This work was supported by the Dr. Werner Jackst&#228;dt Foundation (to Eduardo Sanchez-Mendoza), the German Academic Exchange Service (DAAD; to Jeismar Carballo), the German Research Council (HE3173/2-1, HE3173/2-2, and HE3173/3-1; to Dirk M. Hermann), Heinz Nixdorf Foundation (to Dirk M. Hermann).

Experimentos em animais foram realizados com a aprovação do governo (G1361 / 13, AZ84-02.04.2013.A192 e G1362 / 13, AZ84-02.04.2013.A194; Bezirksregierung Düsseldorf) com base em orientações do NIH para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. 1. Preparação de bombas mini-osmóticas <ol><li> Em um ambiente estéril (por exemplo., Cultura celular capuz), obter a bomba, um cateter, regulador de fluxo, a infusão de cérebro cânula e os discos espaçadores para ser utilizado (Figura 1). </li><li> Para a entrega de drogas directamente nos ventrículos usar um disco espaçador, de modo que apenas a ponta da cânula da agulha está em contacto com o ventrículo. Segure a cânula de cabeça para baixo com uma pinça. Adicionar duas gotas de cola de cianoacrilato (CA) e introduzir um disco espaçador. </li><li> Deixar a cânula sobre uma superfície plana virada para cima de modo que a cola entre o disco espaçador e a secagem da cânula. </li><li> Cortar o cateter em secções de cerca de 2,5 cm. </li><li> Para eAbomba CH, preparar um mínimo de 300-350 ul da solução de interesse, uma vez que será necessária para preencher completamente a bomba de extrusão, assim, todo o ar dentro do mesmo para impedir a formação de bolhas no interior do cateter. bolhas irá impedir o fluxo do solução para o cérebro. </li><li> Conecte cuidadosamente o cateter ao moderador do fluxo. </li><li> Utilizando uma seringa de 2 ml conectado à agulha fornecida pelo kit de infusão cérebro, encher a bomba até que uma pequena quantidade de solução escapa a bomba, evitando bolhas de ar no seu interior. </li><li> Preencher cuidadosamente o regulador de fluxo e cateter prestar atenção para evitar quaisquer bolhas restantes dentro do cateter. </li><li> Introduzir o regulador de fluxo no interior da bomba. </li><li> Uma vez preenchido, ligar-se cuidadosamente a cânula para a extremidade do cateter. Se observa-se que uma bolha é formada remover a cânula e cuidadosamente encher o cateter com veículo ou solução do fármaco e, em seguida, reintroduzir a cânula. </li><li> Coloque o pupf num recipiente com solução salina estéril e deixá-lo a 37 ° CO / N. </li><li> Antes da implantação verifique novamente para a formação de bolhas. Se necessário (ie., As bolhas são observadas) remover a cânula e encher o tubo. Volte a ligar a cânula. Isso deve levar apenas alguns microlitros de solução. </li></ol> 2. Implantação de miniosmóticas Bombas Nota: Para estas experiências os animais foram anestesiados com isoflurano a 1% (30% de O2, 70% de N 2 O). No entanto, se este não está disponível, a utilização de injecções intraperitoneais de anestesia Também é possível 11. <ol><li> Localize o animal no dispositivo estereotáxico sob anestesia e cobrir os olhos com uma pomada de protecção para evitar a secura e sob anestesia. Confirmar anestesia por observação de uma falta de resposta na pata traseira quando pressionada com os dedos ou com uma pinça. Não continue até que o animal está completamente adormecido. </li><li> Corte a pele sobre o que eleanúncio, quer com tesoura ou uma máquina de barbear. Cortar, tanto quanto possível, sem danificar a pele. </li><li> Limpe a pele com etanol e 70% desinfetante com propriedades antibacterianas e fungicidas. </li><li> Com um bisturi abrir uma incisão de 1 cm ligeiramente para a direita da linha média e expor o crânio. </li><li> Limpe o crânio com um cotonete. Mergulhe-o com etanol 70% e passá-lo sobre o crânio. Isto irá induzir o crânio para secar. </li><li> Se o crânio tem sangramento leve, use uma cauterizador para eliminar todos os pontos de sangramento. Sangue impede que o CA de secar adequadamente sobre o osso uma vez que a cânula é implantada. </li><li> Utilizar o dispositivo estereotáxico para fazer uma marca no ponto do crânio onde a cânula vai ser implantado. Para infusões ventriculares nas coordenadas hemisfério esquerdo são -0,2 mm caudal, 0,9 mm lateral em relação ao bregma (Figura 2A). </li><li> Suavemente broca sobre o crânio que faz um ângulo de 45 °; isto impede que a broca de entrar acidentalmente na Brain. Perfurar repetidamente por alguns segundos e, em seguida, verificar o quão profundo o buraco é. Pare de perfurar uma vez que o crânio foi diluído mas ainda não totalmente penetrado. </li><li> Ruptura das meninges com a ponta de uma agulha estéril até que o acesso completo ao cérebro é alcançada. Faça isso com cuidado para não danificar o cérebro. </li><li> Limpar o crânio com etanol a 70%, utilizando um cotonete. </li><li> Introduzir um fórceps simples, sob a pele do animal numa direcção ântero-caudal. Utilizar as pinças para abrir o espaço sob a pele no dorso do animal, em que a bomba vai ser implantado. Introduzir a bomba na parte de trás do animal deixando a cânula do cateter e do lado de fora (Figura 2B). A bomba permanecerá nesta posição até que seja removido e não necessita de qualquer tipo de fixação. </li><li> Colocar-se cuidadosamente quatro pequenas gotas de cola ao lado da agulha na cânula. </li><li> Introduzir cuidadosamente a agulha através do crânio sem movê-lo para o lado. Segurá-la na posição de 15-30 seg uté a cânula é completamente ligado (Figura 2C.1). Uma vez no lugar, a cânula vai atingir 2,5 mm no sentido ventral dorso se um disco espaçador foi usado. Se forem correctamente ligados, a cânula irá ficar aderente ao osso, até ao final da experiência. </li><li> Coloque um dedo sobre a guia removível e, em seguida, use a outra mão para cortá-lo por seu pescoço com um conjunto de tesouras (Figura 2C.2). </li><li> Fechar a ferida na pele com uma sutura 5-0 e adição de algumas gotas de uma solução de povidona-iodo (PVP-I) em cima da ferida para prevenir a infecção (Figura 2D). </li><li> Mova o animal em uma gaiola nova. Não coloque animais operados com animais que ainda não foram explorados. Manter os animais que foram implantados com bombas sozinho nas suas gaiolas durante o tempo de administração do fármaco. </li><li> Não deixe camundongos sem vigilância até que eles estão acordados e recuperaram decúbito esternal. </li></ol> 3. Bomba de tirar raeu Nota: Normalmente o experimento vai terminar no final do tempo de entrega autorizados pela bomba, no entanto, é possível retirar a bomba, a fim de fazer experiências secundárias como um acompanhamento para a entrega da droga. A fim de fazer injeções tracer trato é, portanto, necessária para remover a bomba. <ol><li> Colocar o animal no dispositivo seterotactic sob anestesia e cobrir os olhos com pomada de protecção para evitar a secura e sob anestesia. Confirmar anestesia por observação de uma falta de resposta na pata traseira quando pressionada com os dedos ou com uma pinça. Não continue até que o animal está completamente adormecido. </li><li> Abrir cuidadosamente a pele por corte através da incisão feita no dia da implantação da bomba. </li><li> Com uma pinça cirúrgica segurar a cânula e retire-o. Deve ser facilmente removida do crânio. Como o sangramento suave é esperado, pará-lo, colocando um cotonete e esperar por 1-2 min. </li><li> Puxe a bomba pelo cateter. Elelp-lo sair, empurrando-o, criando pressão sobre a pele. </li><li> Fechar a ferida novamente com uma sutura 5-0 e adição de algumas gotas de PVP-I. </li><li> Mova o animal em uma gaiola nova. Não coloque animais operados com animais que ainda não foram explorados. Os animais que foram submetidos a cirurgia podem ser colocados juntos. </li><li> Não deixe camundongos sem vigilância até que eles estão acordados e recuperaram decúbito esternal. </li><li> Permitir que o animal possa recuperar durante 10 dias antes de prosseguir para a injeção do radiofármaco trato. </li></ol> 4. Pressão Tract Tracer Injeção em ângulos de 45 ° sobre o Direito Motor Cortex <ol><li> Colocar o animal no dispositivo estereotáxico sob anestesia e cobrir os olhos com uma pomada de protecção para evitar a secura e sob anestesia. Confirmar anestesia por observação de uma falta de resposta na pata traseira quando pressionada com os dedos ou com uma pinça. Não continue até que o animal está completamente adormecido. </li><li> Abra o ferimento na cabeça. </li><li> Cinclinar o crânio com 70% de etanol com um cotonete. </li><li> Introduzir uma seringa de vidro de 5 mL (26S GA) no suporte vertical do dispositivo. Certifique-se a extremidade inferior do suporte de vidro é precisamente na peça de retenção. A seringa não deve estar muito abaixo que, em seguida, como será impossível para colocá-la em 45 ° a partir da posição vertical e fazer a injecção. </li><li> Orientar a seringa diretamente sobre bregma e em seguida, localize as coordenadas desejadas. Para uma injecção nas coordenadas do córtex motor são as seguintes: Ponto # 1: +0,5 mm rostral e 2,5 mm lateral em relação ao bregma. Ponto # 2: +1,34 mm rostral, 2,5 mm lateral em relação ao bregma. </li><li> Uma vez que as coordenadas foram localizados, indicar a sua posição sobre o crânio com um marcador com uma ponta fina. Faça apenas um ponto no crânio como liberação excessiva de tinta pode esconder coordenar a correta. </li><li> Perfurar o crânio segurando cuidadosamente a broca de 45 °. Como no passo 2.8, verifique o crânio com freqüência para que ele não é totalmente perforated, a fim de evitar danos no cérebro causadas pela broca. Utilizar a ponta de uma seringa para assegurar que todo o osso foi removida. </li><li> Coloque 600 nl de canal de diluição marcador dentro da seringa. </li><li> Ajustar a posição vertical a 45 ° para o lado direito do animal. Sob o microscópio, coloque a ponta da agulha da seringa a direita na frente do buraco. </li><li> Movê-lo na direcção vertical por 1,5 mm. Deixe a agulha firme nesta posição por 30 segundos a 1 minuto antes de fazer injeções de pressão. </li><li> Injectar 300 nl de diluição de marcador em três passos de 100 nl separadas umas das outras por 30 seg. Após a última injecção, deixar a seringa estável durante 30 segundos a 1 minuto, a fim de evitar o traçador a fluir para fora do cérebro. </li><li> Lentamente, retire a seringa, realocá-lo em relação ao segundo buraco e repetir o mesmo processo com o 300 nl restantes que estão dentro da seringa. </li><li> Após a segunda injecção, remover a seringa e prossiga para fechar a você estánd com uma sutura 5-0 e adicione algumas gotas de PVP-I. </li><li> Mova o animal em uma gaiola nova. Não coloque animais operados com animais que ainda não foram explorados. Os animais que foram submetidos a cirurgia podem ser colocados juntos. Não deixe camundongos sem vigilância até que eles estão acordados e recuperaram decúbito esternal. </li><li> Permitir que o animal possa recuperar durante 10 dias antes do sacrifício. </li></ol> 5. Tract Tracer Observação <ol><li> Anestesiar o animal totalmente as orientações institucionais. Confirmar anestesia por observação de uma falta de resposta na pata traseira quando pressionada com os dedos ou com uma pinça. Não continue até que o animal está completamente adormecido. </li><li> Perfundir os animais com paraformaldeído a 4% em PBS (pH 7) no âmbito de protocolos padrão 6. </li><li> Remover o cérebro e pós correção pelo O / N imersão em paraformaldeído a 4%. </li><li> Cryoprotect cérebros em sacarose a 30% até o cérebro afundar. Em seguida, retire os miolos e congelá-los por 10 seg Immersion em azoto líquido. Manter cérebros a -80 ° C até as secções são produzidos. </li><li> Produção de secções a 20 uM para análise traçador retrógrado e no tracto 40 um marcador para a análise tracto anterógrada por seccionamento em um cryostate. </li></ol> Nota: FG neurónios rotulados pode ser observado como as células brancas de excitação sob luz ultravioleta. BDA é detectado por O / N a incubação com um complexo de avidina-biotina peroxidase e-3,3 &#39;diaminobenzidina com a adição de níquel em 0.4% para aumentar o contraste das fibras de 6,7.

<ol>
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Produção e Open Access taxas de publicação fornecidas por DURECT Corporation, que produz as bombas miniosmóticas usado neste artigo.

Por muitos anos, a investigação sobre doenças neurodegenerativas, como acidente vascular cerebral isquêmico ou lesão cerebral traumática tem-se centrado no desenvolvimento de terapias neuroprotetoras que visam promover a sobrevivência neuronal na fase aguda acidente vascular cerebral. A grande maioria de drogas terapêuticas que têm sido encontrados para ser eficaz em modelos de roedores com falha quando traduzida para a clínica. As razões para esta falha terapêutica incluem, mas não se restringem à falta de efeitos de drogas sustentadas resultando na persistência da recuperação neurológica funcional. Assim, é importante para desenvolver estratégias que promovam a remodelação do cérebro no longo prazo. Como a promoção de sobrevivência neuronal por si só não é suficiente para permitir a recuperação bem-sucedida do curso, tal como sugerido pelo grande número de tentativas mal sucedidas de neuroproteção, a estimulação de plasticidade neuronal recentemente obteve grande interesse no campo. Meios para a entrega da droga são a injeção intraperitoneal, cauda i intravascularnjection, injecção femoral, a injecção estereotáxica de vectores única no cérebro e continuou entrega constante por bombas mini-osmóticas. Estes últimos podem incluir a entrega sistémica, se a bomba não tem uma cânula, ou que pode ser dirigido órgão, como mostramos para entrega no cérebro. Com a excepção das bombas mini-osmóticas e a utilização de vectores virais, todas as outras estratégias irá induzir concentrações de droga flutuantes. Para os experimentos de longa duração torna-se, assim, necessário apresentar o animal ao estresse de receber injecções frequentes. O BBB impõe um obstáculo importante para a captação no cérebro de proteínas ou fármacos a partir do sangue, resultando na necessidade de grandes dosagens de proteína ou de drogas, a fim de atingir as concentrações terapêuticas no cérebro. Por exemplo Pellegrini et al. (2013) 5 entregue rhEpo por injecção intraperitoneal com uma dose equivalente a 75 IU / dia para um animal, de 30 g (750 UI / dia para um rato de 300 g). Em comparação, a entrega de rhEp alvoo para o cérebro nos permitiu usar uma dose muito menor de apenas 10 IU / dia em nosso estudo para recuperação bem sucedida do curso, o que nos permitiu conseguir a recuperação através de uma escala de tempo grande em uma taxa fixa de 0,25 l / h. Neste trabalho, demonstraram que o método de implantação de mini-bombas com uma cânula ligada ao crânio, a fim de proporcionar a proteína de promover plasticidade rhEpo directamente no ventrículo, contornando assim a certificação. Por este método, rhEpo promoveu a recuperação neurológica em um número de maneiras, incluindo a redução do tamanho do enfarte, a redução da formação de cicatrizes gliais e a indução da angiogénese. rhEpo também promoveu a sobrevivência neuronal e aumento projeções do córtex motor contralesional para o núcleo vermelho desnervado e núcleos faciais. O surgimento das fibras foi revelado por injecção do traçador tracto anterógrada BDA no córtex motor (Figuras 4A e 5A). Um correlato funcional para o surgimento das fibras é provided pela melhora das habilidades motoras (Figura 5B). Além disso, mostrámos que a mesma abordagem para injecção tracto traçador pode ser aplicado para revelar ligações tálamo-corticais por injecção do traçador retrógrado tracto FG (Figura 6B). Na preparação da bomba mini-osmóticas, é importante considerar o ponto-alvo e a utilização de espaçadores. Usamos um espaçador para reduzir o comprimento da agulha por 0,5 milímetros como, desta forma a ponta da agulha está em contacto com o ventrículo nas coordenadas indicadas (-0,2 mm caudal, 0,9 mm lateral, 2,5 mm ventral dorso, com relação ao bregma). No entanto, se estruturas mais profundas são o alvo da pesquisa, em seguida, será necessária sem espaçadores. Da mesma forma, se um ponto de distribuição mais externa é desejada (isto é., O córtex), em seguida, mais discos espaçadores será necessário. O cateter deve ser longa o suficiente para que a bomba não é muito perto da cabeça, uma vez que irá impedir o movimento do mouse, mas também comprimento excessivo não muito tempo, como uma vez implantado pode fazer com que o cateter de dobrar, aumentando assim o risco de a remoção da cânula pela circulação natural do rato. A secção de 2 cm de cateter dá muito bons resultados em termos de mobilidade e estabilidade do implante (Figuras 1 e 2). A incubação da bomba a 37 ° CO / N permite que a bomba comece imediatamente a bombear o fármaco no cérebro, no momento da implantação. No implante de bomba mini-osmóticas é crítico para assegurar que o crânio é bem seco antes da implantação da cânula. Normalmente, a limpeza com 70% de etanol, vai induzir o osso para secar, mas se a hemorragia contínua é encontrado, tocando o crânio suavemente com um cauterizador vai secar completamente. É crítico para assegurar que a introdução da agulha é como vertical e lenta quanto possível. Uma vez em posição, e ao mesmo tempo a cola está a secar, colocando o dedo no topo da cânula impede que se mova lateralmente OVer o crânio. Cuidado especial deve ser dado à ferida e colocação da cânula. É importante que a incisão não é realizada exactamente sobre a linha média do crânio, mas ligeiramente para o lado direito. Ao fechar a ferida, se a incisão na linha do meio, a pele será sobrecarregado, aumentando assim o risco de abertura da ferida. Fazer a incisão ligeiramente para um lado vai permitir que os pontos de sutura para ser longe da parte mais alta da cânula. Como consequência, haverá menos tensão sobre os pontos de sutura e a ferida irá curar devidamente. Os animais devem ser enjaulado sozinho verificado todos os dias, especialmente durante os primeiros 10-15 dias após a implantação. Em caso de deiscência da ferida, as feridas tem que ser fechado tão rapidamente quanto possível. Se a cânula for removida ou o animal apresenta uma infecção, a experiência tem que ser terminado. Re-implantação da cânula não é recomendado. É muito importante para o sucesso da implantação a utilização de quantidades adequadas de tecido anúncioadesiva (não muito!), uma vez que degrada o osso e aumenta o risco de a remoção de uma cânula. No entanto usando muito pouco adesivo também não vai segurar a cânula ligado ao osso. As bombas mini-osmóticas podem transportar drogas dissolvidas em uma ampla variedade de substâncias, sendo a única limitação a isto que o solvente é biocompatível. Além disso, dado que o volume é pequeno (200 ul) deve-se determinar se a concentração necessária para a experiência é adequado e não irá provocar a precipitação dentro da bomba. Rastreamento com qualquer anterógradas ou retrógradas traçadores trato é uma técnica muito bem estabelecido para estudar a conectividade cerebral e plasticidade. Cuidados devem ser tomados para os quadros uso estereotáxica quando se injecta para garantir a precisão na segmentação a área do cérebro que se deseja estudar (ou seja, para evitar a injeção no corpo caloso ao injetar o córtex). Para todas as intervenções cirúrgicas e de modo a reduzir a dor einflamação, os animais devem ser tratados com 0,1 mg / kg de buprenorfina antes da intervenção e Caprofen a 4 mg / kg uma vez por dia durante três dias após a intervenção. Em conclusão, esta abordagem proporciona uma ferramenta adequada para o estudo de efeito de proteínas ou compostos farmacológicos no cérebro lesionado, que representa um método que é bem adequado para estudos sobre a plasticidade do cérebro.

The delivery of proteins and pharmacological compounds into the brain are important strategies for studying mechanisms underlying brain diseases and evaluating candidate molecules for new treatments 1,2. In experimental neurosciences, the delivery of vectors such as plasmids or adenoviruses has become an important tool for studying long-term actions of proteins in the brain 3,4. Single injections of vectors present the advantage of a system which by itself will maintain highly stable levels of the therapeutic agent in the brain 4. However, for long term experiments with purified drugs systemic administration by intraperitoneal injection induces stress in mice or rats, and is not the best choice when a targeted brain response is needed, requiring also large doses of drug5. Miniosmotic pumps represent an ideal system for prolonged direct drug delivery into the brain by circumventing both low accessibility to the brain and also peaks of drug concentration, as the delivery of the drug happens directly into a targeted place in the brain and at a fixed flow rate determined by the pump model that is chosen2,6,7. Indeed, this system has allowed us to successfully study brain recovery after stroke by delivery of several drugs such as recombinant human erythropoietin (rhEpo) and vascular endothelial growth factor 6,7. 
Brain plasticity is essential for the rewiring of connections in response to brain injuries. Plasticity is a broad concept that ranges from the formation or elimination of synaptic contacts, growth of dendritic spines and also elongation or retraction of long distance connections8,9. The brain was previously believed to not be capable of reconstructing connections after a lesion. However many approaches have shown that if properly stimulated it can reestablish connectivity 6,7,10. One technique that is particularly useful to study this is the use of tract tracers. Anterograde tract tracers are compounds that can enter neurons at the soma and then distribute all along the axons until these reach their target structures. Two examples are cascade blue (CB) and biotinylated dextran amine (BDA). Conversely, retrograde tract tracers, such as cholera toxin B (CTB) or fluorogold (FG) enter the neuron through the axon terminal and then distribute back to the soma thus revealing the site of origin of neurons targeting the injection site.
Here, we present the methods that we use for implantation of miniosmotic pumps for direct delivery of proteins or drugs that have potential effects on neural plasticity as well as the injection of BDA and FG to unveil input and output connections to the motor cortex. BDA will also be used as an example of a tract tracer used to demonstrate increased plasticity of axons emerging from the co after stroke under rhEpo treatment.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="687">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Alzet miniosmotic pump. Model 2004.</td>
			<td style="width:115px;">Alzet</td>
			<td style="width:119px;">000298</td>
			<td style="width:183px;">Drug container</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">Brain infusion kit 3 1-3mm</td>
			<td style="width:115px;">Alzet</td>
			<td style="width:119px;">0008851</td>
			<td>Drug brain delivery system</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:272px;">Loctite&#160; 454 Prism gel&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Loctite</td>
			<td style="width:119px;">45404</td>
			<td style="width:183px;">Cyanoacrylate adhesive for cannula adhesion to the skull</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:272px;">75N glass syringe&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">87900/00</td>
			<td>Injection of tract tracers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:272px;">Biotin Dextran Amine (10000 MW)</td>
			<td style="width:115px;">Molecular probes</td>
			<td style="width:119px;">N-7167</td>
			<td>Anterograde tract tracer</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:272px;">Fluorogold</td>
			<td style="width:115px;">Fluorochrome, LLC.</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Retrograde tract tracer</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;">Quintessential Stereotaxic Injector (QSI)</td>
			<td style="width:115px;">Stoelting</td>
			<td style="width:119px;">53311</td>
			<td style="width:183px;">Stereotactic device for coordinate determination, pump implantation and tract tracer injection.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implantation of miniosmotic pumps and delivery of tract tracers to study brain reorganization in pathophysiological conditions

Pharmacological treatment in animal models of cerebral disease imposes the problem of repeated injection protocols that may induce stress in animals and result in impermanent tissue levels of the drug. Additionally, drug delivery to the brain is delicate due to the blood brain barrier (BBB), thus significantly reducing intracerebral concentrations of selective drugs after systemic administration. Therefore, a system that allows both constant drug delivery without peak levels and circumvention of the BBB is in order to achieve sufficiently high intracerebral concentrations of drugs that are impermeable to the BBB. In this context, miniosmotic pumps represent an ideal system for constant drug delivery at a fixed known rate that eludes the problem of daily injection stress in animals and that may also be used for direct brain delivery of drugs. Here, we describe a method for miniosmotic pump implantation and post operatory care that should be given to animals in order to successfully apply this technique. We embed the aforementioned experimental paradigm in standard procedures that are used for studying neuroplasticity within the brain of C57BL6 mice. Thus, we exposed animals to 30 min brain infarct and implanted with miniosmotic pumps connected to the skull via a cannula in order to deliver a pro-plasticity drug. Behavioral testing was done during 30 days of treatment. After removal the animals received injections of anterograde tract tracers to analyze neuronal plasticity in the chronic phase of recovery. Results indicated that neuroprotection by the delivered drug was accompanied with increase in motor fibers crossing the midline of the brain at target structures. The results affirm the value of these techniques for drug administration and brain plasticity studies in modern neuroscience.

Nós apresentado animais a 30 minutos de oclusão da artéria cerebral média através do método de sutura intraluminal, induzindo uma lesão no corpo estriado esquerdo e em seguida entregue rhEpo directamente para o cérebro por meio de bombas mini-osmóticas (figura 1, figura 3) durante 30 dias, com início 3 dias após acidente vascular cerebral 6. A Figura 4 mostra um diagrama esquemático do tracto espinal córtico que foi rastreada e depois CB BDA injecção e a área onde traçadores foram injectados. Nós mostramos uma melhora da força de preensão e de desempenho motor (Figura 5) após 14 e 42 dias da entrega rhEpo respectivamente. Entrega de BDA no córtex motor direito dos animais que receberam um acidente vascular cerebral no estriado esquerdo, mostrou um aumento em fibras motoras cruzar a linha média ao nível do núcleo vermelho e facial (Figura 5), demonstrando a coloração de sucesso de brotamento de fibras tão uma consequência do tratamento farmacológico com miniosmotBombas ic. tratamento rhEpo também aumentou a sobrevivência neuronal, atrasou astrocitose difusa, reduziu a formação de cicatriz glial e aumento da angiogênese no período estudado 6. Ao usar esta mesma técnica para injecção traçador tracto podemos detectar com êxito núcleos talâmicos que estão ligados ao córtex por injecção do traçador FG retrógrada do tracto (Figura 6). <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/52932/52932fig1.jpg" /> Figura 1. Componentes da bomba miniosmóticas utilizado neste protocolo. O disco espaçador, cânula e guia removível, cateter, o fluxo moderador e bomba miniosmóticas podem ser observados. O aspecto da bomba totalmente montada pode ser visto na Figura 2A. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52932/52932fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> ithin-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52932/52932fig2.jpg" /> Figura 2. Resumo da implantação da bomba de pontos-chave. (A) O mouse é mostrado colocado no dispositivo estereotáxico com a bomba miniosmóticas totalmente construído ao lado dele. A seta indica as coordenadas seleccionadas, para implantação. (B) A bomba foi introduzido no dorso do animal, e só a cânula permanece no exterior. O crânio foi perfurado já. (C) Aspecto da cabeça após a implantação. (C.1) A cânula é em posição, mas a guia removível não tenha sido cortado. (C.2) A aba removível ter sido cortada e costura de a ferida pode começar agora. (D) O asterisco mostra um animal recentemente implantadas, em comparação com um animal 30 dias após a implantação (#). Quando instalado correctamente, a ferida deve permanecer fechada até o final do processo, como mostrado na imagem.&quot;target =&quot; _ blank ove.com/files/ftp_upload/52932/52932fig2large.jpg &quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52932/52932fig3.jpg" /> Figura 3. coloração de Nissl indicando o local da implantação no córtex. Uma pequena incisão pode ser observado na parte do córtex esquerda (seta). A largura da área de penetração é cerca de 50 uM. O há alterações graves no tecido evidentes com base na coloração de Nissl em comparação com a área correspondente contralateral (*). R: hemisfério direito. L: hemisfério esquerdo. Scale bar = 300 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52932/52932fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52932/52932fig4.jpg" /> Figura 4. Tractestratégia de injeção do radiofármaco como publicado antes por Reitmeier et al. 6,7. (A) esquemáticos que indiquem os locais de injeção para o traçador trato BDA no córtex motor contralateral Considerando CB foi injetado no córtex motor do hemisfério enfartado. As fibras foram seguidos para o núcleo vermelho (não representado) e núcleo facial (ver Figura 5). (B) O local de injecção do traçador tracto anterógrada BDA ao lado do córtex motor é mostrado. Observe a seta vermelha que indica a faixa agulha enquanto que a seta preta mostra algumas células corticais marcadas com o BDA. Cx: Cortex. CC: corpo caloso. V: Ventrículo. FN: núcleo Facial. Barra de escala em B = 200 mm. Figura 4A é reproduzido com a devida permissão 6. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52932/52932fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt = &quot;Figura 5&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52932 / 52932fig5.jpg&quot; /&gt; Figura 5. Recuperação de um cérebro enfartado após a entrega de rhEpo. (A) BDA injectado no córtex motor contralesional é então detectado em fibras corticobulbares ao nível do núcleo facial (bregma -5,8 mm para -6,3 mm). Linhas de interseção em cada hemisfério foram elaboradas paralelamente à linha mediana e fibras que cruzam cada linha em direção ao hemisfério ipsilesional e contralesional foram contadas e expressas como percentagem do total de fibras marcadas no trato corticoespinhal. Eritropoietina aumentou travessias de fibra em direção aos contralesional dados núcleo facial são meios + - SD. Os dados foram analisados ​​por ANOVA one-way seguido por testes de menos significativos diferenças, §P &lt;0,05 em comparação com ratos não isquémicos tratados com o veículo. (B) Comportamento Motor mostrou uma melhora de força de preensão manual e coordenação no teste de rota rod. Os dados são médias ValuES + - SD. Os dados foram analisados ​​por duas vias para medidas repetidas ANOVA, seguido de variância one-way / menos significativos testes diferenças para cada ponto de tempo. §P &lt;0,05 em comparação com os valores basais pré-isquêmica; * P &lt;0,05 comparada com os ratos tratados com veículo isquêmicos. As Figuras 5A e B são reproduzidas com a devida permissão 6. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52932/52932fig5large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52932/52932fig6.jpg" /> Figura 6. estruturas alvo atingido após a injecção de Fluorogold (FG). (A) no local de injecção de FG ao lado do córtex motor, conforme indicado na Figura 1. Note-se a seta vermelha indica o percurso da agulha e a seta branca indica algumas células marcadas em o córtex. (B) FG injectado próximo do motorcórtex é detectado no VPL. Fi: Fimbria. IC: cápsula interna. RT: núcleo reticular Thalamic. VPL: Thalamic núcleo póstero ventral. Barra de escala = 200 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52932/52932fig6large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Implantation of Miniosmotic Pumps and Delivery of Tract Tracers to Study Brain Reorganization in Pathophysiological Conditions

In order to study brain reorganization under pathological conditions we used miniosmotic pumps for direct protein delivery into the brain circumventing the blood brain barrier. Tract tracers are then injected to study alterations in brain connectivity under the influence of the protein.

Implantação de miniosmóticas Bombas e Entrega de Tracers Trato de Estudar Reorganização do cérebro em condições fisiopatológicas

Pharmacological treatment in animal models of cerebral disease imposes the problem of repeated injection protocols that may induce stress in animals and ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.1K visualizações.  University of Duisburg-Essen. In order to study brain reorganization under pathological conditions we used miniosmotic pumps for direct protein delivery into the brain circumventing the blood brain barrier. Tract tracers are then injected to study alterations in brain connectivity under the influence of the protein.

Vídeo: Implantation of Miniosmotic Pumps and Delivery of Tract Tracers to Study Brain Reorganization in Pathophysiological Conditions

Efficient Gene Delivery into Multiple CNS Territories Using In Utero Electroporation

The ability to manipulate gene expression is the cornerstone of modern day experimental embryology, leading to the elucidation of multiple developmental pathways. Several powerful and well established transgenic technologies are available to manipulate gene expression levels in mouse, allowing for the generation of both loss- and gain-of-function models. However, the generation of mouse transgenics is both costly and time consuming. Alternative methods of gene manipulation have therefore been widely sought. In utero electroporation is a method of gene delivery into live mouse embryos1,2 that we have successfully adapted3,4. It is largely based on the success of in ovo electroporation technologies that are commonly used in chick5. Briefly, DNA is injected into the open ventricles of the developing brain and the application of an electrical current causes the formation of transient pores in cell membranes, allowing for the uptake of DNA into the cell. In our hands, embryos can be efficiently electroporated as early as embryonic day (E) 11.5, while the targeting of younger embryos would require an ultrasound-guided microinjection protocol, as previously described6. Conversely, E15.5 is the latest stage we can easily electroporate, due to the onset of parietal and frontal bone differentiation, which hampers microinjection into the brain. In contrast, the retina is accessible through the end of embryogenesis. Embryos can be collected at any time point throughout the embryonic or early postnatal period. Injection of a reporter construct facilitates the identification of transfected cells.
To date, in utero electroporation has been most widely used for the analysis of neocortical development1,2,3,4. More recent studies have targeted the embryonic retina7,8,9 and thalamus10,11,12. Here, we present a modified in utero electroporation protocol that can be easily adapted to target different domains of the embryonic CNS. We provide evidence that by using this technique, we can target the embryonic telencephalon, diencephalon and retina. Representative results are presented, first showing the use of this technique to introduce DNA expression constructs into the lateral ventricles, allowing us to monitor progenitor maturation, differentiation and migration in the embryonic telencephalon. We also show that this technique can be used to target DNA to the diencephalic territories surrounding the 3rd ventricle, allowing the migratory routes of differentiating neurons into diencephalic nuclei to be monitored. Finally, we show that the use of micromanipulators allows us to accurately introduce DNA constructs into small target areas, including the subretinal space, allowing us to analyse the effects of manipulating gene expression on retinal development.

Efficient Gene Delivery into Multiple CNS Territories Using In Utero Electroporation

In utero electroporation allows for rapid gene delivery in a spatially- and temporally-controlled manner in the developing central nervous system (CNS). Here we describe a highly adaptable in utero electroporation protocol that can be used to deliver expression constructs into multiple embryonic CNS domains, including the telencephalon, diencephalon and retina.

Entrega Gene eficiente em múltiplos territórios CNS Usando In Utero Eletroporação

The ability to manipulate gene expression is the cornerstone of modern day experimental embryology, leading to the elucidation of multiple developmental ...

Neurociência

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

Implantação de fibra óptica para Estimulação Crônica optogenética do Tecido Cerebral

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Entrega intraventricular direta de medicamentos para o Sistema Nervoso Central Rodent

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

Manipulação genética de Cerebelar Granule Neurônios<em&gt; In Vitro</em&gt; E<em&gt; In Vivo</em&gt; Estudar Neuronal Morfologia e Migração

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

O Sistema Olfativo como um modelo para estudar os padrões de crescimento axonal e Morfologia<em&gt; In Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

New Methods to Study Gustatory Coding

The sense of taste allows animals to detect chemicals in the environment, giving rise to behaviors critical for survival. When Gustatory Receptor Neurons (GRNs) detect tastant molecules, they encode information about the identity and concentration of the tastant as patterns of electrical activity that then propagate to follower neurons in the brain. These patterns constitute internal representations of the tastant, which then allow the animal to select actions and form memories. The use of relatively simple animal models has been a powerful tool to study basic principles in sensory coding. Here, we propose three new methods to study gustatory coding using the moth Manduca sexta. First, we present a dissection procedure for exposing the maxillary nerves and the subesophageal zone (SEZ), allowing recording of the activity of GRNs from their axons. Second, we describe the use of extracellular electrodes to record the activity of multiple GRNs by placing tetrode wires directly into the maxillary nerve. Third, we present a new system for delivering and monitoring, with high temporal precision, pulses of different tastants. These methods allow the characterization of neuronal responses in vivo directly from GRNs before, during and after tastants are delivered. We provide examples of voltage traces recorded from multiple GRNs, and present an example of how a spike sorting technique can be applied to the data to identify the responses of individual neurons. Finally, to validate our recording approach, we compare extracellular recordings obtained from GRNs with tetrodes to intracellular recordings obtained with sharp glass electrodes.

We present three new methods to study gustatory coding. Using a simple animal, the moth Manduca sexta (Manduca), we describe a dissection protocol, the use of extracellular tetrodes to record the activity of multiple gustatory receptor neurons, and a system for delivering and monitoring precisely timed pulses of tastants.

Novos métodos para estudar codificação gustativa

The sense of taste allows animals to detect chemicals in the environment, giving rise to behaviors critical for survival. When Gustatory Receptor Neurons ...

An In Vivo Blood-brain Barrier Permeability Assay in Mice Using Fluorescently Labeled Tracers

Blood-brain barrier (BBB) is a specialized barrier that protects the brain microenvironment from toxins and pathogens in the circulation and maintains brain homeostasis. The principal sites of the barrier are endothelial cells of the brain capillaries whose barrier function results from tight intercellular junctions and efflux transporters expressed on the plasma membrane. This function is regulated by pericytes and astrocytes that together form the neurovascular unit (NVU). Several neurological diseases such as stroke, Alzheimer&#39;s disease (AD), brain tumors are associated with an impaired BBB function. Assessment of the BBB permeability is therefore crucial in evaluating the severity of the neurological disease and the success of the treatment strategies employed.
We present here a simple yet robust permeability assay that have been successfully applied to several mouse models both, genetic and experimental. The method is highly quantitative and objective in comparison to the tracer fluorescence analysis by microscopy that is commonly applied. In this method, mice are injected intraperitoneally with a mix of aqueous inert fluorescent tracers followed by anesthetizing the mice. Cardiac perfusion of the animals is performed prior to harvesting brain, kidneys or other organs. Organs are homogenized and centrifuged followed by fluorescence measurement from the supernatant. Blood drawn from the cardiac puncture just before perfusion serves for normalization purpose to the vascular compartment. The tissue fluorescence is normalized to the wet weight and serum fluorescence to obtain a quantitative tracer permeability index. For additional confirmation, the contralateral hemi-brain preserved for immunohistochemistry can be utilized for tracer fluorescence visualization purposes.

An In Vivo Blood-brain Barrier Permeability Assay in Mice Using Fluorescently Labeled Tracers

Here we present a mouse brain vascular permeability assay using intraperitoneal injection of fluorescent tracers followed by perfusion that is applicable to animal models of blood-brain barrier dysfunction. One hemi-brain is used for assessing permeability quantitatively and the other for tracer visualization/immunostaining. The procedure takes 5 - 6 h for 10 mice.

Na Vivo barreira hemato - encefálica permeabilidade ensaio nos ratos usando fluorescente etiquetado traçadores

Blood-brain barrier (BBB) is a specialized barrier that protects the brain microenvironment from toxins and pathogens in the circulation and maintains ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Crônica implantação de matriz Electrocorticographic todo-cortical no sagui comum

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Delivery of Antibodies into the Murine Brain via Convection-enhanced Delivery

Convection-enhanced delivery (CED) is a neurosurgical technique enabling effective perfusion of large brain volumes using a catheter system. Such an approach provides a safe delivery method by-passing the blood brain barrier (BBB), thus allowing treatment with therapeutics with poor BBB-permeability or those for which systemic exposure is not desired, e.g., due to toxicity. CED requires optimization of the catheter design, injection protocol, and properties of the infusate. With this protocol we describe how to perform CED of a solution containing up to 20 &#181;g of an antibody into the caudate putamen of mice. It describes preparation of step catheters, testing them in vitro and performing the CED in mice using a ramping injection program. The protocol can be readily adjusted for other infusion volumes and can be used for injecting various tracers or pharmacologically active or inactive substances, including chemotherapeutics, cytokines, viral particles, and liposomes.

Convection-enhanced delivery (CED) is a method enabling effective delivery of therapeutics into the brain by direct perfusion of large tissue volumes. The procedure requires the use of catheters and an optimized injection procedure. This protocol describes a methodology for CED of an antibody into a mouse brain.

Entrega de anticorpos para o cérebro murino via convecção-fornecimento aprimorado

Convection-enhanced delivery (CED) is a neurosurgical technique enabling effective perfusion of large brain volumes using a catheter system. Such an ...

Determining the Functional Status of the Corticospinal Tract Within One Week of Stroke

High interindividual variability in the recovery of upper limb (UL) function after stroke means it is difficult to predict an individual&#39;s potential for recovery based on clinical assessments alone. The functional integrity of the corticospinal tract is an important prognostic biomarker for recovery of UL function, particularly for those with severe initial UL impairment. This article presents a protocol for evaluating corticospinal tract function within 1 week of stroke. This protocol can be used to select and stratify patients in trials of interventions designed to improve UL motor recovery and outcomes after stroke. The protocol also forms part of the PREP2 algorithm, which predicts UL function for individual patients 3 months poststroke. The algorithm sequentially combines a UL strength assessment, age, transcranial magnetic stimulation, and stroke severity, within a few days of the stroke. The benefits of using PREP2 in clinical practice are described elsewhere. This article focuses on the use of a UL strength assessment and transcranial magnetic stimulation to evaluate corticospinal tract function.

This protocol is for evaluating corticospinal tract function within 1 week of stroke. It can be used to select and stratify patients in trials of interventions designed to improve upper limb motor recovery and outcomes and in clinical practice for predicting upper limb functional outcomes 3 months after stroke.

Determinando o Status Funcional do Trato Corticorrindiano dentro de uma semana de Derrame

High interindividual variability in the recovery of upper limb (UL) function after stroke means it is difficult to predict an individual&#39;s potential ...