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Bioengineering

La fabrication et l’exploitation d’un système de micro-électroporation à flux continu avec détection de perméabilisation

Published: January 7th, 2022

DOI:

10.3791/63103

1The Department of Biomedical Engineering, Rutgers, The State University of New Jersey, 2The Department of Mechanical and Aerospace Engineering, Rutgers, The State University of New Jersey

Ce protocole décrit les techniques de microfabrication requises pour construire un dispositif d’électroporation microfluidique en laboratoire sur puce. La configuration expérimentale effectue des transfections contrôlées au niveau d’une seule cellule dans un flux continu et peut être étendue à des débits plus élevés avec un contrôle basé sur la population. Une analyse est fournie démontrant la capacité de surveiller électriquement le degré de perméabilisation de la membrane cellulaire en temps réel.

Les innovations thérapeutiques actuelles, telles que la thérapie cellulaire CAR-T, dépendent fortement de l’administration de gènes à médiation virale. Bien qu’efficace, cette technique s’accompagne de coûts de fabrication élevés, ce qui a suscité un intérêt pour l’utilisation de méthodes alternatives pour l’administration de gènes. L’électroporation est une approche électrophysique non virale pour la livraison intracellulaire de gènes et d’autres matériaux exogènes. Lors de l’application d’un champ électrique, la membrane cellulaire permet temporairement la livraison moléculaire dans la cellule. En règle générale, l’électroporation est effectuée à l’échelle macroscopique pour traiter un grand nombre de cellules. Cependant, cette approche nécessite un développement de protocole empirique approfondi, ce qui est coûteux lorsque l’on travaille avec des types de cellules primaires et difficiles à transfecter. Le développement de longs protocoles, associé à l’exigence de grandes tensions pour atteindre des intensités de champ électrique suffisantes pour perméabiliser les cellules, a conduit au développement de dispositifs d’électroporation à micro-échelle. Ces dispositifs de micro-électroporation sont fabriqués à l’aide de techniques de microfabrication courantes et permettent un plus grand contrôle expérimental avec le potentiel de maintenir des capacités de débit élevé. Ce travail s’appuie sur une technologie d’électroporation microfluidique capable de détecter le niveau de perméabilisation de la membrane cellulaire au niveau d’une seule cellule en flux continu. Cependant, cette technologie a été limitée à 4 cellules traitées par seconde, et donc une nouvelle approche pour augmenter le débit du système est proposée et présentée ici. Cette nouvelle technique, appelée contrôle par rétroaction basé sur la population cellulaire, considère la réponse de perméabilisation cellulaire à une variété de conditions de pulsations d’électroporation et détermine les conditions d’impulsion d’électroporation les mieux adaptées au type de cellule testé. Un mode à débit plus élevé est ensuite utilisé, où cette impulsion « optimale » est appliquée à la suspension cellulaire en transit. Les étapes de fabrication de l’appareil, de mise en place et d’exécution des expériences microfluidiques et d’analyse des résultats sont présentées en détail. Enfin, cette technologie de micro-électroporation est démontrée en délivrant un plasmide d’ADN codant pour la protéine fluorescente verte (GFP) dans les cellules HEK293.

Les innovations thérapeutiques actuelles dans la recherche biomédicale, telles que la thérapie cellulaire CAR-T (Chimeric Antigen Receptor Engineered T cell) et l’édition génétique utilisant CRISPR (clustered regular interspaced short palindromic repeat DNA sequences)/Cas9, reposent fortement sur la capacité de délivrer du matériel exogène à la fois avec succès et efficacité dans l’espace intracellulaire1. Dans la thérapie CAR-T, l’étalon-or pour effectuer l’étape de livraison de gènes dans la fabrication de thérapies cellulaires est l’utilisation de vecteurs viraux2. Bien que l’administration de gènes à médiation virale....

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REMARQUE : Les utilisateurs devraient examiner toutes les FS pour les matériaux et les fournitures utilisés dans ce protocole. L’EPI approprié doit être porté à chaque étape et la technique stérile utilisée pendant l’expérimentation. Les sections 1 à 7 traitent de la fabrication de l’instrument.

1. Fabrication de l’appareil - Conception du masque

REMARQUE : Reportez-vous à la figure 2 pour une illustra.......

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La figure 4 met en évidence les principes de fonctionnement de la détection de perméabilisation membranaire au niveau d’une cellule unique pour une amplitude d’impulsion unique. Après le lancement de l’expérience d’électroporation, l’algorithme de détection de cellule détermine un seuil optimal pour la détection de cellules via une méthode de détection point par point, basée sur la pente. Le système surveille ensuite en permanence (1) un changement négatif significati.......

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La méthodologie présentée dans ce protocole se concentre principalement sur la microfabrication d’un dispositif microfluidique qui est ensuite intégré dans une installation expérimentale spécialisée en électroporation. Le terme « recette », qui est souvent utilisé pour décrire les spécificités du processus de microfabrication, fait allusion à l’importance de suivre / optimiser chaque étape pour fabriquer avec succès un dispositif fonctionnel. Cependant, certaines étapes critiques du procédé, lors.......

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Les auteurs tiennent à remercier la National Science Foundation (NSF CBET 0967598, DBI IDBR 1353918) et le programme Graduate Training in Emerging Areas of Precision and Personalized Medicine (P200A150131) du département de l’Éducation des États-Unis pour le financement de la bourse J.J.S. de l’étudiant diplômé.

....

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NameCompanyCatalog NumberComments
150-mm diameter petri dishesVWR25384-326step 6.1.1 to secure wafer
24-well tissue culture platesVWR10062-896step 10.3.6 to plate electroporated cells
33220A Waveform/Function generatorAgilentstep 9.2.3 electroporation pulse generator
4'' Si-wafersUniversity Wafersubsection 2.1 for microfluidic channel fabrication
6-well tissue culture platesVWR10062-892step 8.1.8 to plate cells
AcetoneFisher ScientificA18-4step 2.1.2 for cleaning and  step 5.1 photoresist lift-off
Allegra X-22R CentrifugeBeckman Coultersteps 8.1.4 , 8.3.2. and 8.3.3. to spin down cells
AutoCAD 2018Autodesksubsection 1.1. to design transparency masks
Buffered oxide etchant 10:1VWR901621-1Lsubsection 3.1 for HF etching
CCD Monochrome microscope cameraHamamatsuOrca 285 C4742-96-12G04step 11.2.3. for imaging
CMOS camera- Sensicam QE 1.4MPPCOsubsection 9.3 part of the experimental setup
Conductive EpoxyCircuitWorksCW2400subsection 7.6. for wire attachement
Conical Centrifuge Tubes, 15 mLFisher Scientific14-959-70Cstep 8.1.4. for cell centrifuging
Dektak 3ST Surface ProfilometerVeeco (Sloan/Dektak)step 2.1.15 and 5.4 for surface profilometry
Disposable biopsy punch, 0.75 mmRobbins InstrumentsRBP075step 6.2.3 for inlet access
Disposable biopsy punch, 3 mmRobbins InstrumentsRBP30Pstep 6.2.3 for outlet access
DRAQ5abcamab108410step 11.2.2. for live cell staining
Dulbecco’s Modified Eagle’s MediumThermoFisher Scientific11885084step 8.1.2. part of media composition
E3631A Bipolar Triple DC power supplyAgilentstep 9.2.1.-9.2.2.part of the experimental setup
Eclipse TE2000-U Inverted  MicroscopeNikon subsection 9.3. part of the experimental setup
EVG620 UV Lithography SystemEVG step 2.1.9. and 2.2.7. for UV Exposure
Fetal Bovine SerumNeuromicsFBS001step 8.1.2. part of media composition
FS20 Ultrasonic CleanerFisher Scientificsubsection 5.1. for photoresist lift-off
Glass Media Bottle with Cap, 100mLFisher ScientificFB800100step 8.2.1. for buffer storage
Glass Media Bottle with Cap, 500mLFisher ScientificFB800500step 8.1.2.for media storage
HEK-293 cell lineATCCCRL-1573subsection 8.1 for cell culturing
HEPES buffer solutionSigma Aldrich83264-100ML-Fstep 8.2.1 part of electroporation buffer composition
HexamethyldisilazaneSigma Aldrich379212-25MLstep 2.2.3 adhesion promoter
HF2LI Lock-in AmplifierZurich Instrumentssubsection 9.2 part of the experimental setup
HF2TA Current amplifierZurich Instrumentssubsection 9.2 part of the experimental setup
Isopropyl AlcoholFisher ScientificA459-1step 2.1.2 for cleaning, step 2.1.14 for rinsing wafer following SU-8 development, and step 6.3.1 for cleaning PDMS
IX81 fluorescence microscopeOlympusstep 11.2.3 for imaging
L-Glutamine SolutionSigma AldrichG7513-20MLstep 8.1.2. part of media composition
M16878/1BFA 22 gauge wireAWCB22-1subsection 7.5 for device fabrication
Magnesium chlorideSigma Aldrich208337-100Gstep 8.1.2 part of electroporation buffer composition
MF 319 DeveloperKayaku Advanced Materials10018042step 2.2.9. photoresist developer
Microposit S1818 photoresistKayaku Advanced Materials1136925step 2.2.4 positive photoresist for electrode patterning
Microscope slides, 75 x 25 mmVWR16004-422step 2.2.1 electrode soda lime glass substrate
Model 2350 High voltage amplifierTEGAM2350step 9.2.5. part of the experimental setup
National Instruments LabVIEWNational Instrumentsdata acquisition
Needle, 30G x 1 inBD Scientific305128step 10.1.1. part of the system priming
PA90 IC OPAMP Power circuitDigi-key598-1330-NDPart of the custom circuit
Penicillin-StreptomycinSigma AldrichP4458-20MLstep 8.1.2. part of media composition
Plasmid pMAX-GFPLonzaVCA-1003step 8.3.4. for intracellular delivery
Plastic tubing, 0.010'' x 0.030"VWR89404-300step 10.1.2. for system priming
Platinum targetsKurt J. Leskersubsection 4.2. for physical vapor deposition
Potassium chlorideSigma AldrichP9333-500Gstep 8.2.1. part of electroporation buffer composition
Pump 11 PicoPlus microfluidic syringe pumpHarvard ApparatusMA1 70-2213step 10.1.4. for system priming
PVD75 Physical vapor deposition systemKurt J. Leskersubsection 4.1. for physical vapor deposition
PWM32 Spinner SystemHeadway Researchsteps 2.1.6 and 2.2.2. for substrate coating with photoresist
PX-250 Plasma treatment systemMarch Instrumentssubsection 7.2 for PDMS and glass substrate bonding
SDG1025 Function/Waveform generatorSiglentstep 9.2.2. part of the experimental setup
Sodium hydroxideSigma AldrichS8045-500Gstep 8.2.1. part of electroporation buffer composition
SU-8 2010 negative photoresistKayaku Advanced MaterialsY111053step 2.1.7. for microfluidic channel patterning
SU-8 developerMicrochemY010200step 2.1.12. for photoresist developing
SucroseSigma AldrichS7903-1KGstep 8.2.1. part of electroporation buffer composition
Sylgard 184 elastomer kitDow Corning3097358-1004step 6.2.1  10 : 1 mixture of PDMS polymer and hardening agent
Syringe, 1 mlBD Scientific309628step 8.3.4. part of system priming
SZ61 Stereomicroscope SystemOlympussubsection 7.3. for channel and electrode alignment
Tissue Culture Treated T25 FlasksFalcon353108step 8.1.2 for cell culturing
Titanium targetsKurt J. Leskersubsection 4.2. for physical vapor deposition
Transparency masksCAD/ART Servicessteps 2.1.9. and 2.2.7. for photolithography
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silaneSigma Aldrich448931-10Gstep 6.1.2. for wafer silanization
Trypsin-EDTA solutionSigma AldrichT4049-100MLsteps 8.1.3. and 8.3.1. for cell harvesting

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