Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Representative Results
Discussion
Acknowledgements
Materials
References
Bioengineering
Dieses Protokoll beschreibt die Mikrofabrikationstechniken, die erforderlich sind, um ein mikrofluidisches Lab-on-a-Chip-Elektroporationsgerät zu bauen. Der Versuchsaufbau führt kontrollierte Transfektionen auf Einzelzellebene in einem kontinuierlichen Fluss durch und kann mit populationsbasierter Kontrolle auf höhere Durchsätze erweitert werden. Es wird eine Analyse bereitgestellt, die die Fähigkeit zeigt, den Grad der Permeabilisierung der Zellmembran in Echtzeit elektrisch zu überwachen.
Aktuelle therapeutische Innovationen, wie die CAR-T-Zelltherapie, sind stark von der viral-vermittelten Genabgabe abhängig. Obwohl diese Technik effizient ist, geht sie mit hohen Herstellungskosten einher, was zu einem Interesse an der Verwendung alternativer Methoden für die Genlieferung geführt hat. Die Elektroporation ist ein elektrophysikalischer, nicht-viraler Ansatz zur intrazellulären Abgabe von Genen und anderen exogenen Materialien. Bei Anlegen eines elektrischen Feldes ermöglicht die Zellmembran vorübergehend die molekulare Abgabe in die Zelle. Typischerweise wird die Elektroporation auf der Makroskala durchgeführt, um eine große Anzahl von Zellen zu verarbeiten. Dieser Ansatz erfordert jedoch eine umfangreiche empirische Protokollentwicklung, die bei der Arbeit mit primären und schwer zu transfizierenden Zelltypen kostspielig ist. Langwierige Protokollentwicklung, gepaart mit der Anforderung großer Spannungen, um ausreichende elektrische Feldstärken zur Permeabilisierung der Zellen zu erreichen, hat zur Entwicklung von Elektroporationsgeräten im Mikromaßstab geführt. Diese Mikroelektroporationsgeräte werden mit gängigen Mikrofabrikationstechniken hergestellt und ermöglichen eine bessere experimentelle Kontrolle mit dem Potenzial, hohe Durchsatzfähigkeiten aufrechtzuerhalten. Diese Arbeit baut auf einer mikrofluidischen Elektroporationstechnologie auf, die in der Lage ist, den Grad der Zellmembranpermeabilisierung auf Einzelzellebene unter kontinuierlichem Fluss zu detektieren. Diese Technologie war jedoch auf 4 pro Sekunde verarbeitete Zellen beschränkt, so dass hier ein neuer Ansatz zur Erhöhung des Systemdurchsatzes vorgeschlagen und vorgestellt wird. Diese neue Technik, die als zellpopulationsbasierte Rückkopplungskontrolle bezeichnet wird, berücksichtigt die Zellpermeabilisierungsantwort auf eine Vielzahl von Elektroporationspulsbedingungen und bestimmt die am besten geeigneten Elektroporationspulsbedingungen für den zu testenden Zelltyp. Anschließend wird ein Modus mit höherem Durchsatz verwendet, bei dem dieser "optimale" Impuls auf die Zellsuspension während des Transports angewendet wird. Die Schritte zur Herstellung des Geräts, zum Aufbau und zur Durchführung der mikrofluidischen Experimente und zur Analyse der Ergebnisse werden detailliert vorgestellt. Schließlich wird diese Mikroelektroporationstechnologie demonstriert, indem ein DNA-Plasmid, das für grün fluoreszierendes Protein (GFP) kodiert, in HEK293-Zellen eingebracht wird.
Aktuelle therapeutische Innovationen in der biomedizinischen Forschung, wie die CAR-T-Zelltherapie (Chimeric Antigen Receptor Engineered T cell) und die genetische Editierung mittels CRISPR (Clustered regularly interspaced short palindromic repeat DNA sequences)/Cas9, hängen stark von der Fähigkeit ab, exogenes Material sowohl erfolgreich als auch effizient in den intrazellulären Raum zu bringen1. In der CAR-T-Therapie ist der Goldstandard für die Durchführung des Genabgabeschritts bei der Zelltherapieherstellung die Verwendung viraler Vektoren2. Obwohl die viral vermittelte Genabgabe eine effiziente Verabreichungsmodali....
HINWEIS: Benutzer sollten alle Sicherheitsdatenblätter auf die in diesem Protokoll verwendeten Materialien und Verbrauchsmaterialien überprüfen. Bei jedem Schritt und jeder sterilen Technik, die während des Experimentierens verwendet wird, sollte eine geeignete PSA getragen werden. In den Abschnitten 1-7 wird die Geräteherstellung erläutert.
1. Geräteherstellung - Maskendesign
HINWEIS: In Abbildung 2 finden Sie ein.......
Abbildung 4 zeigt die Funktionsprinzipien hinter der Einzelzell-Membranpermeabilisierungsdetektion für eine einzelne Pulsamplitude. Nach Beginn des Elektroporationsexperiments bestimmt der Zelldetektionsalgorithmus eine optimale Schwelle für die Zelldetektion über ein punktweises, steigungsbasiertes Detektionsverfahren. Das System überwacht dann kontinuierlich (1) auf eine signifikante negative Änderung des gemessenen elektrischen Stroms, was auf den Eintritt einer Zelle hinweist. Dies .......
Die in diesem Protokoll vorgestellte Methodik konzentriert sich in erster Linie auf die Mikrofabrikation eines mikrofluidischen Geräts, das dann in einen speziellen Elektroporationsversuchsaufbau integriert wird. Der Begriff "Rezept", der häufig zur Beschreibung der Besonderheiten des Mikrofabrikationsprozesses verwendet wird, deutet darauf hin, wie wichtig es ist, jeden Schritt zu befolgen / zu optimieren, um ein funktionierendes Gerät erfolgreich herzustellen. Bestimmte kritische Schritte innerhalb des Prozesses, we.......
Die Autoren danken der National Science Foundation (NSF CBET 0967598, DBI IDBR 1353918) und der Graduate Training in Emerging Areas of Precision and Personalized Medicine (P200A150131) des US-Bildungsministeriums für die Finanzierung des Doktoranden J.J.S. auf Stipendium.
....Name | Company | Catalog Number | Comments |
150-mm diameter petri dishes | VWR | 25384-326 | step 6.1.1 to secure wafer |
24-well tissue culture plates | VWR | 10062-896 | step 10.3.6 to plate electroporated cells |
33220A Waveform/Function generator | Agilent | step 9.2.3 electroporation pulse generator | |
4'' Si-wafers | University Wafer | subsection 2.1 for microfluidic channel fabrication | |
6-well tissue culture plates | VWR | 10062-892 | step 8.1.8 to plate cells |
Acetone | Fisher Scientific | A18-4 | step 2.1.2 for cleaning and step 5.1 photoresist lift-off |
Allegra X-22R Centrifuge | Beckman Coulter | steps 8.1.4 , 8.3.2. and 8.3.3. to spin down cells | |
AutoCAD 2018 | Autodesk | subsection 1.1. to design transparency masks | |
Buffered oxide etchant 10:1 | VWR | 901621-1L | subsection 3.1 for HF etching |
CCD Monochrome microscope camera | Hamamatsu | Orca 285 C4742-96-12G04 | step 11.2.3. for imaging |
CMOS camera- Sensicam QE 1.4MP | PCO | subsection 9.3 part of the experimental setup | |
Conductive Epoxy | CircuitWorks | CW2400 | subsection 7.6. for wire attachement |
Conical Centrifuge Tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 14-959-70C | step 8.1.4. for cell centrifuging |
Dektak 3ST Surface Profilometer | Veeco (Sloan/Dektak) | step 2.1.15 and 5.4 for surface profilometry | |
Disposable biopsy punch, 0.75 mm | Robbins Instruments | RBP075 | step 6.2.3 for inlet access |
Disposable biopsy punch, 3 mm | Robbins Instruments | RBP30P | step 6.2.3 for outlet access |
DRAQ5 | abcam | ab108410 | step 11.2.2. for live cell staining |
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium | ThermoFisher Scientific | 11885084 | step 8.1.2. part of media composition |
E3631A Bipolar Triple DC power supply | Agilent | step 9.2.1.-9.2.2.part of the experimental setup | |
Eclipse TE2000-U Inverted Microscope | Nikon | subsection 9.3. part of the experimental setup | |
EVG620 UV Lithography System | EVG | step 2.1.9. and 2.2.7. for UV Exposure | |
Fetal Bovine Serum | Neuromics | FBS001 | step 8.1.2. part of media composition |
FS20 Ultrasonic Cleaner | Fisher Scientific | subsection 5.1. for photoresist lift-off | |
Glass Media Bottle with Cap, 100mL | Fisher Scientific | FB800100 | step 8.2.1. for buffer storage |
Glass Media Bottle with Cap, 500mL | Fisher Scientific | FB800500 | step 8.1.2.for media storage |
HEK-293 cell line | ATCC | CRL-1573 | subsection 8.1 for cell culturing |
HEPES buffer solution | Sigma Aldrich | 83264-100ML-F | step 8.2.1 part of electroporation buffer composition |
Hexamethyldisilazane | Sigma Aldrich | 379212-25ML | step 2.2.3 adhesion promoter |
HF2LI Lock-in Amplifier | Zurich Instruments | subsection 9.2 part of the experimental setup | |
HF2TA Current amplifier | Zurich Instruments | subsection 9.2 part of the experimental setup | |
Isopropyl Alcohol | Fisher Scientific | A459-1 | step 2.1.2 for cleaning, step 2.1.14 for rinsing wafer following SU-8 development, and step 6.3.1 for cleaning PDMS |
IX81 fluorescence microscope | Olympus | step 11.2.3 for imaging | |
L-Glutamine Solution | Sigma Aldrich | G7513-20ML | step 8.1.2. part of media composition |
M16878/1BFA 22 gauge wire | AWC | B22-1 | subsection 7.5 for device fabrication |
Magnesium chloride | Sigma Aldrich | 208337-100G | step 8.1.2 part of electroporation buffer composition |
MF 319 Developer | Kayaku Advanced Materials | 10018042 | step 2.2.9. photoresist developer |
Microposit S1818 photoresist | Kayaku Advanced Materials | 1136925 | step 2.2.4 positive photoresist for electrode patterning |
Microscope slides, 75 x 25 mm | VWR | 16004-422 | step 2.2.1 electrode soda lime glass substrate |
Model 2350 High voltage amplifier | TEGAM | 2350 | step 9.2.5. part of the experimental setup |
National Instruments LabVIEW | National Instruments | data acquisition | |
Needle, 30G x 1 in | BD Scientific | 305128 | step 10.1.1. part of the system priming |
PA90 IC OPAMP Power circuit | Digi-key | 598-1330-ND | Part of the custom circuit |
Penicillin-Streptomycin | Sigma Aldrich | P4458-20ML | step 8.1.2. part of media composition |
Plasmid pMAX-GFP | Lonza | VCA-1003 | step 8.3.4. for intracellular delivery |
Plastic tubing, 0.010'' x 0.030" | VWR | 89404-300 | step 10.1.2. for system priming |
Platinum targets | Kurt J. Lesker | subsection 4.2. for physical vapor deposition | |
Potassium chloride | Sigma Aldrich | P9333-500G | step 8.2.1. part of electroporation buffer composition |
Pump 11 PicoPlus microfluidic syringe pump | Harvard Apparatus | MA1 70-2213 | step 10.1.4. for system priming |
PVD75 Physical vapor deposition system | Kurt J. Lesker | subsection 4.1. for physical vapor deposition | |
PWM32 Spinner System | Headway Research | steps 2.1.6 and 2.2.2. for substrate coating with photoresist | |
PX-250 Plasma treatment system | March Instruments | subsection 7.2 for PDMS and glass substrate bonding | |
SDG1025 Function/Waveform generator | Siglent | step 9.2.2. part of the experimental setup | |
Sodium hydroxide | Sigma Aldrich | S8045-500G | step 8.2.1. part of electroporation buffer composition |
SU-8 2010 negative photoresist | Kayaku Advanced Materials | Y111053 | step 2.1.7. for microfluidic channel patterning |
SU-8 developer | Microchem | Y010200 | step 2.1.12. for photoresist developing |
Sucrose | Sigma Aldrich | S7903-1KG | step 8.2.1. part of electroporation buffer composition |
Sylgard 184 elastomer kit | Dow Corning | 3097358-1004 | step 6.2.1 10 : 1 mixture of PDMS polymer and hardening agent |
Syringe, 1 ml | BD Scientific | 309628 | step 8.3.4. part of system priming |
SZ61 Stereomicroscope System | Olympus | subsection 7.3. for channel and electrode alignment | |
Tissue Culture Treated T25 Flasks | Falcon | 353108 | step 8.1.2 for cell culturing |
Titanium targets | Kurt J. Lesker | subsection 4.2. for physical vapor deposition | |
Transparency masks | CAD/ART Services | steps 2.1.9. and 2.2.7. for photolithography | |
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane | Sigma Aldrich | 448931-10G | step 6.1.2. for wafer silanization |
Trypsin-EDTA solution | Sigma Aldrich | T4049-100ML | steps 8.1.3. and 8.3.1. for cell harvesting |
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