of microbial biomass and the composition of broad functional groups of fungi and bacteria. It has commonly been used to compare soils under alternative plant communities, ecology, and management regimes. The PLFA method has been shown to be sensitive to detecting shifts in microbial community composition.
An alternative method, fatty acid methyl ester extraction and analysis (MIDI-FA) was developed for rapid extraction of total lipids, without separation of the phospholipid fraction, from pure cultures as a microbial identification technique. This method is rapid but is less suited for soil samples because it lacks an initial step separating soil particles and begins instead with a saponification reaction that likely produces artifacts from the background organic matter in the soil. 
This article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples. The method combines the accuracy achieved through PLFA profiling by extracting and concentrating soil lipids as a first step, and a reduction in effort by saponifying the organic material extracted and processing with the MIDI-FA method as a second step.

The article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples.

Um método de extração e análise de lipídios para caracterizar micróbios de solo em experimentos com muitas amostras

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial ...

Collection and Extraction of Occupational Air Samples for Analysis of Fungal DNA

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several limitations that have resulted in the exclusion of many species. Advances in the field over the last two decades have led occupational health researchers to turn to molecular-based approaches for identifying fungal hazards. These methods have resulted in the detection of many species within indoor and occupational environments that have not been detected using traditional methods. This protocol details an approach for determining fungal diversity within air samples through genomic DNA extraction, amplification, sequencing, and taxonomic identification of fungal internal transcribed spacer (ITS) regions. ITS sequencing results in the detection of many fungal species that are either not detected or difficult to identify to species level using culture or microscopy. While these methods do not provide quantitative measures of fungal burden, they offer a new approach to hazard identification and can be used to determine overall species richness and diversity within an occupational environment.

Determining the fungal diversity within an environment is a method utilized in occupational health studies to identify health hazards. This protocol describes DNA extraction from occupational air samples for amplification and sequencing of fungal ITS regions. This approach detects many fungal species that can be overlooked by traditional assessment methods.

Coleta e extração de ar ocupacional amostras para análise de DNA fúngico

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several ...

Optimized Procedure for Determining the Adsorption of Phosphonates onto Granular Ferric Hydroxide using a Miniaturized Phosphorus Determination Method

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide (GFH), with little effort and high reliability. The phosphonate, e.g., nitrilotrimethylphosphonic acid (NTMP), is brought into contact with the GFH in a rotator in a solution buffered by an organic acid (e.g., acetic acid) or Good buffer (e.g., 2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid) [MES] and N-cyclohexyl-2-hydroxyl-3-aminopropanesulfonic acid [CAPSO]) in a concentration of 10 mM for a specific time in 50 mL centrifuge tubes. Subsequently, after membrane filtration (0.45 &#181;m pore size), the total phosphorus (total P) concentration is measured using a specifically developed determination method (ISOmini). This method is a modification and simplification of the ISO 6878 method: a 4 mL sample is mixed with H2SO4 and K2S2O8 in a screw cap vial, heated to 148-150 &#176;C for 1 h and then mixed with NaOH, ascorbic acid and acidified molybdate with antimony(III) (final volume of 10 mL) to produce a blue complex. The color intensity, which is linearly proportional to the phosphorus concentration, is measured spectrophotometrically (880 nm). It is demonstrated that the buffer concentration used has no significant effect on the adsorption of phosphonate between pH 4 and 12. The buffers, therefore, do not compete with the phosphonate for adsorption sites. Furthermore, the relatively high concentration of the buffer requires a higher dosage concentration of oxidizing agent (K2S2O8) for digestion than that specified in ISO 6878, which, together with the NaOH dosage, is matched to each buffer. Despite the simplification, the ISOmini method does not lose any of its accuracy compared to the standardized method.

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide, with little effort and high reliability. In a buffered solution, the phosphonate is brought into contact with the adsorbent using a rotator and then analyzed via a miniaturized phosphorus determination method.

Procedimento otimizado para determinar a adsorção de fosfonatos para Granular hidróxido férrico, usando um método de determinação de fósforo miniaturizado

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric ...