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Introduction

Protocol

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Materials

References

Bioengineering

Herstellung und Betrieb eines kontinuierlichen Durchfluss-Mikroelektroporationssystems mit Permeabilisierungsdetektion

Published: January 7th, 2022

DOI:

10.3791/63103

1The Department of Biomedical Engineering, Rutgers, The State University of New Jersey, 2The Department of Mechanical and Aerospace Engineering, Rutgers, The State University of New Jersey

Dieses Protokoll beschreibt die Mikrofabrikationstechniken, die erforderlich sind, um ein mikrofluidisches Lab-on-a-Chip-Elektroporationsgerät zu bauen. Der Versuchsaufbau führt kontrollierte Transfektionen auf Einzelzellebene in einem kontinuierlichen Fluss durch und kann mit populationsbasierter Kontrolle auf höhere Durchsätze erweitert werden. Es wird eine Analyse bereitgestellt, die die Fähigkeit zeigt, den Grad der Permeabilisierung der Zellmembran in Echtzeit elektrisch zu überwachen.

Aktuelle therapeutische Innovationen, wie die CAR-T-Zelltherapie, sind stark von der viral-vermittelten Genabgabe abhängig. Obwohl diese Technik effizient ist, geht sie mit hohen Herstellungskosten einher, was zu einem Interesse an der Verwendung alternativer Methoden für die Genlieferung geführt hat. Die Elektroporation ist ein elektrophysikalischer, nicht-viraler Ansatz zur intrazellulären Abgabe von Genen und anderen exogenen Materialien. Bei Anlegen eines elektrischen Feldes ermöglicht die Zellmembran vorübergehend die molekulare Abgabe in die Zelle. Typischerweise wird die Elektroporation auf der Makroskala durchgeführt, um eine große Anzahl von Zellen zu verarbeiten. Dieser Ansatz erfordert jedoch eine umfangreiche empirische Protokollentwicklung, die bei der Arbeit mit primären und schwer zu transfizierenden Zelltypen kostspielig ist. Langwierige Protokollentwicklung, gepaart mit der Anforderung großer Spannungen, um ausreichende elektrische Feldstärken zur Permeabilisierung der Zellen zu erreichen, hat zur Entwicklung von Elektroporationsgeräten im Mikromaßstab geführt. Diese Mikroelektroporationsgeräte werden mit gängigen Mikrofabrikationstechniken hergestellt und ermöglichen eine bessere experimentelle Kontrolle mit dem Potenzial, hohe Durchsatzfähigkeiten aufrechtzuerhalten. Diese Arbeit baut auf einer mikrofluidischen Elektroporationstechnologie auf, die in der Lage ist, den Grad der Zellmembranpermeabilisierung auf Einzelzellebene unter kontinuierlichem Fluss zu detektieren. Diese Technologie war jedoch auf 4 pro Sekunde verarbeitete Zellen beschränkt, so dass hier ein neuer Ansatz zur Erhöhung des Systemdurchsatzes vorgeschlagen und vorgestellt wird. Diese neue Technik, die als zellpopulationsbasierte Rückkopplungskontrolle bezeichnet wird, berücksichtigt die Zellpermeabilisierungsantwort auf eine Vielzahl von Elektroporationspulsbedingungen und bestimmt die am besten geeigneten Elektroporationspulsbedingungen für den zu testenden Zelltyp. Anschließend wird ein Modus mit höherem Durchsatz verwendet, bei dem dieser "optimale" Impuls auf die Zellsuspension während des Transports angewendet wird. Die Schritte zur Herstellung des Geräts, zum Aufbau und zur Durchführung der mikrofluidischen Experimente und zur Analyse der Ergebnisse werden detailliert vorgestellt. Schließlich wird diese Mikroelektroporationstechnologie demonstriert, indem ein DNA-Plasmid, das für grün fluoreszierendes Protein (GFP) kodiert, in HEK293-Zellen eingebracht wird.

Aktuelle therapeutische Innovationen in der biomedizinischen Forschung, wie die CAR-T-Zelltherapie (Chimeric Antigen Receptor Engineered T cell) und die genetische Editierung mittels CRISPR (Clustered regularly interspaced short palindromic repeat DNA sequences)/Cas9, hängen stark von der Fähigkeit ab, exogenes Material sowohl erfolgreich als auch effizient in den intrazellulären Raum zu bringen1. In der CAR-T-Therapie ist der Goldstandard für die Durchführung des Genabgabeschritts bei der Zelltherapieherstellung die Verwendung viraler Vektoren2. Obwohl die viral vermittelte Genabgabe eine effiziente Verabreichungsmodali....

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HINWEIS: Benutzer sollten alle Sicherheitsdatenblätter auf die in diesem Protokoll verwendeten Materialien und Verbrauchsmaterialien überprüfen. Bei jedem Schritt und jeder sterilen Technik, die während des Experimentierens verwendet wird, sollte eine geeignete PSA getragen werden. In den Abschnitten 1-7 wird die Geräteherstellung erläutert.

1. Geräteherstellung - Maskendesign

HINWEIS: In Abbildung 2 finden Sie ein.......

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Abbildung 4 zeigt die Funktionsprinzipien hinter der Einzelzell-Membranpermeabilisierungsdetektion für eine einzelne Pulsamplitude. Nach Beginn des Elektroporationsexperiments bestimmt der Zelldetektionsalgorithmus eine optimale Schwelle für die Zelldetektion über ein punktweises, steigungsbasiertes Detektionsverfahren. Das System überwacht dann kontinuierlich (1) auf eine signifikante negative Änderung des gemessenen elektrischen Stroms, was auf den Eintritt einer Zelle hinweist. Dies .......

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Die in diesem Protokoll vorgestellte Methodik konzentriert sich in erster Linie auf die Mikrofabrikation eines mikrofluidischen Geräts, das dann in einen speziellen Elektroporationsversuchsaufbau integriert wird. Der Begriff "Rezept", der häufig zur Beschreibung der Besonderheiten des Mikrofabrikationsprozesses verwendet wird, deutet darauf hin, wie wichtig es ist, jeden Schritt zu befolgen / zu optimieren, um ein funktionierendes Gerät erfolgreich herzustellen. Bestimmte kritische Schritte innerhalb des Prozesses, we.......

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Die Autoren danken der National Science Foundation (NSF CBET 0967598, DBI IDBR 1353918) und der Graduate Training in Emerging Areas of Precision and Personalized Medicine (P200A150131) des US-Bildungsministeriums für die Finanzierung des Doktoranden J.J.S. auf Stipendium.

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NameCompanyCatalog NumberComments
150-mm diameter petri dishesVWR25384-326step 6.1.1 to secure wafer
24-well tissue culture platesVWR10062-896step 10.3.6 to plate electroporated cells
33220A Waveform/Function generatorAgilentstep 9.2.3 electroporation pulse generator
4'' Si-wafersUniversity Wafersubsection 2.1 for microfluidic channel fabrication
6-well tissue culture platesVWR10062-892step 8.1.8 to plate cells
AcetoneFisher ScientificA18-4step 2.1.2 for cleaning and  step 5.1 photoresist lift-off
Allegra X-22R CentrifugeBeckman Coultersteps 8.1.4 , 8.3.2. and 8.3.3. to spin down cells
AutoCAD 2018Autodesksubsection 1.1. to design transparency masks
Buffered oxide etchant 10:1VWR901621-1Lsubsection 3.1 for HF etching
CCD Monochrome microscope cameraHamamatsuOrca 285 C4742-96-12G04step 11.2.3. for imaging
CMOS camera- Sensicam QE 1.4MPPCOsubsection 9.3 part of the experimental setup
Conductive EpoxyCircuitWorksCW2400subsection 7.6. for wire attachement
Conical Centrifuge Tubes, 15 mLFisher Scientific14-959-70Cstep 8.1.4. for cell centrifuging
Dektak 3ST Surface ProfilometerVeeco (Sloan/Dektak)step 2.1.15 and 5.4 for surface profilometry
Disposable biopsy punch, 0.75 mmRobbins InstrumentsRBP075step 6.2.3 for inlet access
Disposable biopsy punch, 3 mmRobbins InstrumentsRBP30Pstep 6.2.3 for outlet access
DRAQ5abcamab108410step 11.2.2. for live cell staining
Dulbecco’s Modified Eagle’s MediumThermoFisher Scientific11885084step 8.1.2. part of media composition
E3631A Bipolar Triple DC power supplyAgilentstep 9.2.1.-9.2.2.part of the experimental setup
Eclipse TE2000-U Inverted  MicroscopeNikon subsection 9.3. part of the experimental setup
EVG620 UV Lithography SystemEVG step 2.1.9. and 2.2.7. for UV Exposure
Fetal Bovine SerumNeuromicsFBS001step 8.1.2. part of media composition
FS20 Ultrasonic CleanerFisher Scientificsubsection 5.1. for photoresist lift-off
Glass Media Bottle with Cap, 100mLFisher ScientificFB800100step 8.2.1. for buffer storage
Glass Media Bottle with Cap, 500mLFisher ScientificFB800500step 8.1.2.for media storage
HEK-293 cell lineATCCCRL-1573subsection 8.1 for cell culturing
HEPES buffer solutionSigma Aldrich83264-100ML-Fstep 8.2.1 part of electroporation buffer composition
HexamethyldisilazaneSigma Aldrich379212-25MLstep 2.2.3 adhesion promoter
HF2LI Lock-in AmplifierZurich Instrumentssubsection 9.2 part of the experimental setup
HF2TA Current amplifierZurich Instrumentssubsection 9.2 part of the experimental setup
Isopropyl AlcoholFisher ScientificA459-1step 2.1.2 for cleaning, step 2.1.14 for rinsing wafer following SU-8 development, and step 6.3.1 for cleaning PDMS
IX81 fluorescence microscopeOlympusstep 11.2.3 for imaging
L-Glutamine SolutionSigma AldrichG7513-20MLstep 8.1.2. part of media composition
M16878/1BFA 22 gauge wireAWCB22-1subsection 7.5 for device fabrication
Magnesium chlorideSigma Aldrich208337-100Gstep 8.1.2 part of electroporation buffer composition
MF 319 DeveloperKayaku Advanced Materials10018042step 2.2.9. photoresist developer
Microposit S1818 photoresistKayaku Advanced Materials1136925step 2.2.4 positive photoresist for electrode patterning
Microscope slides, 75 x 25 mmVWR16004-422step 2.2.1 electrode soda lime glass substrate
Model 2350 High voltage amplifierTEGAM2350step 9.2.5. part of the experimental setup
National Instruments LabVIEWNational Instrumentsdata acquisition
Needle, 30G x 1 inBD Scientific305128step 10.1.1. part of the system priming
PA90 IC OPAMP Power circuitDigi-key598-1330-NDPart of the custom circuit
Penicillin-StreptomycinSigma AldrichP4458-20MLstep 8.1.2. part of media composition
Plasmid pMAX-GFPLonzaVCA-1003step 8.3.4. for intracellular delivery
Plastic tubing, 0.010'' x 0.030"VWR89404-300step 10.1.2. for system priming
Platinum targetsKurt J. Leskersubsection 4.2. for physical vapor deposition
Potassium chlorideSigma AldrichP9333-500Gstep 8.2.1. part of electroporation buffer composition
Pump 11 PicoPlus microfluidic syringe pumpHarvard ApparatusMA1 70-2213step 10.1.4. for system priming
PVD75 Physical vapor deposition systemKurt J. Leskersubsection 4.1. for physical vapor deposition
PWM32 Spinner SystemHeadway Researchsteps 2.1.6 and 2.2.2. for substrate coating with photoresist
PX-250 Plasma treatment systemMarch Instrumentssubsection 7.2 for PDMS and glass substrate bonding
SDG1025 Function/Waveform generatorSiglentstep 9.2.2. part of the experimental setup
Sodium hydroxideSigma AldrichS8045-500Gstep 8.2.1. part of electroporation buffer composition
SU-8 2010 negative photoresistKayaku Advanced MaterialsY111053step 2.1.7. for microfluidic channel patterning
SU-8 developerMicrochemY010200step 2.1.12. for photoresist developing
SucroseSigma AldrichS7903-1KGstep 8.2.1. part of electroporation buffer composition
Sylgard 184 elastomer kitDow Corning3097358-1004step 6.2.1  10 : 1 mixture of PDMS polymer and hardening agent
Syringe, 1 mlBD Scientific309628step 8.3.4. part of system priming
SZ61 Stereomicroscope SystemOlympussubsection 7.3. for channel and electrode alignment
Tissue Culture Treated T25 FlasksFalcon353108step 8.1.2 for cell culturing
Titanium targetsKurt J. Leskersubsection 4.2. for physical vapor deposition
Transparency masksCAD/ART Servicessteps 2.1.9. and 2.2.7. for photolithography
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silaneSigma Aldrich448931-10Gstep 6.1.2. for wafer silanization
Trypsin-EDTA solutionSigma AldrichT4049-100MLsteps 8.1.3. and 8.3.1. for cell harvesting

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