JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы представляем дискретный образец капель внедрению системы для индуктивно-связанной плазмы массы спектрометрии (МСПМС). Он основан на дешевой одноразовой и микрожидкостных чипа, который генерирует высокую монодисперсных капель в диапазоне размеров 40-60 мкм на частотах от 90 до 7000 Гц.

Аннотация

Этот протокол рассматривается изготовление и использование одноразового низкой стоимости микрожидкостных чипе, системы ввода пробы для индуктивно-связанной плазмы массы спектрометрии (МСПМС). Чип производит монодисперсных водные капельки образца в перфторгексана (PFH). Размер и частота водных капелек можно варьировать в диапазоне от 40 до 60 мкм и от 90 до 7000 Гц, соответственно. Капли выбрасываются из чипа со вторым потоком PFH и остаются нетронутыми в ходе выброса. Изготовленный на заказ система десольватация удаляет PFH и транспортирует капли в МСПМС. Здесь очень стабильные сигналы с узким распределением интенсивности может быть измерено, показывающий монодисперсность капель. Показано, что введение системы могут быть использованы для количественного определения железа в отдельных рогатого эритроцитов. В будущем, возможности интродукции устройства легко может быть расширена за счет интеграции дополнительных микрофлюидных модулей.

Введение

Элементный анализ жидких образцов индуктивно связанной плазмы массы спектрометрии (МСПМС) обычно проводится с использованием небулайзеров в сочетании с распылением камер как система Введение 1. В этом примере системы введения образца распыляется с помощью небулайзера, чтобы генерировать полидисперсных аэрозолей. Вниз по течению камера спрей используется для фильтрации больших капель. Этот метод связан с высоким потреблением образца (> 0,3 мл мин -1) 2 и неполной выборки транспорта. Таким образом, становится нецелесообразным для приложений, где объемы проб только микролитровые доступны, как в биологических, судебно-медицинских, токсикологических и клинических исследований 3. Чтобы уменьшить расход пробы, распылители с меньшими размерами сопла были разработаны три. Тем не менее, уменьшен размер сопла увеличивает риск засорения, когда образцы непереваренной биологических жидкостей или концентрированными солевыми растворами должны быть проанализированы 3.

другой подход для ввода образца была предложена Олесик и др. 4. Авторы вводят в жидкость в МСПМС в виде монодисперсных дискретных микрокапель, которые производились с помощью пьезо-электрическим приводом микронасоса. Даже если это очень система не найти широкое применение, оно инициировало дальнейшее развитие концепции дискретного введения капель в МСПМС. Сегодня пьезоэлектрическим приводом дозирующие системы, которые могут генерировать капельки размером от 30, 50, 70 и 100 мкм, и на частотах 100-2,000 Гц, могут быть приобретены. Капли можно транспортировать в МСПМС с близко к 100% -ной эффективности 5. Эти дозаторы микрокапель были применены для количественного измерения одиночных наночастиц 5,6, а также характеризующие отдельные биологические клетки 7. Подобная система на основе технологии струйной термопечати 8 был протестирован для анализа биологических образцов 9. Хотя АваиКонтрактное одиночные системы капель введение очень эффективны, могут быть использованы для небольших объемов образцов и перспективны для анализа наночастиц и клеток, они имеют несколько недостатков. Для фиксированного размера сопла, размер капель может быть изменена лишь незначительно (если пользовательские настройки не используются 10). Изменение физических свойств жидкости (рН, содержание соли) можно изменять капель характеристики (размер, скорость инъекции). Кроме того, эти устройства довольно дороги, склонны к засорению и их трудно очистить.

Другой способ, чтобы генерировать капельки известно в области капель микрофлюидики 11. В последние годы капель микрофлюидики получила интерес для (био) химических реакций 12-15 и для отдельных исследований клеточных 16,17. Кроме того, этот метод был применен для введения пробы в ионизация электрораспылением масс-спектрометрии 18,19 и для подготовки образцов в матричной лазерной десорбцией / ionizatioн масс-спектрометрии 20,21.

Недавно мы ввели систему, основанную микрофлюидальный для ввода пробы в МСПМС 22. Ключевым компонентом нашей системе введение жидкости помощь выброса капли (ЛАДЕ) чип. Этот чип полностью состоит из поли (диметилсилоксанового) (PDMS). В первом перекрестке течения в канале фокусировки используется для создания монодисперсных капель водного раствора образца (рисунок 1). Для этого крайне нестабильной (точка кипения 58-60 ° C 23) и не смешивается фазы несущей перфторгексана (PFH) используется (рис 1). Эти свойства позволяют PFH стабильной генерации капель и быстрое удаление фазы несущей. Изменение свойств образца жидкости влияния этот способ генерации меньше, по сравнению с другими генераторами капель. Размер капель можно регулировать в широком диапазоне за счет изменения скорости потока водной фазы и PFH. В нижнем secondarу перехода, более PFH добавляют, чтобы увеличить скорость потока, по меньшей мере, 1 м сек -1. На этой скорости жидкости могут быть извлечены из чипа в стабильной и прямой струи (рис 1) без разрушения капли (рис 1 вставка). Эта конструкция двойного перехода позволяет контролировать реактивный стабильность независимо от капель поколения. Капли транспортируются к МСПМС с настраиваемой системы транспорта. Эта система включает в себя падающий трубки и мембранного desolvator, чтобы удалить PFH. Высушенные остатки водных капелек впоследствии ионизируются в плазме МСПМС и детектором масс мер ионов. Передняя часть чипа в форме бочки, чтобы обеспечить плотное соединение с капелькой транспортной системы. Выброс в водном образце в виде капель в PFH выгодно, потому что контакт с соплом избежать. Это значительно снижает риск засорения сопел, которые могут быть проблемы при работе с клеточной суспензии или СОncentrated солевые растворы. В lāde чипсы, изготовленные PDMS мягкой литографии, дешевы (2 материальные затраты около $ за чип), одноразовые и легко изменить. В сочетании с изготовлением, который требует лишь небольшого количества ручного труда каждый эксперимент может быть выполнена с новым чипом. Таким образом, трудоемкой очистки не требуется, и перекрестное загрязнение сводится к минимуму.

Здесь изготовления чипа lāde мягкой литографии и его применение для МСПМС описаны. Примеры измерений с помощью водного раствора и суспензии клеток представлены.

протокол

1. SU-8 мастер по изготовлению (рис 2)

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните изготовление СУ-8 мастер формы в чистом помещении, чтобы предотвратить дефекты, вызванные частицами пыли. Два пластины необходимы для изготовления, одной пластине с микрожидкостных функций и без.

  1. Подготовка мастер-форм для микрожидкостных чипа. Первый применить адгезионного слоя на кремниевой пластине.
    1. Высушить кремниевой пластины в течение 10 мин при 200 ° С. Охладите пластины до комнатной температуры и загрузить его на спин нанесения покрытий и спина пальто с СУ-8 2002 со следующим протоколом.
    2. Не включать примерно 3 мл противостоять на пластину.
    3. Спин пластины на 500 оборотов в минуту в течение 10 сек распространяться противостоять над всей пластине.
    4. Спин пластину на 2000 оборотах в минуту в течение 30 сек, чтобы достигнуть высоты противостоять приблизительно 2 мкм.
  2. Удаления избытка противостоять от края пластины с ацетоном, пропитанной тампона, чтобы предотвратитьприлипание подложки на горячей плите на следующей стадии. Испечь на пластину в течение 60 секунд при 95 ° С на горячей плите.
  3. Защиту весь пластины ультрафиолетовым светом (80 мДж / см 2 при 365 нм). После испечь вафельные для 120 сек до 95 ° C.
  4. Охладите пластины вниз и сразу же вращаться пальто пластины снова, используя следующий протокол для SU-8 2050:
    1. Спин пластины при 100 оборотах в минуту в течение 20 сек (обойтись примерно 3 мл СУ-8 противостоять на этом этапе).
    2. Спин пластины на 500 оборотов в минуту в течение 10 сек распространяться противостоять над всей пластине.
    3. Спин пластину на 3250 оборотах в минуту в течение 30 сек, что приводит к сопротивлению толщиной приблизительно 40 мкм.
  5. Опять же, удалить избыток противостоять от края пластины с ацетоном, пропитанной тампоном и мягкой выпекать пластины на горячей плите в течение 180 сек при 65 ° С и в течение 360 сек при 95 ° С.
  6. Подготовка фотошаблона по ИПППCKING его в известково-натриевого стекла. Смотрите рисунок 3 для проектирования маски. Используйте маску выпрямитель подвергать противостоять ультрафиолетовым светом (160 мДж / см 2, измеренная при 365 нм) через подготовленное маски. Испечь в открытый пластины снова на горячей плите в течение 60 секунд при 65 ° С и в течение 360 сек при 95 ° С.
  7. После охлаждения до комнатной температуры пластины, погрузить его в стеклянную чашку Петри заполняется проявителем в течение 5 мин, чтобы разработать резиста. Аккуратно агитировать Петри, чтобы удалить неэкспонированная SU-8. Промыть пластины с изопропанола и взорвать его сухим с ружьем азота.
  8. Проверьте пластины под микроскопом. В случае неразвитой противостоять остается на особенности, развивать пластины снова в течение нескольких минут, как описано в стадии 1,7.
  9. Удалить любой остаточный растворитель путем выпечки вафель в течение 2 ч при 200 ° С. Проверьте высоту особенностей с шагом Profiler. В случае, если измеренная высота отличается от заданной высоты начать с этой протоCol снова и адаптировать скорость отжима в шаге 1.1.4.
  10. Для предотвращения слипания PDMS в пластине silanize его, поместив его в эксикаторе с 50 мкл 1 Н, 1 Н, 2 Н, 2 Н -perfluorodecyltrichlorosilane в небольшом фарфоровую чашку. Снизить давление в эксикаторе до 100 мбар и инкубировать пластины в течение 12 ч.
    1. Для пустых PDMS части silanize другой кремниевой пластины с помощью метода шага 1,10. Чтобы сэкономить время silanize как вафли в то же время в одном эксикаторе.

2. ЛАДЕ Chip Изготовление

ПРИМЕЧАНИЕ: чип ЛАДЕ сделан из двух PDMS частей, которые скреплены вместе посредством клеевого соединения 24. Первая часть содержит микрожидкостных особенности. Другая часть является плоской, и используется для герметизации каналов. Соединенных вместе, они образуют круглую форму, необходимую для взаимодействия чип с капелькой транспортной системы. Здесь, изготовлениедве части и их склеивание описано. Все стадии процесса показано на фиг.4.

  1. Подготовка 44 г PDMS путем смешивания 40 г форполимера с 4 г PDMS с отвердителем (это приведет к до 6 фишек). Дегазации PDMS в эксикаторе до тех пор, пока пузырь бесплатно (это займет около 20 мин).
  2. Реплика формования структурированных половины.
    1. Поместите литейную форму в верхней части пластины и вставить в месте с помощью направляющих структур вокруг конструкции (рисунок 5). Пропустить привязку в месте для плоской PDMS Сократить вдвое.
    2. Налейте примерно от 3 до 4 г дегазированной PDMS в виде отливки и поместить его в течение 6 мин на горячей плите при 150 ° С. Охладите вылечить PDMS в виде литья и осторожно поднимите вид литья пластины с помощью шпателя.
    3. Для предотвращения загрязнения из микроканалов покрыть стороны чипа, который ранее был в контакте Wiго пластину с лентой. Осторожно разрезать ленту вдоль края стороны PDMS, чтобы удалить избыток PDMS.
  3. Для изготовления плоские PDMS половинки повторить вышеуказанные шаги 2.2.1 по 2.2.3 с пустой силанизированного пластины.
  4. Пил ленты и удар жидкости соединительные отверстия в структурированных половинки с биопсией перфоратором. Защита конструкций с лентой во время хранения.
  5. Бонд части PDMS вместе посредством клеевого соединения с использованием PDMS ОТВЕРДИТЕЛЕМ 24.
    1. Возьмите необработанную кремниевой пластины и спин пальто с PDMS отвердителя в течение 30 сек при 6000 оборотах в минуту. Возьмите пластину из спин нанесения покрытий.
    2. Снимите ленту с структурированных пополам и положите их со структурами, стоящих перед вниз на пластины. Аккуратно надавите на вершине PDMS, чтобы удалить воздушные пузыри.
    3. Снимите ленту с пустыми PDMS половины. Возьмите структурированный сегодня вдвое от пластины и вручную выровнять его на вершине плоской PDMS Сократить вдвое. Слегка сожмитечасть вместе, чтобы удалить пузырьки воздуха, и пусть собранный лекарство стружки в течение 24 ч при комнатной температуре. Не нажимайте на части вместе с силой, так как это может привести к тому, каналы к краху.
  6. Вырезать кончик чипа вдоль линии индикатора, ортогональном канале сопла с ножом, чтобы открыть выпускное сопло. Используйте выравнивания устройства, чтобы обеспечить ровный срез, который необходим для прямой эжекции жидкости. Проверьте чип под микроскопом на наличие дефектов в микроканалов и частиц пыли. Поместите ленту впускных отверстий для защиты микросхемы при хранении.
  7. Подключите бутылку Woulff с трубкой для сухой источника азота и всех входах микросхемы lāde. Депозит 50 мкл 1 Н, 1 Н, 2 Н, 2 Н -perfluorodecyltrichlorosilane на дне бутылки Woulff и закрыть его.
  8. Silanize в микроканалов путем промывки все каналы в течение 20 мин с потоком азота, несущего 1 H, 1 ч , 2 Н, 2 Н -perfluorodecyltrichlorosilane при скорости потока приблизительно 1 мл / сек. Чипы готовы для проведения экспериментов и могут храниться в течение по крайней мере нескольких недель при комнатной температуре.

3. Подготовка для измерения / капли транспортной системы

ПРИМЕЧАНИЕ: строились целые капли транспортной системы на вершине оптическом столе, так как это необходимо построить стабильную опорную конструкцию для установки. Схема всей системы капель транспортной изображен на рисунке 6.

  1. Установка специального циклонический поли (метилметакрилат) (PMMA) адаптер с 50 см, прикрепленных трубки из нержавеющей стали в вертикальном положении. Подключите адаптер к источнику гелия с контроллером массового расхода. Прикрепите (высокоскоростной) камеру и лампу к адаптеру на противоположных участков для капель визуализации.
  2. Поместите нагреватель картриджа в середине стальной трубы и использовать поли (винилхлорида) (PVC) труб и Легрис трубкиразъем для подключения конец стальной трубки с впускным отверстием мембранного desolvator.
  3. Подключите выход в desolvator с другим ПВХ труб с адаптером ламинарного потока, которая непосредственно связана с впускным отверстием МСПМС. Подключение адаптера ламинарного потока к источнику аргона с контроллером массового расхода, а затем использовать его на примешивать аргона для достижения стабильной работы состояние.
  4. Совместите адаптер, а также стальной трубы по вертикали с помощью спиртового уровня. Если выравнивание не является точным, это может привести к значительным потерям капель. Вставьте вилку в адаптер, чтобы предотвратить газы утечки во система нагреваются времени.
  5. Начните Все вышеперечисленные газовых потоков и устройства, использующие параметры из таблицы 1. Разрешить системе прогреться в течение 15 мин. Нагреватель картридж необходимо 2 ч для стабилизации температуры, включите его заранее.
  6. Поместите шприцевые насосы на стойке на высоте циклонической адаптера гелия. Держите дистанцию ​​междушприцевые насосы и адаптер как можно короче.

4. Измерения

Примечание: В следующем протоколе написано в общих чертах из-за различных растворов и суспензий, которые могут быть использованы. Тем не менее, клеточные суспензии должны быть разбавлены до концентрации <1 х 10 7 клеток / мл, при осуществлении анализа одну ячейку, чтобы гарантировать, что большинство капель выполнять только одну ячейку. Для измерения с клетками разместить шприцевые насосы под углом таким образом, что на выходе из шприцев направлены вниз и установить трубку таким образом, что они направлены вниз.

  1. Прикрепите трубки со шприцами. Нагрузка два 5 мл шприцы с перфторгексана и один 1 мл шприц с раствором образца или суспензии. Удалить все пузырьки, оказавшихся в шприцы и трубки.
  2. Установите шприцы в шприцевой насос и подключить их на входы микросхемы. Запустите шприцевые насосы использованием стартовых настроек изТаблица 1 (или более высокие скорости потока). Дайте потоки от 3 до 5 мин для стабилизации.
    1. Удаления избытка жидкости из кончика чипа с тканью. Теперь жидкости должны извлечь из чипа в прямой струи. Если прямая выброса не может быть достигнуто путем протирки тканью заменить чип и начать заново с этим шагом.
  3. Выньте вилку из адаптера и аккуратно вставьте чип к адаптеру. Смажьте чип с FC-40, если это необходимо. Чип может быть использован, по крайней мере, 2 ч в экспериментах.
  4. Изменение скорости потока в пределах рекомендуемых настроек измерения из таблицы 1. Нижняя скорость потока PFH не только экономит PFH, но также снижает сигнала фона, вызванного изобарических помех.
  5. Дайте системе 2-5 мин для стабилизации (в зависимости от выбранных скоростей потока). Оптимизация ICPMS для наибольшей интенсивностью сигнала аналитов, представляющих интерес.
    1. Последовательно настроить потоки всех гасы на регуляторов массового расхода (см рекомендуемые диапазоны в таблице 1), пока максимальной интенсивности сигнала аналитов, представляющих интерес достигнута. Tune питания плазмы и фокусирующие напряжения объектива (в соответствии с рекомендованной заводом-изготовителем диапазонов) на МСПМС таким же образом.
  6. Установите МСПМС к времени пребывания 10 мс (применяется для самых МСПМС использовать, но может быть скорректирована с другими инструментами для обеспечения временным разрешением приобретение). Начало записи сигнала конкретного м / г с использованием протокола производителя.
  7. После измерения, передачи исходных данных в целях программы анализа данных для оценки. Бен все данные, указанные в счете на 10 мс, с встроенным-функции, и сюжет полученных значений бен центр по борьбе с пунктам. Установите каждый пик в готовящемся гистограммы распределения частот с функцией Гаусса. Среднее и сигма подгонки представляют средней интенсивности сигнала и его стандартного отклонения, соответственно.

5. Калибровка Концепция

  1. Измерьте одну или стандартный многоэлементное раствор, содержащий элемент или элементы, представляющие интерес на тех же скоростях потока образца.
  2. Поместите микросхему Lāde в чашку Петри на микроскопе. Для лучшего качества изображения использовать не круглый чип. Изготовление этот чип, как описано в шаге 2, но с использованием простой прямоугольной формы литья вместо частично круглые один.
  3. Чтобы начать капель поколение Выполните шаги с 4,1 до 4.2.1. Установка скорости потоков с расходом, используемого на стадии 5.1.
  4. Запись изображения водяных капель с высокоскоростной камерой, установленной на микроскоп (20x цель). Используйте программное обеспечение для анализа изображений, как капельной морфометрии и Velocimetry программного обеспечения по Басу 25, чтобы получить средний диаметр капель от записи.
  5. Использование средний диаметр капелек, чтобы вычислить объем капли, предполагая, что капли сферический объект.
    1. Из этого объема и кпсобственного концентрации анализируемого вещества в капле рассчитать количество соответствующих атомов. Разделить количество измеренных ионов на капли на число атомов, чтобы получить эффективность обнаружения. Используйте эту эффективность обнаружения, чтобы рассчитать количество атомов в неизвестном образце.
      Примечание: Поскольку различия между отдельными микросхемами малы 22, нет необходимости повторять измерения размера капель для каждого чипа или раствора при скорости потока остаются неизменными. Перечень размеров капель и частоты в соответствии с конкретными расхода выпускается Verboket соавт. 22.

Результаты

Представленный система может быть использована для измерения небольших объемов растворов или суспензий, содержащих клетки или наночастиц. Примеры измерения стандартного раствора и характеристик отдельных клеток показаны здесь. Другие примеры можно найти в Verboket и др. 22.

<...

Обсуждение

Хотя изготовление чипов очень надежным Есть некоторые критические точки в процессе изготовления, которые требуют особого внимания. Во-первых, чистота во время сборки очень важно, чтобы предотвратить загрязнение чипа от пыли. Пыль может блокировать каналы и предотвратить стабильной г?...

Раскрытие информации

The authors declare that they have no competing financial interests.

Благодарности

This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant nμLIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph Bärtschi and Roland Mäder for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Silicon wafer 100 mmSi-Mat (Kaufering, Germany)
SU-8 2002Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)
SU-8 2050Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)
AcetoneMerk VWR (Darmstadt, Germany)100014
MR-developer 600Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)
IsopropanolMerk VWR (Darmstadt, Germany)109634
1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilaneABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)AB111155
Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)Dow Corning (Michigan, U.S.A.)39100000
Perfluorohexane 99%Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)281042
FC-40ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)AB103511
Phosphate-buffered saline Life Technologies (Paisley, U.K.) 10010-015
Red blood cells in phosphate-buffered salineRockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.) R400-0100
Single-element standard solutions Na, FeInorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)
Multielement standard solution Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)IV
Nitric acidSub-boiled
Ultrahigh-purity waterMerck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)
Hot plate HP 160 III BMSawatec (Sax, Switzerland)used for wafer preparation
Spin modules SM 180 BMSawatec (Sax, Switzerland)used for wafer preparation
High resolution film photomaskMicrolitho (Essex, U.K.)
Step profiler Dektak XT advancedBruker  (Massachusetts, U.S.A.)
Hot plate MR 3002Heidolph (Schwabach, Germany)used for replica molding 
1.5 mm biopsy puncherMiltex (Pennsylvania, U.S.A.)33-31AA/33-31A
Spin coater  WS-400 BZ-6NPP/LITELaurell (Pennsylvania, U.S.A.)used for adhesive bonding
Syringe pump neMESYSCetoni (Korbussen, Germany)
1 ml syringe Codan (Lensahn, Germany) 62.1002
5 ml syringe B. Braun (Melsungen, Germany) 4606051V
PTFE tubing PKM SA (Lyss, Switzerland) PTFE-AWG-TFT20.N
Quadrupole-based ICPMS ELAN6000PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.) 
Membrane desolvator CETAC6000AT+CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.) only the desolvator unit is used
High speed camera Miro M110Vision Research (New Jersey, U.S.A.)
Data analysis program Origin proOriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)version 8.6
MicroscopeOlympus (Tokyo, Japan)IX71

Ссылки

  1. Todoli, J. -. L., Mermet, J. -. M. . Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide. , 10-1016 (2008).
  2. Sutton, K. L., B'Hymer, C., Caruso, J. A. Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis - A comparison of detection modes and interface designs. J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).
  3. Todoli, J. -. L., Mermet, J. -. M. Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS. Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).
  4. Olesik, J. W., Hobbs, S. E. Monodisperse dried microparticulate injector - A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma. Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).
  5. Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., Günther, D. Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry. Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).
  6. Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration. J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).
  7. Shigeta, K., et al. Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).
  8. Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry. J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).
  9. Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator. J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).
  10. Shigeta, K., et al. Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer - optimization and analytical characterization. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).
  11. Teh, S. -. Y., Lin, R., Hung, L. -. H., Lee, A. P. Droplet microfluidics. Lab on a Chip. 8 (2), 198-220 (2008).
  12. Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization. Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).
  13. Theberge, A. B., et al. Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets. Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).
  14. Li, L., et al. Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).
  15. Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation. Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).
  16. Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics. Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).
  17. Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).
  18. Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry. Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).
  19. Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).
  20. Küster, S. K., et al. Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets. Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).
  21. Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis. Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).
  22. Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS. Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).
  23. Ammerman, C. N., You, S. M. Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water. J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).
  24. Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst. J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).
  25. Basu, A. S. Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters. Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).
  26. Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction. Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).
  27. Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).
  28. Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. Decompressing emulsion droplets favors coalescence. Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).
  29. Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits. Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).
  30. Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).
  31. Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. Reactions in droplets in microflulidic channels. Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).
  32. Lombardi, D., Dittrich, P. S. Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).
  33. Edgar, J. S., et al. Compartmentalization of chemically separated components into droplets. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).
  34. Edgar, J. S., et al. Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis. Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).
  35. Baret, J. C., et al. Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity. Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).
  36. Agresti, J. J., et al. Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

97ICPMS

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены