Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Representative Results
Discussion
Acknowledgements
Materials
References
Bioengineering
Questo protocollo descrive le tecniche di microfabbricazione necessarie per costruire un dispositivo di elettroporazione microfluidica lab-on-a-chip. La configurazione sperimentale esegue trasfezioni controllate a livello di singola cellula in un flusso continuo e può essere estesa a portate più elevate con controllo basato sulla popolazione. Viene fornita un'analisi che mostra la capacità di monitorare elettricamente il grado di permeabilizzazione della membrana cellulare in tempo reale.
Le attuali innovazioni terapeutiche, come la terapia cellulare CAR-T, dipendono fortemente dalla somministrazione genica mediata da virus. Sebbene efficiente, questa tecnica è accompagnata da elevati costi di produzione, che hanno suscitato un interesse nell'utilizzo di metodi alternativi per la consegna genica. L'elettroporazione è un approccio elettrofisico non virale per la consegna intracellulare di geni e altri materiali esogeni. Dopo l'applicazione di un campo elettrico, la membrana cellulare consente temporaneamente la consegna molecolare nella cellula. Tipicamente, l'elettroporazione viene eseguita su macroscala per elaborare un gran numero di cellule. Tuttavia, questo approccio richiede un ampio sviluppo di protocolli empirici, che è costoso quando si lavora con tipi di cellule primarie e difficili da trasfettare. Il lungo sviluppo del protocollo, insieme alla necessità di grandi tensioni per ottenere sufficienti intensità di campo elettrico per permeabilizzare le celle, ha portato allo sviluppo di dispositivi di elettroporazione su microscala. Questi dispositivi di micro-elettroporazione sono fabbricati utilizzando tecniche di microfabbricazione comuni e consentono un maggiore controllo sperimentale con il potenziale di mantenere elevate capacità di produttività. Questo lavoro si basa su una tecnologia di elettroporazione microfluidica in grado di rilevare il livello di permeabilizzazione della membrana cellulare a livello di singola cellula in un flusso continuo. Tuttavia, questa tecnologia è stata limitata a 4 celle elaborate al secondo, e quindi un nuovo approccio per aumentare il throughput del sistema è proposto e presentato qui. Questa nuova tecnica, indicata come controllo di feedback basato sulla popolazione cellulare, considera la risposta di permeabilizzazione cellulare a una varietà di condizioni di impulso dell'elettroporazione e determina le condizioni di impulso di elettroporazione più adatte per il tipo di cellula in esame. Viene quindi utilizzata una modalità a throughput più elevato, in cui questo impulso "ottimale" viene applicato alla sospensione cellulare in transito. I passaggi per fabbricare il dispositivo, impostare e gestire gli esperimenti microfluidici e analizzare i risultati sono presentati in dettaglio. Infine, questa tecnologia di micro-elettroporazione è dimostrata fornendo un plasmide del DNA che codifica per la proteina fluorescente verde (GFP) nelle cellule HEK293.
Le attuali innovazioni terapeutiche nella ricerca biomedica, come la terapia cellulare CAR-T (Chimeric Antigen Receptor Engineered T cell) e l'editing genetico utilizzando CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeat DNA sequences) / Cas9, si basano fortemente sulla capacità di fornire materiale esogeno sia con successo che in modo efficiente nello spazio intracellulare1. Nella terapia CAR-T, il gold standard per eseguire la fase di consegna genica nella produzione di terapia cellulare è l'utilizzo di vettori virali2. Sebbene la consegna genica mediata da virus sia una modalità di consegna efficiente,....
NOTA: gli utenti devono esaminare tutte le schede di sicurezza per i materiali e i materiali di consumo utilizzati in questo protocollo. In ogni fase devono essere indossati DPI appropriati e durante la sperimentazione deve essere utilizzata una tecnica sterile. Le sezioni 1-7 illustrano la fabbricazione del dispositivo.
1. Fabbricazione del dispositivo - Design della maschera
NOTA: Fare riferimento alla Figura 2 per un'i.......
La figura 4 evidenzia i principi operativi alla base del rilevamento della permeabilizzazione della membrana a livello di singola cellula per un'ampiezza di impulso singolo. Dopo l'avvio dell'esperimento di elettroporazione, l'algoritmo di rilevamento cellulare determina una soglia ottimale per il rilevamento delle cellule tramite un metodo di rilevamento punto per punto, basato sulla pendenza. Il sistema monitora quindi continuamente (1) una variazione negativa significativa della corrente .......
La metodologia presentata all'interno di questo protocollo si concentra principalmente sulla microfabbricazione di un dispositivo microfluidico che viene poi integrato in una configurazione sperimentale di elettroporazione specializzata. Il termine "ricetta", che viene spesso utilizzato quando si descrivono le specifiche del processo di microfabbricazione, suggerisce l'importanza di seguire / ottimizzare ogni fase per fabbricare con successo un dispositivo funzionante. Tuttavia, alcune fasi critiche all'interno del proce.......
Gli autori vorrebbero riconoscere il sostegno finanziario della National Science Foundation (NSF CBET 0967598, DBI IDBR 1353918) e della formazione universitaria del Dipartimento dell'Istruzione degli Stati Uniti in aree emergenti di precisione e medicina personalizzata (P200A150131) per finanziare lo studente laureato J.J.S. sulla borsa di studio.
....Name | Company | Catalog Number | Comments |
150-mm diameter petri dishes | VWR | 25384-326 | step 6.1.1 to secure wafer |
24-well tissue culture plates | VWR | 10062-896 | step 10.3.6 to plate electroporated cells |
33220A Waveform/Function generator | Agilent | step 9.2.3 electroporation pulse generator | |
4'' Si-wafers | University Wafer | subsection 2.1 for microfluidic channel fabrication | |
6-well tissue culture plates | VWR | 10062-892 | step 8.1.8 to plate cells |
Acetone | Fisher Scientific | A18-4 | step 2.1.2 for cleaning and step 5.1 photoresist lift-off |
Allegra X-22R Centrifuge | Beckman Coulter | steps 8.1.4 , 8.3.2. and 8.3.3. to spin down cells | |
AutoCAD 2018 | Autodesk | subsection 1.1. to design transparency masks | |
Buffered oxide etchant 10:1 | VWR | 901621-1L | subsection 3.1 for HF etching |
CCD Monochrome microscope camera | Hamamatsu | Orca 285 C4742-96-12G04 | step 11.2.3. for imaging |
CMOS camera- Sensicam QE 1.4MP | PCO | subsection 9.3 part of the experimental setup | |
Conductive Epoxy | CircuitWorks | CW2400 | subsection 7.6. for wire attachement |
Conical Centrifuge Tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 14-959-70C | step 8.1.4. for cell centrifuging |
Dektak 3ST Surface Profilometer | Veeco (Sloan/Dektak) | step 2.1.15 and 5.4 for surface profilometry | |
Disposable biopsy punch, 0.75 mm | Robbins Instruments | RBP075 | step 6.2.3 for inlet access |
Disposable biopsy punch, 3 mm | Robbins Instruments | RBP30P | step 6.2.3 for outlet access |
DRAQ5 | abcam | ab108410 | step 11.2.2. for live cell staining |
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium | ThermoFisher Scientific | 11885084 | step 8.1.2. part of media composition |
E3631A Bipolar Triple DC power supply | Agilent | step 9.2.1.-9.2.2.part of the experimental setup | |
Eclipse TE2000-U Inverted Microscope | Nikon | subsection 9.3. part of the experimental setup | |
EVG620 UV Lithography System | EVG | step 2.1.9. and 2.2.7. for UV Exposure | |
Fetal Bovine Serum | Neuromics | FBS001 | step 8.1.2. part of media composition |
FS20 Ultrasonic Cleaner | Fisher Scientific | subsection 5.1. for photoresist lift-off | |
Glass Media Bottle with Cap, 100mL | Fisher Scientific | FB800100 | step 8.2.1. for buffer storage |
Glass Media Bottle with Cap, 500mL | Fisher Scientific | FB800500 | step 8.1.2.for media storage |
HEK-293 cell line | ATCC | CRL-1573 | subsection 8.1 for cell culturing |
HEPES buffer solution | Sigma Aldrich | 83264-100ML-F | step 8.2.1 part of electroporation buffer composition |
Hexamethyldisilazane | Sigma Aldrich | 379212-25ML | step 2.2.3 adhesion promoter |
HF2LI Lock-in Amplifier | Zurich Instruments | subsection 9.2 part of the experimental setup | |
HF2TA Current amplifier | Zurich Instruments | subsection 9.2 part of the experimental setup | |
Isopropyl Alcohol | Fisher Scientific | A459-1 | step 2.1.2 for cleaning, step 2.1.14 for rinsing wafer following SU-8 development, and step 6.3.1 for cleaning PDMS |
IX81 fluorescence microscope | Olympus | step 11.2.3 for imaging | |
L-Glutamine Solution | Sigma Aldrich | G7513-20ML | step 8.1.2. part of media composition |
M16878/1BFA 22 gauge wire | AWC | B22-1 | subsection 7.5 for device fabrication |
Magnesium chloride | Sigma Aldrich | 208337-100G | step 8.1.2 part of electroporation buffer composition |
MF 319 Developer | Kayaku Advanced Materials | 10018042 | step 2.2.9. photoresist developer |
Microposit S1818 photoresist | Kayaku Advanced Materials | 1136925 | step 2.2.4 positive photoresist for electrode patterning |
Microscope slides, 75 x 25 mm | VWR | 16004-422 | step 2.2.1 electrode soda lime glass substrate |
Model 2350 High voltage amplifier | TEGAM | 2350 | step 9.2.5. part of the experimental setup |
National Instruments LabVIEW | National Instruments | data acquisition | |
Needle, 30G x 1 in | BD Scientific | 305128 | step 10.1.1. part of the system priming |
PA90 IC OPAMP Power circuit | Digi-key | 598-1330-ND | Part of the custom circuit |
Penicillin-Streptomycin | Sigma Aldrich | P4458-20ML | step 8.1.2. part of media composition |
Plasmid pMAX-GFP | Lonza | VCA-1003 | step 8.3.4. for intracellular delivery |
Plastic tubing, 0.010'' x 0.030" | VWR | 89404-300 | step 10.1.2. for system priming |
Platinum targets | Kurt J. Lesker | subsection 4.2. for physical vapor deposition | |
Potassium chloride | Sigma Aldrich | P9333-500G | step 8.2.1. part of electroporation buffer composition |
Pump 11 PicoPlus microfluidic syringe pump | Harvard Apparatus | MA1 70-2213 | step 10.1.4. for system priming |
PVD75 Physical vapor deposition system | Kurt J. Lesker | subsection 4.1. for physical vapor deposition | |
PWM32 Spinner System | Headway Research | steps 2.1.6 and 2.2.2. for substrate coating with photoresist | |
PX-250 Plasma treatment system | March Instruments | subsection 7.2 for PDMS and glass substrate bonding | |
SDG1025 Function/Waveform generator | Siglent | step 9.2.2. part of the experimental setup | |
Sodium hydroxide | Sigma Aldrich | S8045-500G | step 8.2.1. part of electroporation buffer composition |
SU-8 2010 negative photoresist | Kayaku Advanced Materials | Y111053 | step 2.1.7. for microfluidic channel patterning |
SU-8 developer | Microchem | Y010200 | step 2.1.12. for photoresist developing |
Sucrose | Sigma Aldrich | S7903-1KG | step 8.2.1. part of electroporation buffer composition |
Sylgard 184 elastomer kit | Dow Corning | 3097358-1004 | step 6.2.1 10 : 1 mixture of PDMS polymer and hardening agent |
Syringe, 1 ml | BD Scientific | 309628 | step 8.3.4. part of system priming |
SZ61 Stereomicroscope System | Olympus | subsection 7.3. for channel and electrode alignment | |
Tissue Culture Treated T25 Flasks | Falcon | 353108 | step 8.1.2 for cell culturing |
Titanium targets | Kurt J. Lesker | subsection 4.2. for physical vapor deposition | |
Transparency masks | CAD/ART Services | steps 2.1.9. and 2.2.7. for photolithography | |
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane | Sigma Aldrich | 448931-10G | step 6.1.2. for wafer silanization |
Trypsin-EDTA solution | Sigma Aldrich | T4049-100ML | steps 8.1.3. and 8.3.1. for cell harvesting |
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