JoVE Logo
Faculty Resource Center
Authors
Librarians
High Schools
About

Sign In

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Representative Results

Discussion

Acknowledgements

Materials

References

Bioengineering

Биомолекулярная визуализация клеточного поглощения наночастиц с использованием мультимодальной нелинейной оптической микроскопии

Published: May 16th, 2022

DOI:

10.3791/63637

1Biomedical Physics, School of Physics and Astronomy, University of Exeter
* These authors contributed equally

В этой статье представлена интеграция модуля спектральной фокусировки и импульсного лазера с двойным выходом, что позволяет быстро гиперспектральную визуализацию наночастиц золота и раковых клеток. Эта работа направлена на демонстрацию деталей мультимодальных нелинейных оптических методов на стандартном лазерном сканирующем микроскопе.

Зондирование наночастиц золота (AuNPs) в живых системах имеет важное значение для выявления взаимодействия между AuNP и биологическими тканями. Кроме того, интегрируя нелинейные оптические сигналы, такие как стимулированное рамановское рассеяние (SRS), двухфотонная возбужденная флуоресценция (TPEF) и переходное поглощение (TA), в платформу визуализации, он может быть использован для выявления биомолекулярного контраста клеточных структур и AuNP мультимодальным способом. В этой статье представлена мультимодальная нелинейная оптическая микроскопия и она применяется для выполнения химически специфической визуализации AuNP в раковых клетках. Эта платформа визуализации обеспечивает новый подход к разработке более эффективных функционализированных AuNP и определению того, находятся ли они в сосудистом пространстве, окружающем опухоль, перицеллюлярном или клеточном пространстве.

Наночастицы золота (AuNPs) показали большой потенциал в качестве биосовместимых зондов визуализации, например, в качестве эффективных поверхностных рамановских спектроскопических субстратов (SERS) в различных биомедицинских приложениях. Основные области применения включают такие области, как биозондирование, биовизуализация, поверхностно-усиленные спектроскопии и фототермическая терапия для лечения рака1. Кроме того, зондирование AuNP в живых системах имеет решающее значение для оценки и понимания взаимодействия между AuNP и биологическими системами. Существуют различные аналитические методы, в том числе инфракрасная спект....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Включение лазерной системы

  1. Включите систему блокировки и выберите лазер рычага перед запуском системы.
  2. Включите ПК с программным обеспечением для управления фемтосекундным лазером с двойным выходом.
  3. Загрузите программное обеспечение для фемтосекундного л.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Модуль Spectral Focusing Timing and Recombination Unit (SF-TRU) введен между фемтосекундным лазером с двойным выходом и модифицированным лазерным сканирующим микроскопом. Перестраиваемая сверхбыстрая лазерная система, используемая в этом исследовании, имеет два выходных порта, доставляющих один луч на фикси.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Это исследование представило комбинацию модуля SF-TRU и сверхбыстрой лазерной системы с двойным выходом, продемонстрировав ее применение для мультимодальной микроспектроскопии. Благодаря своей способности исследовать поглощение наночастицами золота (AuNPs) раковыми клетками, мультимод?.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Это исследование было поддержано грантами EPSRC: рамановская нанотеранотика (EP/R020965/1) и установка CONTRAST (EP/S009957/1).

....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

NameCompanyCatalog NumberComments
APE SRS Detection UnitAPE (Angewandte Physik & Elektronik GmbH)APE Lock-in ModuleCombined system containing a large area Si photo-diode for detecting the pump beam along with a Lock-In amplifier for detecting the beam modulations
Confocal Scanning UnitOlympusFV 3000Confocal scanning unit used for imaging
CML Latex Beads, 4% w/v, 1.0 µmInvitrogenC37483Polystyrene microspheres
CoverslipsThorlabsCG15CH222 mm x 22 mm coverslips for seeding cells
FBSGibco10500-064Foetal Bovine Serum (Heat Inactivated)
FlouviewOlympusFV31S-SWLaser scanning microscope control software
Function GeneratorBX precision40543Used to generate square wave function which is fed to EOM in SF-TRU to produce modulations in the stokes beam
FV3000OlympusIX83P2ZFOther microscope frames can be used.
Gold NanoparticlesNanopartzA11-60Spherical gold nanoparticles, 60 nm diameter
Input Output InterfaceOlympusFV30 ANALOGThis unit allows voltage readouts from PMT and LockIn to be fed into the confocal scanning software and allows timing pulses to be sent between the olympus microscope and the SF-TRU unit.
InSight X3NewportSpectra-PhysicsDual-output femtosecond pulsed laser. Tunable (680–1300 nm) and fixed (1045 nm) laser outputs with the repetition rate of 80 MHz.
Microscope FrameOlympusIX83Inverted microscope
Mouse 4T1 cellsATCCCRL-2539Mouse breast cancer cells
NA 1.2 Water Immersion ObjectiveOlympusUPLSAPO60XW/IRThe multiphoton 60x Objective has a 0.28 mm working distance. Other similar objectives can be used.
NA 1.4 CondenserNikonCSC1003Other condensers with NA higher than the excitation objective can also be used.
PMTHamamatsuR3896PMT used for detecting anti-stokes photos for CARS micrsocopy
PMT ConnectorHamamatsuC13654-01-Y002Connector for PMT
Power SupplyRSRSPD-3303 CProgrammable power supply which is used for providing the correct voltage to the PMT
RPMI-1640GibcoA10491-01Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium has since been found suitable for a variety of mammalian cells.
SF-TRUNewport Spectra PhysicsSF-TRUSystem designed for controlling the time delay and dispersion of the 2 laser outputs and for performing the beam modulations required for SRS

  1. Tabish, T. A., et al. Smart gold nanostructures for light mediated cancer theranostics: Combining optical diagnostics with photothermal therapy. Advanced Science. 7 (15), 1903441 (2020).
  2. Tian, F., et al. Gold nanostars for efficient in vitro and in vivo real-time SERS detection and drug delivery via plasmonic-tunable Raman/FTIR imaging. Biomaterials. 106, 87-97 (2016).
  3. Jenkins, S. V., et al. Enhanced photothermal treatment efficacy and normal tissue protection via vascular targeted gold nanocages. Nanotheranostics. 3 (2), 145-155 (2019).
  4. Huang, J., et al. Rational design and synthesis of gammaFe2 O3 @Au magnetic gold nanoflowers for efficient cancer theranostics. Advanced Materials. 27 (34), 5049-5056 (2015).
  5. Dilipkumar, A., et al. Label-free multiphoton endomicroscopy for minimally invasive in vivo imaging. Advanced science. 6 (8), 1801735 (2019).
  6. Wang, C. -. C., et al. Differentiation of normal and cancerous lung tissues by multiphoton imaging. Journal of Biomedical Optics. 14 (4), 044034 (2009).
  7. Chrabaszcz, K., et al. Comparison of standard and HD FT-IR with multimodal CARS/TPEF/SHG/FLIMS imaging in the detection of the early stage of pulmonary metastasis of murine breast cancer. The Analyst. 145 (14), 4982-4990 (2020).
  8. Tsai, T. H., et al. Visualizing radiofrequency-skin interaction using multiphoton microscopy in vivo. Journal of Dermatological Science. 65 (2), 95-101 (2012).
  9. Wang, C. -. C., et al. Early development of cutaneous cancer revealed by intravital nonlinear optical microscopy. Applied Physics Letters. 97 (11), 113702 (2010).
  10. Li, F. -. C., et al. Dorsal skin fold chamber for high resolution multiphoton imaging. Optical and Quantum Electronics. 37 (13), 1439-1445 (2005).
  11. Tong, L., et al. Label-free imaging of semiconducting and metallic carbon nanotubes in cells and mice using transient absorption microscopy. Nature Nanotechnology. 7 (1), 56-61 (2011).
  12. Chong, S., Min, W., Xie, X. S. Ground-state depletion microscopy: Detection sensitivity of single-molecule optical absorption at room temperature. The Journal of Physical Chemistry Letters. 1 (23), 3316-3322 (2010).
  13. Chen, T., et al. Transient absorption microscopy of gold nanorods as spectrally orthogonal labels in live cells. Nanoscale. 6 (18), 10536-10539 (2014).
  14. Liu, J., Irudayaraj, J. M. Non-fluorescent quantification of single mRNA with transient absorption microscopy. Nanoscale. 8 (46), 19242-19248 (2016).
  15. Freudiger, C. W., et al. Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy. Science. 322 (5909), 1857-1861 (2008).
  16. Wang, C. -. C., et al. In situ chemically specific mapping of agrochemical seed coatings using stimulated Raman scattering microscopy. Journal of Biophotonics. 11 (11), 201800108 (2018).
  17. Wang, C. -. C., Yoong, F. -. Y., Penfield, S., Moger, J. Visualization of active ingredients uptake in seed coats with stimulated Raman scattering microscopy. Proceedings SPIE 10069, Multiphoton Microscopy the Biomedical Sciences XVII. , 1006928 (2017).
  18. Hu, F., Shi, L., Min, W. Biological imaging of chemical bonds by stimulated Raman scattering microscopy. Nature Methods. 16 (9), 830-842 (2019).
  19. Zeytunyan, A., Baldacchini, T., Zadoyan, R. Module for multiphoton high-resolution hyperspectral imaging and spectroscopy. Proceedings SPIE 10498, Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XVIII. , 104980 (2018).
  20. Wang, C. -. C., Wu, R. -. J., Lin, S. -. J., Chen, Y. -. F., Dong, C. -. Y. Label-free discrimination of normal and pulmonary cancer tissues using multiphoton fluorescence ratiometric microscopy. Applied Physics Letters. 97 (4), 043706 (2010).
  21. Wang, C. -. C., Chandrappa, D., Smirnoff, N., Moger, J. Monitoring lipid accumulation in the green microalga botryococcus braunii with frequency-modulated stimulated Raman scattering. Proceedings SPIE 9329, Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XV. , 9329 (2015).
  22. Figueroa, B., et al. Broadband hyperspectral stimulated Raman scattering microscopy with a parabolic fiber amplifier source. Biomedical Optics Express. 9 (12), 6116-6131 (2018).
  23. Cui, L., et al. In situ plasmon-enhanced CARS and TPEF for Gram staining identification of non-fluorescent bacteria. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 264, 120283 (2022).
  24. Ma, J., Sun, M. Nonlinear optical microscopies (NOMs) and plasmon-enhanced NOMs for biology and 2D materials. Nanophotonics. 9 (6), 1341-1358 (2020).
  25. Sun, L., Chen, Y., Sun, M. Exploring nonemissive excited-state intramolecular proton transfer by plasmon-enhanced hyper-Raman scattering and two-photon excitation fluorescence. The Journal of Physical Chemistry C. 126 (1), 487-492 (2022).

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2024 MyJoVE Corporation. All rights reserved