JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол описывает реконфигурируемую платформу клеточных культур на основе мембраны, которая объединяет формат открытой лунки с возможностями потока жидкости. Эта платформа совместима со стандартными протоколами и позволяет осуществлять обратимые переходы между режимами культивирования в открытых лунках и микрофлюидными культурами, удовлетворяя потребности как инженерных, так и бионаучных лабораторий.

Аннотация

Микрофизиологические системы представляют собой миниатюрные платформы для клеточных культур, используемые для имитации структуры и функций тканей человека в лабораторных условиях. Тем не менее, эти платформы не получили широкого распространения в бионаучных лабораториях, где мембранные подходы с открытыми лунками служат золотым стандартом для имитации тканевых барьеров, несмотря на отсутствие возможностей для потока жидкости. Эта проблема может быть связана, прежде всего, с несовместимостью существующих микрофизиологических систем со стандартными протоколами и инструментами, разработанными для систем с открытыми лунками.

В этой статье мы представляем протокол для создания реконфигурируемой мембранной платформы со структурой открытого ствола, возможностью увеличения потока и совместимостью с обычными протоколами. В этой системе используется подход магнитной сборки, который обеспечивает обратимое переключение между режимами открытой скважины и микрофлюидным режимом. При таком подходе пользователи могут начать эксперимент в формате открытой скважины с использованием стандартных протоколов и добавлять или удалять возможности потока по мере необходимости. Для демонстрации практического использования этой системы и ее совместимости со стандартными методиками был создан монослой эндотелиальных клеток в формате открытого лунки. Система была перенастроена для введения потока жидкости, а затем переведена в формат открытой лунки для проведения иммуноокрашивания и экстракции РНК. Благодаря совместимости с традиционными протоколами работы с открытыми скважинами и возможности увеличения потока, ожидается, что эта реконфигурируемая конструкция будет принята как инженерными, так и биологическими лабораториями.

Введение

Сосудистые барьеры служат критически важным интерфейсом, который отделяет отсек крови от окружающих тканей. Они играют важнейшую роль в сохранении гомеостаза, привлекая иммунные клетки, контролируя молекулярную проницаемость и защищая от вторжения патогенов в ткань 1,2. Были разработаны модели культивирования in vitro, имитирующие микроокружение in vivo, что позволяет систематически исследовать факторы и условия, влияющие на барьерные свойства как в здоровом, так и в больном состоянии 3,4.

Наиболее широко используемым подходом для таких моделей культивирования является конфигурация 5, подобная конфигурации «открытая скважина»5, в которой пористая мембрана для культивирования с трековым травлением разделяет заполненные средой отсеки (рис. 1A). В этом формате клетки могут быть засеяны с любой стороны мембраны, и был разработан широкий спектр экспериментальных протоколов. Тем не менее, эти системы ограничены в своей способности обеспечивать потоки жидкости, необходимые для поддержки созревания барьеров и имитации циркуляции иммунных клеток, наблюдаемой in vivo 5,6. Следовательно, они не могут быть использованы для исследований, требующих динамических потоков, которые вводят дозы лекарств, механическое раздражение или индуцированные жидкостью сдвиговые напряжения 6,7,8.

Для преодоления ограничений систем с открытыми скважинами были разработаны микрофлюидные платформы, сочетающие пористые мембраны культур с индивидуально адресуемыми флюидными каналами9. Эти платформы обеспечивают точный контроль над маршрутизацией жидкости, перфузией и введением химических соединений, контролируемой стимуляцией сдвига и возможностями динамического добавления клеток 7,10,11,12,13. Несмотря на расширенные возможности, предоставляемые микрофлюидными платформами, они не получили широкого распространения в бионаучных лабораториях из-за сложных микрофлюидных протоколов и их несовместимости с установленными экспериментальными рабочими процессами 4,10,14.

Чтобы преодолеть разрыв между этими технологиями, мы представляем протокол, в котором используется магнитно реконфигурируемая модульная система. Эта система может легко переключаться между режимами открытой скважины и микрофлюидным режимом в зависимости от конкретных потребностей эксперимента. Платформа представляет собой устройство с открытой лункой, известное как m-μSiM (модульная микрофизиологическая система на основе кремниевой мембраны), с культуральной мембраной (наномембраной) толщиной 100 нм. Эта наномембрана обладает высокой пористостью (15%) и стеклоподобной прозрачностью, как показано на рисунке 1B. Он физически отделяет верхний отсек от нижнего канала, обеспечивая молекулярный транспорт по физиологическим шкалам длины15. В отличие от обычных трековых мембран, которые имеют известные проблемы при визуализации живых клеток с помощью визуализации в светлом поле, благоприятные оптические и физические свойства наномембраны позволяют четко визуализировать клетки по обе стороны поверхности мембраны 15,16,17.

В настоящем протоколе описывается изготовление специализированных модулей посева и потока, а также объясняется магнитная реконфигурация платформы. Он демонстрирует, как платформа может быть использована для создания эндотелиальных барьеров как в статических, так и в динамических условиях. Эта демонстрация показывает, что эндотелиальные клетки выстраиваются вдоль направления потока, с повышением регуляции чувствительных к сдвигу генов-мишеней при стимуляции сдвигом.

протокол

Данная конструкция может использоваться в различных режимах исходя из экспериментальных требований и предпочтений конечного пользователя. Перед каждым экспериментом сверяйтесь с блок-схемой принятия решений, представленной на рисунке 2 , чтобы определить необходимые шаги и модули для протокола. Например, если пользователь намерен поддерживать формат открытой лунки на протяжении всего эксперимента, чтобы напрямую сравнить его с системой типа Transwell, трафарет шаблона не требуется для засева клеток. Основной модуль коммерчески доступен (см. Таблицу материалов), а ультратонкая наномембрана может быть выбрана из библиотеки материалов с различной пористостью и размером пор в соответствии с экспериментальными потребностями.

1. Изготовление трафарета с рисунком

ПРИМЕЧАНИЕ: Трафарет с рисунком служит для позиционирования клеток исключительно на пористой области мембранного чипа, предотвращая оседание клеток на окружающем кремниевом слое, где они потенциально могут быть повреждены после добавления модуля потока16 (см. рис. 3). Повреждение монослоя может отрицательно сказаться на целостности барьера и поставить под угрозу результаты эксперимента. Трафарет не нужен в открытой, статичной культуре, так как отсутствует риск повреждения.

  1. Приобретите, обработайте или напечатайте на 3D-принтере пресс-форму, используя дизайн, представленный в Дополнительном файле кодирования 1 (Рисунок 4A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Стенки трафарета сужаются, чтобы увеличить емкость носителя и свести к минимуму захват пузырьков по сравнению с прямыми стенками с высоким соотношением сторон.
  2. Прикрепите самоклеящуюся пленку толщиной 130 мкм к акриловому листу толщиной 3,2 мм с помощью холодного валика (см. Таблицу материалов).
  3. Лазерная резка акрилового листа в соответствии с дизайном, представленным в Дополнительном файле кодирования 2 , для создания массива полостей (Рисунок 4B).
  4. Снимите защитный слой с пленки PSA и приложите акриловый лист к форме.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что лист, вырезанный лазером, выровнен по отношению к пресс-форме так, чтобы элементы пресс-формы были центрированы в полости (Рисунок 4C). От этого шага зависит точность позиционирования клеток на мембране.
  5. Тщательно перемешайте преполимер PDMS (используя соотношение оснований и катализаторов 10:1) (см. Таблицу материалов) и дегазируйте его в вакуумной камере до тех пор, пока не останется видимых пузырьков (5-15 минут).
  6. Медленно залейте ПДМС в полости формы, разравнивая ее ровным краем.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы предотвратить застревание пузырьков, медленно залейте PDMS в каждую полость. Если после заливки присутствуют пузырьки, поместите форму в вакуумную камеру и снова дегазируйте.
  7. Отверждайте PDMS на конфорке при температуре 70 °C в течение 1 часа, а затем дайте ему остыть до комнатной температуры.
  8. Извлеките трафареты из полостей формы с помощью пинцета с плоским наконечником.

2. Изготовление модуля потока

ПРИМЕЧАНИЕ: Проточный модуль имеет ту же площадь, что и клеверный колодец основного модуля, и включает в себя формованный микроканал (ширина = 1,5 мм, высота = 0,2 мм, длина = 5 мм). Форма клевера помогает выровнять канал по пористой области культуры (рис. 5).

  1. Используйте стандартные методы мягкой литографии18 для создания кремниевой формы с характеристиками, определенными конструкцией, представленной в дополнительном файле кодирования 3 (рисунок 4D).
  2. Прикрепите пленку PSA толщиной 130 мкм к акриловому листу толщиной 3,2 мм.
  3. Лазерная резка акрилового листа на основе дизайна, приведенного в Дополнительном файле кодирования 4 , для создания массива полостей в форме клевера (Рисунок 4E).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Высота полости определяет высоту проточного модуля, которая должна быть немного выше (на 0-0,1 мм), чем высота колодца основного модуля, чтобы обеспечить надлежащую герметизацию.
  4. Снимите защитный слой с пленки PSA, а затем прикрепите вырезанный лазером лист к силиконовой форме, совместив треугольные метки выравнивания на силиконовой форме с метками на листе, вырезанном лазером.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Аналогично шагу 1.4, убедитесь, что вырезанный лазером акриловый лист выровнен по силиконовой форме так, чтобы элементы пресс-формы были центрированы в каждой полости (Рисунок 4F). На этом шаге определяется положение микроканала относительно посадочного места.
  5. Медленно вылейте дегазированный PDMS в полости формы и разровняйте его плоским краем.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если после заливки присутствуют пузырьки, дегазируйте форму, пока пузырьки не будут удалены.
  6. Поместите форму на конфорку и выпекайте PDMS при температуре 70 °C в течение 1 часа, затем дайте форме остыть до комнатной температуры.
  7. Осторожно извлеките модули потока из полостей пресс-формы с помощью пинцета с плоским наконечником.
  8. Сориентируйте модуль потока так, чтобы элементы микроканала были направлены вверх, и расположите впускные и выходные отверстия сердцевины в конце канала с помощью пробойника для биопсии (см. Таблицу материалов).

3. Изготовление нижнего и верхнего акриловых корпусов

ПРИМЕЧАНИЕ: Основной модуль помещается в нижний корпус. Притяжение между встроенными магнитами в корпусах сжимает и уплотняет модуль потока к основному модулю (Рисунок 6).

  1. Вырежьте лазером акриловый лист толщиной 2 мм, используя дизайн, приведенный в Дополнительном файле кодирования 5 , чтобы создать верхний корпус с отверстиями для вставки магнита.
  2. Прикрепите пленку PSA толщиной 130 мкм к акриловому листу толщиной 3,5 мм.
  3. Вырежьте акриловый лист лазером на основе дизайна, приведенного в Дополнительном файле кодирования 6 , чтобы создать нижний корпус с отверстиями для вставки магнита.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Толщина нижнего корпуса является критическим параметром и должна соответствовать общей толщине основного модуля, чтобы предотвратить утечку во время потока.
  4. Снимите защитный слой PSA и прикрепите нижний корпус к стеклянному защитному стеклу.
  5. Запрессовать никелированные неодимовые магниты диаметром 4,75 мм (см. таблицу материалов) в вырезанные лазером отверстия корпусов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что магниты в нижнем и верхнем корпусах расположены с противоположной полярностью, чтобы обеспечить магнитное притяжение (Рисунок 6).

4. Изготовление проточного контура

ПРИМЕЧАНИЕ: Проточный контур с замкнутым контуром содержит две пробирки для сбора проб в качестве резервуаров (Рисунок 7). Входной резервуар оснащен фильтром из поливинилидендифторида (PVDF), который позволяет клеточной среде уравновешиваться с концентрациейCO2 в инкубаторе.

  1. Используйте пуансон для биопсии диаметром 1 мм, чтобы создать два отверстия в крышке флакона для сбора образцов.
  2. С помощью пробойников для биопсии создайте два отверстия (1 мм и 4 мм) в крышке отдельного флакона для сбора образцов и создайте отверстие 1 мм в нижней части этого флакона.
  3. Вставьте дозирующие наконечники по 20 г в каждое из отверстий диаметром 1 мм и заклейте их горячим клеем.
  4. Поместите фильтр PVDF 0,22 мкм (см. Таблицу материалов) в отверстие диаметром 4 мм и заклейте его горячим клеем.
  5. Лазерная резка акрилового листа толщиной 1,5 мм с использованием дизайна, приведенного в Дополнительном файле кодирования 7 , для создания этапа выдержки образца.
  6. Расположите резервуары на акриловой сцене.
  7. Подсоедините дозирующие наконечники с помощью микропроточных трубок (см. Таблицу материалов).
  8. Соедините трубки с входным и выходным отверстиями модуля потока с помощью дозирующих наконечников 21 G.
  9. Используйте перистальтический насос (см. Таблицу материалов) для циркуляции потока.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При желании для подачи потока также можно использовать шприц или пневматические насосы. Расход должен определяться исходя из экспериментальных потребностей. Полная таблица, полученная на основе экспериментально проверенной модели COMSOL, приведена в Дополнительной таблице 1 , чтобы помочь пользователям выбрать необходимую скорость потока для достижения желаемого напряжения сдвига в монослое ячейки16.

5. Посев клеток

ПРИМЕЧАНИЕ: Как и в случае с обычными мембранными вставками, на наномембране можно культивировать различные типы клеток. Вторичный тип клеток также может быть совместно культивирован на другой стороне мембраны в нижнем канале15.

  1. Покройте мембрану 5 мкг/см2 фибронектина (см. таблицу материалов) при комнатной температуре в течение 1 ч для улучшения прикрепления клеток.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выбранный тип ячейки может повлиять на требуемое покрытие и плотность ячеек. Процедура, описанная здесь, предназначена для эндотелиальных клеток пупочной вены человека (HUVEC, см. Таблицу материалов).
  2. Аспирируйте раствор покрытия с помощью пипетки P200 и поместите трафарет с рисунком в лунку модуля сердечника.
  3. Добавьте ячеистую среду в лунку и нижний канал устройства.
  4. Высевают HUVEC с плотностью 40 000 клеток/см2 в лунку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: HUVEC при такой плотности обычно образуют сливающийся монослой после 24 ч инкубации16,19.
  5. Поместите прибор в чашку Петри. Добавьте в чашку Петри коническую крышку пробирки объемом 15 мл с деионизированной водой для поддержания локальной влажности.
  6. Перенесите чашку Петри в инкубатор.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Клеточные среды в верхнем колодце и нижнем канале устройства следует менять каждые 24 часа. Чтобы заменить фильтрующий материал в нижнем канале, осторожно введите свежий носитель в один из портов, чтобы вытеснить старый носитель из другого порта.

6. Перенастройка в микрофлюидный режим

  1. Перед сборкой простерилизуйте верхний корпус, нижний корпус, проточный модуль, резервуары, пробирки и дозирующие наконечники, поместив их в УФ-стерилизационную камеру на 30 минут. Циркулируйте 70% этанол, а затем стерильный PBS в проточном контуре.
  2. Заполните резервуары и пробирки средой для выращивания эндотелиальных клеток (см. таблицу материалов).
  3. Поместите нижний корпус на предметный столик. Вставьте модуль сердечника с открытым колодцем в нижний корпус.
  4. Отсасывайте клеточную среду из лунки модуля. Поместите модуль потока в колодец.
  5. Поместите верхний корпус, чтобы уплотнить модуль потока в колодце основного модуля. Подсоедините впускной и выпускной дозирующие наконечники к портам модуля потока.
  6. Запустите перистальтический насос, чтобы ввести поток жидкости в систему.

7. Проведение последующего анализа в формате открытой скважины после ввода потока

ПРИМЕЧАНИЕ: Время культивирования здесь зависит от целей эксперимента. Пользователи могут проводить последующий анализ (например, иммуноцитохимию, экстракцию РНК) либо в открытом луночном формате, либо в микрофлюидном формате в зависимости от своих предпочтений. Например, если предпочтительный формат открытой скважины, система должна быть перенастроена для проведения анализов на основе стандартных протоколов16,19.

  1. Остановите насос по достижении желаемого времени воздействия сдвигового потока. Снимите впускной и выпускной дозирующие наконечники.
  2. Снимите верхний корпус. Аккуратно извлеките модуль потока из колодца с помощью пинцета.
  3. Добавьте в лунку 100 мкл клеточной среды. Проведение желаемых анализов на основе стандартных протоколов.

Результаты

Модуль керна открытого колодца первоначально размещается в специальной полости, образованной нижним корпусом и покровным стеклом, как показано на рисунке 6A. Затем модуль потока, включающий в себя микроканал и порты доступа, вставляется в лунку основного модуля. Модуль ...

Обсуждение

Целью данного протокола является разработка практического метода включения возможностей потока в открытую платформу с ультратонкой наномембраной. В данной конструкции используется магнитная фиксация, позволяющая переключаться между открытым и флюидным режимами во время экспериме?...

Раскрытие информации

J.L.M. является соучредителем SiMPore, Inc. и владеет долей в уставном капитале компании. SiMPore коммерциализирует ультратонкие технологии на основе кремния, включая мембраны, используемые в этом исследовании.

Благодарности

Это исследование было частично профинансировано Национальным институтом здравоохранения в рамках грантов R43GM137651, R61HL154249, R16GM146687 и гранта NSF CBET 2150798. Авторы благодарят RIT Machine Shop за изготовление алюминиевых форм. Содержание является исключительной ответственностью авторов и не обязательно отражает официальную точку зрения Национальных институтов здравоохранения.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.5 x 0.86 Micro Flow tubesLanger InstrumentsWX10-14 & DG Series
1 mm Disposable Biopsy Punches, Integra MiltexVWR95039-090
1x PBS 7.4 pHThermoFisher Scientific10010023
20 GAUGE IT SERIES DISPENSING TIPJensen GlobalJG20-1.5X
21 GAUGE NT PREMIUM SERIES ANGLED DISPENSING TIPJensen GlobalJG21-1.0HPX-90
3M 467 MP Pressure senstitive adhesive (PSA)DigiKey3M9726-ND
3M 468 MP Pressure senstitive adhesive (PSA)DigiKey3M9720-ND
AlexaFluor 488 conjugated phalloidinThermoFisher ScientificA12379 
Applied Biosystems TaqMan Fast Advanced Master MixThermo Fisher Scientific4444556
Bovine Serum Albumin (BSA), Fraction V, 98%, Reagent grade, Alfa Aesar, Size = 10 gVWRAAJ64100-09
Clear Scratch- and UV-Resistant Cast Acrylic SheetMcMaster-Carr8560K17112" x 12" x 1/16"
Clear Scratch- and UV-Resistant Cast Acrylic SheetMcMaster-Carr8589K3112" x 12" x 3/32"
Clear Scratch- and UV-Resistant Cast Acrylic SheetMcMaster-Carr8560K19112" x 12" x 7.64"
Corning Fibronectin, Human, 1 mgCorning47743-728
Cover Glasses, Globe Scientific, L x W = 24 x 60 mmVWR10118-677
DOW SYLGARD 184 SILICONE ENCAPSULANT CLEAR 0.5 KG KITEllsworth Adhesives4019862
EGM-2 Endothelial Cell Growth Medium-2 BulletKitLonzaCC-3162
Fixture A1&A2SiMPore Inc.NA
Fixture B1&B2SiMPore Inc.NA
High Capacity cDNA Reverse Transcription Kit with RNase InhibitorThermo Fisher Scientific4374966
Human umbilical vein endothelial cells (HUVEC)ThermoFisher ScientificC0035C
LIVE/DEAD Cell Imaging Kit (488/570)Thermo Fisher ScientificR37601
Molecular Probes Hoechst 33342, Trihydrochloride, TrihydrateThermo Fisher ScientificH3570
Nickel-plated magnets (4.75 mm diameter, 0.34 kg pull force)K&J MagneticsD313/16" dia. x 1/16" thick
Paraformaldehyde, 4% w/v aq. soln., methanol free, Alfa AesarFisher Scientificaa47392-9M
Peristaltic PumpLanger InstrumentsBQ50-1J-A
Photoresist SU-8 developer solutionFisher ScientificNC9901158
PVDF syringe filtersPerkinElmer2542913
Silicon waferUniversity wafer,USA1196
SU-8 3050Fisher ScientificNC0702369
Target gene: eNOS (Hs01574659_m1)ThermoFisher Scientific4331182
Target gene: GAPDH (Hs02786624_g1)ThermoFisher Scientific4331182
Target gene: KLF2 (Hs00360439_g1)ThermoFisher Scientific4331182
Thermo Scientific Pierce 20x PBS Tween 20Thermo Fisher Scientific28352
Transport Tube Sample White caps, 5 mL, SterileVWR100500-422
TRI-reagentThermoFisher ScientificAM9738
Ultrathin Nanoporous Membrane ChipSiMPore Inc.NPSN100-1LThe design is  compatible with all of SiMPore membranes
uSiM component 1SiMPore Inc.NA
uSiM component 2SiMPore Inc.NA

Ссылки

  1. Claesson-Welsh, L., Dejana, E., McDonald, D. M. Permeability of the Endothelial Barrier: Identifying and Reconciling Controversies. Trends in Molecular Medicine. 27 (4), 314-331 (2021).
  2. Vera, D., et al. Engineering tissue barrier models on hydrogel microfluidic platforms. ACS Applied Materials & Interfaces. 13 (12), 13920-13933 (2021).
  3. Wang, Y. I., Abaci, H. E., Shuler, M. L. Microfluidic blood-brain barrier model provides in vivo-like barrier properties for drug permeability screening. Biotechnology and Bioengineering. 114 (1), 184-194 (2017).
  4. Sakolish, C. M., Esch, M. B., Hickman, J. J., Shuler, M. L., Mahler, G. J. Modeling barrier tissues in vitro: methods, achievements, and challenges. eBioMedicine. 5, 30-39 (2016).
  5. Kaisar, M. A., et al. New experimental models of the blood-brain barrier for CNS drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 12 (1), 89-103 (2017).
  6. Tan, K., et al. A high-throughput microfluidic microphysiological system (PREDICT-96) to recapitulate hepatocyte function in dynamic, re-circulating flow conditions. Lab on a Chip. 19 (9), 1556-1566 (2019).
  7. Ayuso, J. M., Virumbrales-Muñoz, M., Lang, J. M., Beebe, D. J. A role for microfluidic systems in precision medicine. Nature Communications. 13 (1), 3086 (2022).
  8. Katt, M. E., Shusta, E. V. In vitro models of the blood-brain barrier: building in physiological complexity. Current Opinion in Chemical Engineering. 30, 42-52 (2020).
  9. Ingber, D. E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nature Reviews Genetics. 23 (8), 467-491 (2022).
  10. Duncombe, T. A., Tentori, A. M., Herr, A. E. Microfluidics: reframing biological enquiry. Nature reviews. Molecular cell biology. 16 (9), 554-567 (2015).
  11. Williams, M. J., et al. A low-cost, rapidly integrated debubbler (rid) module for microfluidic cell culture applications. Micromachines. 10 (6), 360 (2019).
  12. Ahmed, A., et al. Engineering fiber anisotropy within natural collagen hydrogels. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 320 (6), C1112-C1124 (2021).
  13. Ahmed, A., et al. Microengineered 3D collagen gels with independently tunable fiber anisotropy and directionality. Advanced Materials Technologies. 6 (4), 2001186 (2021).
  14. Łach, A., Wnuk, A., Wójtowicz, A. K. Experimental models to study the functions of the blood-brain barrier. Bioengineering. 10 (5), 519 (2023).
  15. McCloskey, M. C., et al. The Modular µSiM: A mass produced, rapidly assembled, and reconfigurable platform for the study of barrier tissue models in vitro. Advanced Healthcare Materials. 11 (18), 2200804 (2022).
  16. Mansouri, M., et al. The modular µsim reconfigured: integration of microfluidic capabilities to study in vitro barrier tissue models under flow. Advanced Healthcare Materials. 11 (21), 2200802 (2022).
  17. Hudecz, D., et al. Modelling a human blood-brain barrier co-culture using an ultrathin silicon nitride membrane-based microfluidic device. International Journal of Molecular Sciences. 24 (6), 5624 (2023).
  18. Joshi, I. M., et al. Microengineering 3D Collagen Matrices with Tumor-Mimetic Gradients in Fiber Alignment. bioRxiv. , (2023).
  19. Hsu, M. C., et al. A miniaturized 3D printed pressure regulator (µPR) for microfluidic cell culture applications. Scientific Reports. 12 (1), 10769 (2022).
  20. Rogers, M. T., et al. A high-throughput microfluidic bilayer co-culture platform to study endothelial-pericyte interactions. Scientific reports. 11 (1), 12225 (2021).
  21. Wettschureck, N., Strilic, B., Offermanns, S. Passing the vascular barrier: endothelial signaling processes controlling extravasation. Physiological Reviews. 99 (3), 1467-1525 (2019).
  22. Wang, Y. I., Shuler, M. L. UniChip enables long-term recirculating unidirectional perfusion with gravity-driven flow for microphysiological systems. Lab on a Chip. 18 (17), 2563-2574 (2018).
  23. Nayak, L., Lin, Z., Jain, M. K. 34;Go with the flow": how Krüppel-like factor 2 regulates the vasoprotective effects of shear stress. Antioxidants & Redox Signaling. 15 (5), 1449-1461 (2011).
  24. Satoh, T., et al. A pneumatic pressure-driven multi-throughput microfluidic circulation culture system. Lab on a chip. 16 (12), 2339-2348 (2016).
  25. Abhyankar, V. V., Wu, M., Koh, C. Y., Hatch, A. V. A Reversibly sealed, easy access, modular (seam) microfluidic architecture to establish in vitro tissue interfaces. PLOS ONE. 11 (5), e0156341 (2016).
  26. Ahmed, A., et al. Local extensional flows promote long-range fiber alignment in 3D collagen hydrogels. Biofabrication. 14 (3), 035019 (2022).
  27. Hasan, M. R., et al. One-step fabrication of flexible nanotextured PDMS as a substrate for selective cell capture. Biomedical Physics & Engineering Express. 4 (2), 025015 (2018).
  28. Ahmed, A., et al. Microengineering 3D collagen hydrogels with long-range fiber alignment. Journal of Visualized Experiments. 187, e64457 (2022).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

204

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены