JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Разработка и тестирование эндоваскулярных аппаратов для лечения внутричерепной аневризмы по-прежнему имеет большое значение. Большинство моделей аневризмы, используемых сегодня, упускают из виду либо важные характеристики артериальной дегенерированной стенки, либо гемодинамику истинной бифуркации. Поэтому мы стремились разработать новую модель бифуркации артериального мешочка у кроликов.

Аннотация

Эндоваскулярное лечение внутричерепных аневризм приобрело важное значение за последние десятилетия, в связи с чем возрастает потребность в тестировании эндоваскулярных устройств. Животные модели, учитывающие реологические, гемодинамические и аневризменные условия стенок, очень оправданы. Поэтому целью настоящего исследования была разработка нового стандартизированного и воспроизводимого хирургического метода для создания аутологичных артериальных бифуркационных аневризм с немодифицированными и модифицированными условиями стенки у кроликов.

Бифуркационные аневризмы были созданы путем сквозного анастомоза правой на левой общей сонной артерии, обе служили родительскими артериями для артериального мешочка, который был микрохирургически пришит. Трансплантаты брали из проксимальной правой общей сонной артерии либо для контрольной (n=7, немедленная аутологичная реимплантация), либо для модифицированной (n=7, инкубировали со 100 международными единицами эластазы в течение 20 минут перед аутологичной реимплантацией) группы. Проходимость мешочка и родительской артерии контролировалась флуоресцентной ангиографией сразу после создания. При наблюдении (28 дней) все кролики проходили контрастную усиленную магнитно-резонансную ангиографию и флуоресцентную ангиографию с последующим сбором аневризмы, макроскопической и гистологической оценкой.

В общей сложности было прооперировано 16 самок новозеландских белых кроликов. Два животных умерли преждевременно. При последующем наблюдении 85,72% всех аневризм оставались патентованными. В обеих группах выявлено увеличение размеров аневризмы с течением времени; это было более выражено в контрольной группе (6,48 ± 1,81 мм3 в момент создания против 19,85 ± 6,40 мм3 при наблюдении, p = 0,037), чем в модифицированной группе (8,03 ± 1,08 мм3 в момент создания против 20,29 ± 6,16 мм3 при последующем наблюдении, p = 0,054).

Наши результаты демонстрируют адекватность этой новой модели кролика, которая позволяет создавать бифуркационные аневризмы с различными условиями стенки в микрохирургическом подходе. Учитывая отличную долгосрочную проходимость и свойство роста аневризмы с течением времени, эта модель может служить важным инструментом для доклинической оценки новых эндоваскулярных методов лечения.

Введение

Субарахноидальное кровоизлияние, возникающее в результате разрыва внутричерепной аневризмы (ИА), можно эффективно контролировать с помощью эндоваскулярных или микрохирургических методов окклюзии 1,2,3,4. Различные эндоваскулярные методы лечения, чтобы преодолеть основное ограничение рецидива ИА после свертывания, приобрели важность за последние десятилетия, вызвав повышенную потребность в тестировании эндоваскулярных устройств. Чтобы проверить эти новые подходы к лечению, соответствующие животные модели, которые уважают реологические свойства, гемодинамику и состояние стенок аневризмы, высоко оправданы 5,6,7. В этом контексте клинические, а также доклинические исследования уже выявили важную роль состояний стенки аневризмы в отношении разрыва аневризмы и рецидива после окклюзии, особенно с акцентом на потерю настенных клеток 7,8,9.

До сих пор экспериментальные аневризмы у кроликов чаще всего создавались либо инкубированными эластазой пнями общей сонной артерии (CCA), либо венозными мешочками, сшитыми в искусственную бифуркацию CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Таким образом, истинная модель бифуркации артериального мешочка никогда не была описана.

Целью этого исследования была разработка безопасного, быстрого и стандартизированного метода микрохирургического создания бифуркационных аневризм с различными условиями стенки в модели кролика (рисунок 1). Это было достигнуто путем наложения швов немодифицированными и модифицированными артериальными мешочками в искусственно созданную бифуркацию обоих CCA.

протокол

Вся ветеринарная помощь проводилась в соответствии с институциональными руководящими принципами (все эксперименты были одобрены Местным комитетом по уходу за животными кантона Берн, Швейцария (BE 108/16)) и проводилась под наблюдением сертифицированного ветеринарного анестезиолога. Руководящие принципы ARRIVE и принципы 3R строго соблюдались 17,18.

ПРИМЕЧАНИЕ: Размещайте всех животных при комнатной температуре 22\u201224 по Цельсию (°C) и поддерживайте 12-часовой (h) светло-темный цикл. Обеспечьте бесплатный доступ к воде, пеллетам и диете ad libitum hay каждый раз. Статистический анализ проводился с использованием непараметрического теста Уилкоксона-Манна-Уитни-У. Значение вероятности (p), равное ≤ 0,05, было признано значимым.

1. Предоперационная фаза

  1. Проведите детальное предоперационное клиническое обследование всех кроликов, запланированных к операции, непосредственно рядом с тихой, асептической операционной, поддерживающей температуру 23 ± 3 °C.
    1. Запишите вес каждого животного, макроскопически оцените слизистые оболочки, время пополнения капилляров и качество пульса.
    2. Далее выполняют аускультацию сердца с помощью стетоскопа и пальпацию брюшной полости.
    3. Основываясь на клинических результатах, припишите классификацию Американского общества анестезиологов (ASA) каждому кролику19. Включите в исследование только животных с баллом ASA I.
    4. Побрить оба наружных уха электробритвой и нанести прилокаин-лидокаиновый крем на ушные артерии и вены.
  2. Успокаивайте кролика комбинацией 20 миллиграмм (мг)/киллограмм (кг) кетамина, 100 мг/кг дексмедетомидина и 0,3 мг/кг метадона, вводимого подкожно (SC) через шприц.
  3. Оставьте каждое животное нетронутым в течение не менее 15 минут.
  4. После этого, при дополнительной оксигенации 3 л (л) / мин (мин) через свободную маску для лица и постоянном контроле через пульсоксиметр, поместите канюлю 22 Г в левую ушную центральную артерию и еще 22 Г канюлю в ушную вену контралатерального уха.
  5. Побрейте хирургическое поле (шею) и введите 0,75% периинцизионного ропивакаина внутрикожно. Далее побрейте лоб и подготовьтесь к размещению детских электроэнцефалографических (ЭЭГ) датчиков.
  6. Индуцировать общую анестезию пропофолом 1-2 мг/кг внутривенно (в/в) для эффекта. Затем сразу же интубируют трахею всех кроликов силиконовой трубкой (внутренний диаметр 3 миллиметра (мм) под капнографическим контролем. После этого транспортируйте всех кроликов в операционную, поместите их в спинное отделение и подключите трубку к системе педиатрического круга.
  7. Достижение углубления и поддержания анестезии за счет изофлурана в кислороде, нацеливаясь на максимальную конечную концентрацию приливного изофлурана 1,3%.
  8. Обеспечить клинический и инструментальный мониторинг (пульсоксиметрия, допплерография и инвазивное артериальное давление, 3-выводная электрокардиограмма, ЭЭГ, мониторинг ректальной температуры и вдыхаемых и выдыхаемых газов) до экстубации трахеи.
  9. Для поддержания гидратации обеспечивают лактат Рингера с непрерывной скоростью инфузии (CRI) 5 мл / кг / ч через венозный доступ. Всегда подтверждайте правильную анестезию с помощью щипцов пальцев ног с интервалом 10 мин.
  10. Дезинфицируйте хирургическое поле с помощью повидона йода от манубриума стерны до обоих углов челюсти. Теперь выполните стерильную драпировку хирургического поля.
  11. Во время операции обеспечивают обезболивание лидокаином при КРИ 50 мкг (мкг)/кг/мин и фентанилом при 3\u201210 мкг/кг/ч. Применяют спонтанную или вспомогательную вентиляцию, а также разрешительную гиперкапнию. Выполняйте анализ газов артериальной крови по крайней мере один раз во время операции.
  12. Лечить соответствующую гипотензию (среднее артериальное давление < 60 мм рт.ст.) норадреналином. Предотвратить переохлаждение (ректальная температура ≤ 38 °C) с помощью грелки или системы нагрева с принудительным воздухом.

2. Хирургическая фаза – Шаг I

  1. Начните операцию со среднего разреза кожи от manubrium sterni до уровня углов челюсти / гортани. Резко рассекают кожу и мягкие ткани скальпелем, хирургическими ножницами и щипцами. Разделите подкожную и жировую подушку медиально тупым рассечением.
  2. Вводят передний верхний гребень грудино-ключично-сосцевидной мышцы медиально с левой стороны тупым рассечением, используя микрощипцы и хирургические ножницы.
  3. Макроскопически выполнить тупую подготовку и осторожно отделить левый КЦА от блуждающего нерва дистально, чтобы избежать пареза гортани, путем дальнейшего использования микрощипцов и хирургических ножниц (рисунок 2). Отметим, что раздвоение левого ОАС служит интраоперационным ориентиром (рисунок 3 и рисунок 4А). Для всех следующих шагов используйте разбрасыватель мягких тканей для улучшения хирургической визуализации.
  4. После успешной подготовки и высвобождения левого дистального ОАС из блуждающего нерва вводят папаверин (40 мг/мл, 1:1 разведен в 0,9% изотоническом растворе натрия хлорида) местно. Непрерывно защищают все сегменты сосудов микрокроватами с последующим дальнейшим введением папаверина наружно. Поместите пропитанный папаверином левый CCA ниже аутологичной мышечной ткани, чтобы защитить сосуд от высыхания под светом операционного микроскопа.
  5. Переключайтесь на другую сторону, максимизируя комфорт хирурга во время оперативной процедуры. Повторите ту же хирургическую процедуру с правой стороны. Рассечение ОАС дистально и проксимально до заданных ориентиров (бифуркация сонной артерии на уровне углов челюсти/гортани и внутренней яремной вены; Рисунок 4А,В). Повторно вставьте разбрасыватель и вводите микромонах и папаверин, как описано ранее.
  6. Перед перевязкой правого проксимального ОАС вводят гепарин (500 международных единиц (МЕ)/кг) системно через венозный ушной катетер.
  7. Используйте хирургический микроскоп с этого момента. Во-первых, обложите правый проксимальный CCA нерассасывающимся швом 4-0 непосредственно на конце макроскопически видимого проксимального ориентира, чтобы избежать любого напряжения на артериальном сосуде.
    1. Во-вторых, нанесите нерассасывающуюся лигатуру 6-0 ровно 4\u20125 мм дистально, используя зажим сосуда для измерения, учитывая, что после дистального разрезания из первой лигатуры 4-0 полученный артериальный мешочек будет иметь стандартизированную длину около 3\u20124 мм у каждого животного (рисунок 5A,C).
  8. После затягивания лигатуры 6-0 зажмите правый CCA как можно дальше дистально с помощью временного зажима сосуда (как обычно используется в хирургии аневризмы головного мозга), чтобы избежать повреждения эндотелия и создать длинный сегмент сосуда для орошения, чтобы предотвратить тромбогенез (рисунок 5B).
  9. Теперь выполните разрез дистально до 4-0 нерассасывающейся лигатуры. Чтобы собрать артериальный мешочек (рисунок 5C), выполните второй разрез дистально до нерассасывающейся лигатуры 6-0.
  10. Тщательно очистите артериальный мешочек от всех мягких тканей и измерьте его длину, ширину и глубину (рисунок 5С) с помощью зажима сосуда. Если дальнейшая модификация не требуется, держат аутологичный артериальный трансплантат в гепаринизированном растворе (500 МЕ/100 мл в 0,9% изотоническом хлориде натрия) при комнатной температуре до дальнейшего использования.

3. Деградация артериального мешочка

  1. Если необходима деградация артериального мешочка, тщательно очистите его от мягких тканей и предварительно обложите 100 МЕ свиной эластазы, растворенной в 5 мл Трис-буфера при комнатной температуре в день эксперимента в течение 20 мин. Не используйте технику кисти. Инкубируйте артериальный мешочек внутри- и внесветно с помощью шейкера.
  2. Перед тем, как поместить мешочек в гепаринизированный раствор 0,9% изотонического натрия хлорида, аккуратно проведите им три раза в течение 3 мин анатомическими щипцами в 0,9% изотоническом растворе натрия хлорида для вымывания оставшейся эластазы свиньи.
  3. При необходимости держите просвет артериального мешочка открытым с помощью микропробирки из силикона; тщательно защищайте левый и правый CCA в течение всей хирургической процедуры с помощью влажных микронабивок.

4. Хирургическая фаза – Этап II

  1. Для дальнейшей подготовки ОАС поместите два круглых микрокровата непосредственно под ним, чтобы артерия двигалась более поверхностно. Теперь положите один микрокроват с фиолетовой прокладкой под левую КЦА в дистальной трети для лучшей визуализации артерии.
  2. Промыть правый проксимальный КЦА раствором 0,9% изотонического натрия хлорида в сочетании с 500 МЕ гепарина, растворенного в 100 мл 0,9% изотонического хлорида натрия. Чтобы создать анастомоз без напряжения, поместите правый CCA под жировую подушку / перитрахеальную мускулатуру, используя хирургические ножницы для туннелирования его в левую сторону. Удалить мягкие ткани артерии.
    1. Теперь выполните разрез рта рыбы толщиной 2 мм на проксимальной стороне правого КЦА с помощью микроножек и щипцов.
  3. Измените сторону на операционном столе. Обрежьте левый дистальный CCA еще одним временным зажимом сосуда, а затем проксимальным левым CCA с двумя временными зажимами сосуда. Защитите все открытые сегменты сосудов от высыхания под хирургическим светом с помощью влажных микрокроватов.
  4. Полностью освободить дистальную треть левого ОАС от мягких тканей и выполнить артериотомию. Используйте хирургические микрощипцы и осторожно захватите мягкие ткани. Теперь поднимите артерию и медленно прорежьте левый дистальный CCA хирургическим микронарезами. Промыть сегменты сосуда гепарином (500 МЕ растворяют в 100 мл 0,9% изотонического раствора натрия хлорида).
  5. После выполнения артериотомии изогнутыми микрощипцами и микроножницами увеличивают артериотомию, расположенную в дистальной трети левого КЦА дистально, измеряя примерно в 2 раза диаметр правого тупого сонной артерии и аутологичного трансплантата. Это обеспечивает достаточный приток крови в артериальный мешочек.
  6. Выньте артериальный мешочек из гепаринизированного солевого раствора. Поместите мешочек в хирургическое поле, где планируется бифуркация. Начните наложение швов на заднюю часть правой сонной тупой каудально расположенной с нерассасывающимся швом 9-0, после чего следует шов на краниально расположенной задней стороне на уровне разреза рта рыбы. Завершите сшивание задней части от дистального до проксимального одиночными швами.
  7. Во время наложения швов держите все эластазные преинкубированные мешочки влажными при непрерывном орошении. При ушивании стенки сосуда мешочка используйте изогнутые хирургические микрощипы, чтобы мягко открыть просвет его кончиком. Всякий раз, когда вы нашиваете части левого или проксимального правого CCA, используйте прямые хирургические микрощипцы. После этого зашить горизонтальную заднюю сторону.
  8. Далее зашивают горизонтальную лицевую сторону, начиная с купола аневризмы, двигаясь к ее основанию. После этого начните с одиночных швов дистально на передней стороне, движущихся каудально.
    1. Для всех шагов 4.5\u20124.8 при ушивании анастомоза обратите внимание только на то, чтобы захватить часть сосуда близко к артериотомии, чтобы избежать ятрогенного стеноза. Также непрерывно увлажняют все сегменты сосудов в течение всей хирургической процедуры экстралюминально шприцем, заполненным гепаринизированным раствором натрия хлорида (500 МЕ растворенных в 100 мл 0,9% изотонического хлорида натрия) и защищают их влажными микромовлами.
    2. Перед окончанием анастомоза орошают весь комплекс гепаринизированным 0,9% изотоническим раствором натрия хлорида внутрипросветным (500 МЕ растворяют в 100 мл 0,9% изотонического натрия хлорида). Остерегайтесь, что модифицированные эластазой артериальные мешочки должны быть пришиты как можно быстрее из-за их сильной склонности к высыханию и тромбозе. Из-за агрессивного поведения остаточной концентрации эластазы в мешочке в отношении переваривания кольцевых сосудов, быстро приступайте к операции по быстрой повторной перфузии сосудистого комплекса.
  9. Удалите все временные сосудистые зажимы поэтапно.
    1. Снимите дистальный зажим с левого CCA. Примите незначительное кровотечение и остановите его, осторожно запечатлев микрофлабы на анастомозе. После этого снимите зажим правого CCA, осторожно надавите микромваком и щипцами, чтобы избежать образования тромба.
    2. При необходимости замените временные сосудистые клипсы, чтобы обеспечить достаточную коагуляцию. После этого разгрузите оба зажима сосуда с левой стороны проксимально. При необходимости на любом этапе замените клипсы, чтобы обеспечить коагуляцию или выполнить повторное сшивание.
  10. На этом этапе выполняют флуоресцентную ангиографию сосудистого комплекса (фиг.6 и фиг.7).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Флуоресцентная ангиография выполняется путем введения 1 мл флуоресцеина IV, с использованием 2 полосовых фильтров, смартфона с видеокамерой и велосипедного прожектора. Эта процедура уже была описана в другом месте 20,21,22.
  11. Наконец, закройте оперативный ситус. Реадаптируйте и аккуратно зашивайте жировую подушку рассасывающимся швом 3-0 с одиночными узлами для защиты анастомоза. Закройте подкожную клетчатку и кожу таким же образом.

5. Послеоперационная фаза

  1. Прекратить введение изофлурана и системной анальгезии в конце операции и обеспечить экстубацию трахеи, как только глотательный рефлекс вернется.
  2. Вводят 0,5 мг/кг мелоксикама IV, 10 мг/кг аспирина (ASS) IV, 100 мкг витамина B12 SC и 20 мг/кг кламоксила IV.
  3. Обеспечьте дополнительную оксигенацию и активное согревание до тех пор, пока кролики спонтанно не восстановят стернальную упругость.
  4. Осуществлять послеоперационное наблюдение и уход за животными четыре раза в день в течение первых трех дней, в соответствии с руководящими принципами по оценке и управлению болью у грызунов и кроликов23,24.
  5. Вводят послеоперационную анальгезию с помощью фентанилового пластыря (12 мкг/ч), наносимого на наружное ухо, мелоксикама один раз в день SC в течение трех дней и метадона в качестве спасательной терапии SC, в соответствии с оценочным листом для оценки боли. Вводят 250 МЕ/кг низкомолекулярного гепарина (ЛМГ) подкожно в течение трех дней всем кроликам.

Результаты

После пилотной серии из семи животных в экспериментальный протокол было включено в общей сложности 16 животных. Два животных умерли преждевременно и поэтому были исключены из окончательного анализа (12,5% смертности). Рассчитанная на 14 животных, частота проходимости немедленной аневризм...

Обсуждение

Наше исследование демонстрирует целесообразность создания истинной модели бифуркационной аневризмы с различными условиями стенки у кроликов. В целом, в исследование были включены 14 самок новозеландских белых кроликов со средним весом 3,7 ± 0,09 кг и средним возрастом 112 ± 3 дня. 85,72% всех а...

Раскрытие информации

Эта работа была поддержана исследовательскими фондами Исследовательского совета, Kantonsspital Aarau, Aarau, Швейцария и Швейцарского национального научного фонда SNF (310030_182450). Авторы несут единоличную ответственность за разработку и проведение представленного исследования и заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.

Благодарности

Авторы благодарят Ольгику Беслак и Кей Неттельбек за их отличную поддержку и техническую помощь во время периоперационной фазы и Алессандру Бергадано, DVM, PhD, за целенаправленный надзор за долгосрочным здоровьем животных.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
3-0 resorbable sutureEthicon Inc., USAVCP428G
4-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyG0762563
6-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyC0766070
9-0 non-absorbable sutureB. Braun, GermanyG1111140
AdrenalineAmino AG1445419any generic
AmiodaroneHelvepharm AG5078567any generic
Anesthesia machineDrägerany other
AspirinSanofi-Aventis (Suisse) SA622693any generic
AtropineLabatec Pharma SA6577083any generic
Bandpass filter blueThorlabsFD1Bany other
Bandpass filter greenThorlabsFGV9any other
Bipolar forcepsany other
Bicycle spotlightany other
Biemer vessel clip (2 x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFD560Rtemporary
Bispectral index (neonatal)any other
Blood pressure cuff (neonatal)any other
ClamoxylGlaxoSmithKline AG758808any generic
DexmedetomidineEver Pharma136740-1any generic
Electrocardiogram electrodesany other
ElastaseSigma Aldrich45125any generic
EphedrineAmino AG1435734any generic
EsmololOrPha Swiss GmbH3284044any generic
Fentanyl (intravenous use)Janssen-Cilag AG98683any generic
Fentanyl (transdermal)Mepha Pharma AG4008286any generic
FluoresceineCuratis AG5030376any generic
FragminPfizer PFE Switzerland GmbH1906725any generic
Glycoany generic
Heating padany other
Isotonic sodium chloride solution (0.9%)Fresenius KABI336769any generic
KetaminePfizer342261any generic
Laboratory shakerStuartSRT6any other
LidocaineStreuli Pharma AG747466any generic
Longuettesany other
MetacamBoehringer IngelheimP7626406any generic
MethadoneStreuli Pharma AG1084546any generic
Microtubesany other
Micro needle holderany other
MidazolamAccord Healthcare AG7752484any generic
Needle holderany other
O2-Face maskany other
Operation microscopeWild Heerbruggany other
PapaverineBichselany generic
Prilocaine-lidocaine cremeEmlaany generic
PropofolB. Braun Medical AG, Switzerlandany generic
Pulse oxymeterany generic
Rectal temperature probe (neonatal)any other
RopivacaineAspen Pharma Schweiz GmbH1882249any generic
ScalpellSwann-Morton210any other
Small animal shaverany other
Smartphoneany other
Soft tissue forcepsany other
Soft tissue spreaderany other
Stainless steel sponge bowlsany other
Sterile micro swabsany other
Stethoscopeany other
Straight and curved micro-forcepsany other
Straight and curved micro-scissorsany other
Straight and curved forcepsany other
Surgery drapeany other
Surgical scissorsany other
Syringes 1 ml, 2ml and 5 mlany other
Tris-BufferSigma Aldrich93302any generic
Vascular clip applicatorB. Braun, GermanyFT495T
Vein and arterial catheter 22 Gany generic
VitarubinStreuli Pharma AG6847559any generic
Yasargil titan standard clip (2 x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFT242Ttemporary

Ссылки

  1. Wanderer, S., Mrosek, J., Gessler, F., Seifert, V., Konczalla, J. Vasomodulatory effects of the angiotensin II type 1 receptor antagonist losartan on experimentally induced cerebral vasospasm after subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica (Wien). 160 (2), 277-284 (2018).
  2. Vatter, H., et al. Effect of delayed cerebral vasospasm on cerebrovascular endothelin A receptor expression and function. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 121-127 (2007).
  3. Andereggen, L., et al. The role of microclot formation in an acute subarachnoid hemorrhage model in the rabbit. Biomed Research International. , 161702 (2014).
  4. Eriksen, N., et al. Early focal brain injury after subarachnoid hemorrhage correlates with spreading depolarizations. Neurology. 92 (4), 326-341 (2019).
  5. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20 (2019).
  6. Bouzeghrane, F., Naggara, O., Kallmes, D. F., Berenstein, A., Raymond, J. International Consortium of Neuroendovascular C. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
  7. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  8. Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
  9. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  10. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  11. Marbacher, S., et al. Long-term patency of complex bilobular, bisaccular, and broad-neck aneurysms in the rabbit microsurgical venous pouch bifurcation model. Neurological Research. 34 (6), 538-546 (2012).
  12. Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
  13. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of Visualized Experiments. 51, 2718 (2011).
  14. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of Neurointerventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
  15. Miskolczi, L., Guterman, L. R., Flaherty, J. D., Hopkins, L. N. Saccular aneurysm induction by elastase digestion of the arterial wall: a new animal model. Neurosurgery. 43 (3), 595-600 (1998).
  16. Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
  17. Kilkenny, C., Browne, W., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Group NCRRGW. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31 (4), 991-993 (2011).
  18. Tornqvist, E., Annas, A., Granath, B., Jalkesten, E., Cotgreave, I., Oberg, M. Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing. PLoS One. 9 (7), (2019).
  19. Irlbeck, T., Zwissler, B., Bauer, A. ASA classification: Transition in the course of time and depiction in the literature]. Der Anaesthesist. 66 (1), 5-10 (2017).
  20. Grüter, B. E., et al. Fluorescence Video Angiography for Evaluation of Dynamic Perfusion Status in an Aneurysm Preclinical Experimental Setting. Oper Neurosurg (Hagerstown). 17 (4), 432-438 (2019).
  21. Grüter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  22. Strange, F., et al. Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models. Journal of Visualized Experiments. (149), e59782 (2019).
  23. Weaver, L. A., Blaze, C. A., Linder, D. E., Andrutis, K. A., Karas, A. Z. A model for clinical evaluation of perioperative analgesia in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 49 (6), 845-851 (2010).
  24. ACLAM Task Force Members. Public statement: guidelines for the assessment and management of pain in rodents and rabbits. Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 46 (2), 97-108 (2007).
  25. Forrest, M. D., O'Reilly, G. V. Production of experimental aneurysms at a surgically created arterial bifurcation. American Journal of Neuroradiology. 10 (2), 400-402 (1989).
  26. Kwan, E. S., Heilman, C. B., Roth, P. A. Endovascular packing of carotid bifurcation aneurysm with polyester fiber-coated platinum coils in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 14 (2), 323-333 (1993).
  27. Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Thron, A., Gilsbach, J. M. Microsurgically produced bifurcation aneurysms in a rabbit model for endovascular coil embolization. Journal of Neurosurgery. 85 (3), 488-495 (1996).
  28. Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimal Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
  29. Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemela, M., Frosen, J. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Viusalized Experiments. (92), e51071 (2014).
  30. Alfano, J. M., et al. Intracranial aneurysms occur more frequently at bifurcation sites that typically experience higher hemodynamic stresses. Neurosurgery. 73 (3), 497-505 (2013).
  31. Sakamoto, S., et al. Characteristics of aneurysms of the internal carotid artery bifurcation. Acta Neurochirurgica (Wien). 148 (2), 139-143 (2006).
  32. Dai, D., et al. Histopathologic and immunohistochemical comparison of human, rabbit, and swine aneurysms embolized with platinum coils. American Journal of Neuroradiology. 26 (10), 2560-2568 (2005).
  33. Shin, Y. S., Niimi, Y., Yoshino, Y., Song, J. K., Silane, M. Berenstein A. Creation of four experimental aneurysms with different hemodynamics in one dog. American Journal of Neuroradiology. 26 (7), 1764-1767 (2005).
  34. Abruzzo, T., Shengelaia, G. G., Dawson, R. C., Owens, D. S., Cawley, C. M., Gravanis, M. B. Histologic and morphologic comparison of experimental aneurysms with human intracranial aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 19 (7), 1309-1314 (1998).
  35. Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Gilsbach, J. M. Endovascular coil embolization of microsurgically produced experimental bifurcation aneurysms in rabbits. Surgical Neurology. 49 (5), 491-494 (1998).
  36. Reul, J., Weis, J., Spetzger, U., Konert, T., Fricke, C., Thron, A. Long-term angiographic and histopathologic findings in experimental aneurysms of the carotid bifurcation embolized with platinum and tungsten coils. American Journal of Neuroradiology. 18 (1), 35-42 (1997).
  37. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2020).
  38. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical Intracranial Aneurysm Models: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (3), 134 (2020).
  39. Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J. Saccular Aneurysm Models Featuring Growth and Rupture: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (2), 101 (2020).
  40. Coluccia, D., et al. A microsurgical bifurcation rabbit model to investigate the effect of high-intensity focused ultrasound on aneurysms: a technical note. Journal of Therapeutic Ultrasound. 2, 21 (2014).
  41. Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica (Wien). 146 (7), 705-711 (2004).
  42. Morosanu, C. O., Nicolae, L., Moldovan, R., Farcasanu, A. S., Filip, G. A., Florian, I. S. Neurosurgical Cadaveric and In Vivo Large Animal Training Models for Cranial and Spinal Approaches and Techniques - Systematic Review of Current Literature. Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (1), 8-17 (2019).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

159

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены