JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Burada mikroskopve floresan boyama kullanarak canlı hücre kültüründe makrofaj ekstrasellüler tuzak (MET) üretimini tespit etmek için bir protokol sunulmaktadır. Bu protokol, immünoresans boyama ile spesifik MET protein belirteçlerini incelemek için daha da genişletilebilir.

Özet

Nötrofiller tarafından hücre dışı tuzakların (ET) salınımı kronik inflamasyona bağlı hastalıkların gelişimine katkıda bulunan bir faktör olarak tanımlanmıştır. Nötrofil ET'ler (NETs) DNA, histon proteinleri ve çeşitli granül proteinlerinden (yani miyeloperoksidaz, elastaz ve kathepsin G) oluşur. Makrofajlar da dahil olmak üzere diğer bağışıklık hücreleri, aynı zamanda ET üretebilir; ancak, bunun ne ölçüde meydana geldiği ve makrofaj hücre dışı tuzakların (METs) patolojik mekanizmalarda rol oynayıp oynamadığı ayrıntılı olarak incelenmemiştir. Met'lerin inflamatuar patolojilerde rolünü daha iyi anlamak için, immünoresans deneylerinde de yararlanılabilen primer insan makrofajlarından MET salınımını in vitro olarak görselleştirmek için bir protokol geliştirilmiştir. Bu, bu yapıların daha fazla karakterizasyonuna ve nötrofillerden salınan ED'lerle karşılaştırılmasına olanak sağlar. İnsan monosit kaynaklı makrofajlar (HMDM), M1 pro-inflamatuar fenotipten farklılaşmasını takiben farklı inflamatuar uyaranlara maruz kalındığında MET üretirler. MET salınımı canlı hücreler (örneğin, SYTOX yeşili) için imperkast olan yeşil floresan nükleik asit lekesi kullanılarak mikroskopi ile görselleştirilebilir. HMDM gibi yeni izole edilmiş primer makrofajların kullanımı, potansiyel klinik uygulamalarla ilgili in vivo inflamatuar olayların modelalınmasında avantajlıdır. Bu protokol aynı zamanda insan monosit hücre hatlarından MET salınımını incelemek için de kullanılabilir (örn. THP-1) phorbol myristate asetat veya diğer makrofaj hücre hatları (örn. rürin makrofaj benzeri J774A.1 hücreleri) ile makrofajlara farklılaşmayı takiben.

Giriş

Nötrofillerden edinen ET salınımı ilk olarak bakteriyel enfeksiyon tarafından tetiklenen doğuştan gelen bir immün yanıt olarak tanımlanmıştır1. Nötrofil elastaz ve miyeloperoksidaz2gibi anti-bakteriyel özelliklere sahip çeşitli granül proteinlerin bağlı olduğu bir DNA omurgası oluşur. Nötrofil ETs birincil rolü (NETs) patojenleri yakalamak ve bunların ortadan kaldırılması kolaylaştırmaktır 3. Bununla birlikte, immün savunmada ET'lerin koruyucu rolüne ek olarak, özellikle inflamasyona dayalı hastalıkların (örneğin romatoid artrit ve ateroskleroz4). ET salınımı interlökin 8 (IL-8) ve tümör nekroz faktörü alfa (TNFα)5,6dahil olmak üzere çeşitli pro-inflamatuar sitokinler tarafından tetiklenebilir ve ET'lerin lokalize birikimi doku hasarı artırabilir ve bir uyandırmak pro-inflamatuar yanıt7. Örneğin, ET'ler ateroskleroz gelişiminde nedensel bir rol oynadığı için karıştığı edilmiştir8, tromboz teşvik9, ve kardiyovasküler risk tahmin10.

Şimdi nötrofiller ek olarak, diğer bağışıklık hücreleri (yani, mast hücreleri, eozinofiller, ve makrofajlar) ayrıca mikrobiyal veya pro-inflamatuar stimülasyon 11 ,12maruz kalma ET'ler serbest bırakabilirsiniz kabul edilmektedir. Bu durum, kronik inflamatuar hastalıkların gelişiminde, düzenlenmesinde ve çözümünde kilit rol oynadıkları göz önünde bulundurularak makrofajlar açısından özellikle önemli olabilir. Bu nedenle, makrofajlar et sürümü ve inflamasyona bağlı hastalık gelişimi arasındaki potansiyel ilişki daha iyi anlaşılması önemlidir. Son çalışmalar sağlam insan aterosklerotik plaklar ve organize trombüs13METs ve NETs varlığını göstermiştir. Benzer şekilde, METs inflamatuar yanıtların düzenlenmesi ile böbrek hasarı sürüş karıştığı edilmiştir14. Ancak nötrofillerin aksine makrofajlardan MET oluşumu mekanizmaları hakkında sınırlı veri vardır. MET oluşumuinsan in vitro modellerini kullanarak yapılan son çalışmalar, her hücre tipinde yer alan yollarda bazı farklılıklar göstermektedir (yani, makrofajlarla histon sitrullination yokluğu ile ilgili)6. Ancak, bazı NET sürümü de histon sitrullination yokluğunda oluşabilir göstermiştir15.

Bu protokolün genel amacı, MET salınımını klinik olarak ilgili bir makrofaj modelinde değerlendirmek için basit ve doğrudan bir yöntem sağlamaktır. MET'leri incelemek için kullanılan farklı in vitro makrofaj hücre modelleri vardır (yani, THP-1 insan monosit hücre hattı ve çeşitli murine makrofaj hücre hatları)16. Bu modeller ile ilişkili bazı sınırlamalar vardır. Örneğin, THP-1 monositlerinin makrofajlara farklılaşması genellikle protein kinaz C (PKC) bağımlı yolları aktive eden phorbol myristate asetat (PMA) eklenmesi gibi bir astar adım gerektirir. Bu işlem ET salınımıtetiklediği bilinmektedir 4 ve THP-1 hücrelerinden düşük bazal MET sürümü ile sonuçlanır. Diğer çalışmalar pma tedavi THP-1 hücreleri17ile karşılaştırıldığında in vivo makrofajlar tarafından monte biyoaktivite ve inflamatuar yanıtları bazı farklılıklar vurgulamıştır.

Benzer şekilde, farklı murine makrofaj benzeri hücre hatlarının davranışı ve inflamatuar yanıtları tamamen birincil insan makrofajlarının yanıt spektrumu temsil etmez18. Bu nedenle, klinik ortamda makrofaj ET oluşumunu araştırmak amacıyla, birincil insan monosit kaynaklı makrofajlar (HMDM) monositik veya murine makrofaj benzeri hücre hatları yerine daha alakalı bir model olduğuna inanılmaktadır.

M1 polarize HMDM et sürümü farklı inflamatuar uyaranların bir dizi bu hücrelerin maruz kalma sonrasında gösterilmiştir, miyeloperoksidaz türetilmiş oksidan hipokloröz asit de dahil olmak üzere (HOCl), PMA, TNFα, ve IL-86. Burada açıklanan M1 fenotip HMDMs polarize etmek ve bu inflamatuar uyaranlara maruz kalma üzerine sonraki MET sürümü görselleştirmek için bir protokoldür. PMA nötrofil kullanmış önceki çalışmalara karşılaştırmaları kolaylaştırmak için MET sürümü bir uyarıcı olarak kullanılır. Daha da önemlisi, HOCl, IL-8, ve TNFα da MET salınımını uyarmak için kullanılır, hangi in vivo inflamatuar ortamın daha iyi modelleri olduğuna inanılmaktadır. ET salınımını görselleştirme için mikroskobik yöntem, önceki nötrofil çalışmalarında başarıyla uygulanmış bir geçirimsiz floresan yeşil nükleik asit lekesi olan SYTOX yeşili kullanılarak canlı hücre kültürlerinde hücre dışı DNA'nın boyanmasını içerir. Bu yöntem ET salınımının hızlı ve nitel olarak değerlendirilmesine olanak sağlar, ancak ET salınım kapsamının nicelleştirilmesi için tek başına bir yöntem olarak uygun değildir. Farklı tedavi koşullarından veya müdahalelerden kaynaklanan ET salınımının kapsamını karşılaştırmak için niceleme gerekiyorsa alternatif metodoloji kullanılmalıdır.

Protokol

HMDM, Sydney Yerel Sağlık Bölgesi'nin etik onayı ile kan bankası tarafından sağlanan insan buffy ceket preparatlarından izole edildi.

1. HMDM Kültürü

  1. Lenfositleri izole etmek için ticari olarak kullanılabilir bir hazırlık kullanarak sağlıklı insan donörlerin periferik kan hazırlanan buffy kat preparatları monositler izole, karşı akım santrifüj elutriation takip19, 20. yıl.
  2. Monosit karakterizasyonu için modifiye Giemsa lekesi ile sitospinning ve boyama ile monositvarlığını onaylayın19.
  3. Steril koşullarda, serumsuz RPMI-1640 ortam ını kullanarak monosityoğunluğunu 1 x 106 hücre/mL olarak ayarlayın. 12 kuyu doku kültürü plaka her kuyuya bu hücre süspansiyon 1 mL ekleyin. Doku kültürü plakasına bağlılığı teşvik etmek için %5 CO2 ila 2 saat içinde 37 °C'de bir hücre kuluçka makinesinde kültür.
  4. Steril koşullar altında, hücre ortamını çıkarın ve %10 (v/v) havuzlu insan serumu ve 20 mM L-glutamin içeren komple RPMI-1640 kültür ortamı ile değiştirin.
  5. Bir hücre kuluçka makinesinde %5 CO2 varlığında 37 °C'deki hücreleri 8 gün boyunca kültürlendirerek, 2 günde bir ortam değiştirin.

2. HMDM'nin Kutuplaşması

  1. Steril koşullar altında, RPMI-1640 kültür ortamının tamamına interferon γ (IFNγ; 20 ng/mL) ve lipopolisakkarit (LPS; 1 μg/mL) ekleyerek M1 astar ortamını hazırlayın. Komple RPMI-1640 kültür ortamına interlökin 4 (IL-4; 20 ng/mL) ekleyerek M2 astar ortamını hazırlayın.
  2. Steril koşullar altında, bölüm 1'de açıklandığı gibi tohumlanmış ve kültürlü hmdm içeren doku kültürü plaka kuyularından aspire ortamı.
  3. Hücreleri içeren kuyuları steril PBS (önceden 37 °C'ye Önceden ısıtılmış) ile 1 mL aliquots PBS kullanarak dikkatlice yıkayın.
  4. HMDM içeren her kuyuya (deneme için uygun olan) M1 veya M2 astar lı ortamdan 1 mL ekleyin.
  5. Hücreleri 37 °C'de 48 saat boyunca bir hücre kuluçka makinesinde %5 CO2 varlığında kuluçkaya yatırın.

3. MET Salınımını sağlamak için HMDM'nin uyarılması

  1. Steril koşullar altında, MET salınımının farklı uyarıcılarını içeren kültür ortamını (deney için uygun olan) tam RPMI-1640 ortama hazırlayın: PMA (25 nM), insan rekombinantTTNFα (25 ng/mL) veya insan rekombinant IL-8 (50 ng/mL ).
  2. HOCl stimülasyon deneyleri için, hücrelere ilave edilmeden hemen önce HBSS'de (önceden 37 °C'ye ısınmış) HOCl (200 μM) hazırlayın. HOCl'un tam hücre li ortamiçinde hazırlanmadığından emin olun.
    NOT: HOCl stok çözeltisinin konsantrasyonu çözeltinin UV emmesinin 292 nm ve pH = 116'da ölçülmesi ve 350 M-1cm-121'likbir tükenme katsayısı kullanılarak ölçülür.
  3. Bölüm 2'de açıklanan polarizasyon tedavisinden sonra, hücre ortamını her kuyudan aspire edin ve hücreleri 3x'i 1 mL aliquots ile dikkatlice yıkayın: steril PBS (PMA, TNFα ve IL-8 için) veya HBSS (HOCl için), önceden ısıtılmış olan 37 °C'ye kadar ısıtın.
  4. PMA, TNFα veya IL-8 ile yapılan deneyler için: Son yıkama adımında PBS'yi çıkardıktan sonra PMA, TNFα veya IL-8 içeren tüm ortamlardan 1 mL ekleyin.
  5. TNFα ile yapılan deneyler için, hücreleri 37 °C'de 6 saat kuluçkaya yatırın ve hücre kuvözde %5 CO2 bulunur. PMA ve IL-8 ile yapılan deneylerde, hücreleri 37 °C'de 24 saat boyunca bir hücre kuluçka makinesinde %5 CO2 varlığında kuluçkaya yatırın.
  6. HOCl ile yapılan deneyler için, son yıkama adımında HBSS'yi çıkardıktan sonra HBSS'ye 1 mL HOCl ekleyin. Daha sonra, bir hücre kuluçka makinesinde %5 CO2 varlığında hücreleri 37 °C'de 15 dakika kuluçkaya yatırın.
    1. Hücre supernatant'ı dikkatlice aspire edin ve 3.3 adımda açıklandığı gibi hücreleri 1 mL HBSS ile 3x yıkayın.
    2. HBSS'yi son yıkama adımından çıkardıktan sonra 1 mL tam RPMI-1640 kültür ortamı ekleyin. Daha sonra, bir hücre kuluçka makinesinde %5 CO2 varlığında hücreleri 37 °C'de 24 saat kuluçkaya yatırın.

4. Canlı Hücre Kültüründe MET'nin Görselleştirilmesi

  1. HBSS'de 40 μM konsantrasyonda SYTOX yeşil boya hazırlayın.
  2. MET salınımını sağlamak için bölüm 3'te açıklanan tedavilerin sonunda, hmdm içeren her kuyuya doğrudan 25 μL 40 μM boya ekleyin.
  3. Karanlıkta 5 dakika oda sıcaklığında (RT) hücreleri kuluçka.
  4. HMDM'yi doku kültürü kuyularına, görüntüleme için ters floresan mikroskobun mikroskop aşamasına yerleştirin.
  5. Mikroskop prosedürleri
    1. Geniş spektrumlu floresan ışık kaynağını, parlak alan ışık kaynağını ve yüksek çözünürlüklü renkli dijital fotoğraf makinesiyle yüklü ters mikroskobu açın (Bkz. Malzeme Tablosu).
    2. Filtre tekerleğini, doku kültürü kuyularında bulunan yeşil lekeli örneklerin görüntülenmesi için yeşil floresan (uyarma = 504 nm, emisyon = 523 nm) için "2 numara" konumuna döndürün.
    3. 5x hedefini kullanarak, görüntüyü kaba odakla odaklayın, ardından mikroskopüzerinde ince odaklama topuzları, görüntü mikroskop merceğinde nivesal, net ve odaklanmış görünene kadar.
    4. Mikroskobu kamera moduna geçirin.
    5. İlişkili yazılımı başlatın.
    6. Yazılımdaki Yakalama sekmesini seçin.
    7. Görüntüyü önizlemek için Oynat düğmesini tıklatın ve görüntü net, net ve yazılım önizleme penceresinde odaklanana kadar mikroskoptaki ince odak düğmesini ayarlayın.
    8. Yakala düğmesini tıklatın.
      NOT: Yakalanan görüntü otomatik olarak eşlik eden yazılımda görüntülenir.
    9. Yazılım içinde Dosya | Gerekli görüntü dosyası türü olarak kaydedin.
    10. Mikroskopta, filtre tekerleğini brightfield görüntüleme için "5 numara" konumuna döndürün ve ilgili brightfield görüntüsünü elde etmek için 4.5.2-4.5.9 adımlarını tekrarlayın.
    11. Sonraki görüntü edinimi için gerekli olan 4.5.2-4.5.10 adımlarını tekrarlayın.

Sonuçlar

Hücre farklılaşması için uyaranlara yanıt olarak HMDM'nin morfolojik değişikliklerini gösteren brightfield görüntüleri Şekil 1'degösterilmiştir. IFNγ ve LPS'ye maruz kalan HMDM ile yapılan deneylerdeki M1 polarize makrofajlar, Şekil 1'deki (orta panel) siyah oklarda gösterildiği gibi uzamış ve mil benzeri bir hücre şekli gösterdi. Karşılaştırma için, HMDM'nin 48 saat il-4'e maruz kalmasından sonra M2 polarize makrofajların morfolo...

Tartışmalar

M1 diferansiye HMDM'ler kullanılarak MET oluşumunun oluşturulması ve görselleştirilmesi, özellikle kronik inflamatuar altında, bu makrofaj yapıların potansiyel patolojik rolünü araştırmak için yararlı olabilecek yeni bir in vitro modeli temsil eder Koşul -ları. Aynı zamanda insan monosit veya murine makrofaj hücre hatları ile ilgili çalışmalarda kullanılabilir METs serbest bırakmak için birincil insan makrofajların uyarılması için sağlam bir protokol sağlar. HMDM tarafından MET oluşumun...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu çalışma, Sürekli IMPACT Hibesi (IPAP201601422) ve Novo Nordisk Vakfı Biyomedikal Proje Hibesi (NNF17OC0028990) tarafından desteklenmiştir. YZ ayrıca Sydney Üniversitesi'nden Avustralya Lisansüstü Ödülü'nü kabul eder. Biz monosit izolasyon ve doku kültürü ile yardım için Bay Pat Pisansarakit ve Bayan Morgan Jones teşekkür etmek istiyorum.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
120Q broad spectrum fluorescent light sourceEXFO Photonic Solutions, Toronto, Canadax-cite series
Corning CellBIND Multiple Well Plate (12 wells)Sigma-AldrichCLS3336For cell culture
Differential Quik Stain Kit (Modified Giemsa)Polysciences Inc.24606Characterisation of monocytes
Hanks balanced salt solution (HBSS)Thermo-Fisher14025050For washing steps and HOCl treatment
Hypochlorous acid (HOCl)Sigma-Aldrich320331For MET stimulation
Interferon gammaThermo-FisherPMC4031For M1 priming
Interleukin 4Integrated Sciencesrhil-4For M2 priming
Interleukin 8Miltenyl Biotec130-093-943For MET stimulation
L-GlutamineSigma-Aldrich59202CAdded to culture media
LipopolysaccharideIntegrated Sciencestlrl-eblpsFor M1 priming
LymphoprepAxis-Shield PoC AS1114544For isolation of monocytes
Olympus IX71 inverted microscopeOlympus, Tokyo, Japan
Phorbol 12- myristate 13-acetate (PMA)Sigma-AldrichP8139For MET stimulation
Phosphate buffered saline (PBS)Sigma-AldrichD5652For washing steps
RPMI-1640 mediaSigma-AldrichR8758For cell culture
SYTOX greenLife TechnologiesS7020For MET visulaization
TH4-200 brightfield light sourceOlympus, Tokyo, Japanx-cite series
Tumor necrosis factor alphaLonza300-01A-50For MET stimulation

Referanslar

  1. Brinkmann, V., et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 303 (5663), 1532-1535 (2004).
  2. Urban, C. F., et al. Neutrophil extracellular traps contain calprotectin, a cytosolic protein complex involved in host defense against Candida albicans. PLoS Pathogens. 5 (10), 1000639 (2009).
  3. Brinkmann, V., Zychlinsky, A. Beneficial suicide: why neutrophils die to make NETs. Nature Reviews in Microbiology. 5 (8), 577-582 (2007).
  4. Papayannopoulos, V. Neutrophil extracellular traps in immunity and disease. Nature Reviews in Immunology. 18 (2), 134-147 (2018).
  5. Keshari, R. S., et al. Cytokines induced neutrophil extracellular traps formation: implication for the inflammatory disease condition. PLoS One. 7 (10), 48111 (2012).
  6. Rayner, B. S., et al. Role of hypochlorous acid (HOCl) and other inflammatory mediators in the induction of macrophage extracellular trap formation. Free Radical Biology and Medicine. 129, 25-34 (2018).
  7. Gunzer, M. Traps and hyperinflammation - new ways that neutrophils promote or hinder survival. British Journal of Haematology. 164 (2), 189-199 (2014).
  8. Knight, J. S., et al. Peptidylarginine deiminase inhibition reduces vascular damage and modulates innate immune responses in murine models of atherosclerosis. Circulation Research. 114 (6), 947-956 (2014).
  9. Megens, R. T., et al. Presence of luminal neutrophil extracellular traps in atherosclerosis. Thrombosis and Haemostasis. 107 (3), 597-598 (2012).
  10. Doring, Y., Weber, C., Soehnlein, O. Footprints of neutrophil extracellular traps as predictors of cardiovascular risk. Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology. 33 (8), 1735-1736 (2013).
  11. Goldmann, O., Medina, E. The expanding world of extracellular traps: not only neutrophils but much more. Frontiers in Immunology. 3 (420), 1-10 (2012).
  12. Boe, D. M., Curtis, B. J., Chen, M. M., Ippolito, J. A., Kovacs, E. J. Extracellular traps and macrophages: new roles for the versatile phagocyte. Journal of Leukocyte Biology. 97 (6), 1023-1035 (2015).
  13. Pertiwi, K. R., et al. Extracellular traps derived from macrophages, mast cells, eosinophils and neutrophils are generated in a time-dependent manner during atherothrombosis. Journal of Pathology. 247 (4), 505-512 (2019).
  14. Okubo, K., et al. Macrophage extracellular trap formation promoted by platelet activation is a key mediator of rhabdomyolysis-induced acute kidney injury. Nature Medicine. 24 (2), 232-238 (2018).
  15. Boeltz, S., et al. To NET or not to NET:current opinions and state of the science regarding the formation of neutrophil extracellular traps. Cell Death and Differentiation. 26 (3), 395-408 (2019).
  16. Doster, R. S., Rogers, L. M., Gaddy, J. A., Aronoff, D. M. Macrophage Extracellular Traps: A Scoping Review. Journal of Innate Immunology. 10 (1), 3-13 (2018).
  17. Daigneault, M., Preston, J. A., Marriott, H. M., Whyte, M. K., Dockrell, D. H. The identification of markers of macrophage differentiation in PMA-stimulated THP-1 cells and monocyte-derived macrophages. PLoS One. 5 (1), 8668 (2010).
  18. Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
  19. Brown, B. E., Rashid, I., van Reyk, D. M., Davies, M. J. Glycation of low-density lipoprotein results in the time-dependent accumulation of cholesteryl esters and apolipoprotein B-100 protein in primary human monocyte-derived macrophages. FEBS Journal. 274, 1530-1541 (2007).
  20. Garner, B., Dean, R. T., Jessup, W. Human macrophage-mediated oxidation of low-density lipoprotein is delayed and independant of superoxide production. Biochemical Journal. 301, 421-428 (1994).
  21. Morris, J. C. The acid ionization constant of HOCl from 5 °C to 35 °C. Journal of Phyical Chemistry. 70, 3798-3805 (1966).
  22. Pan, G. J., Rayner, B. S., Zhang, Y., van Reyk, D. M., Hawkins, C. L. A pivotal role for NF-kappaB in the macrophage inflammatory response to the myeloperoxidase oxidant hypothiocyanous acid. Archives of Biochemistry and Biophysics. 642, 23-30 (2018).
  23. Parker, H., Albrett, A. M., Kettle, A. J., Winterbourn, C. C. Myeloperoxidase associated with neutrophil extracellular traps is active and mediates bacterial killing in the presence of hydrogen peroxide. Journal of Leukocyte Biology. 91 (3), 369-376 (2012).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

mm noloji ve EnfeksiyonSay 153h cre d tuzakmakrofajMETinflamasyonSYTOX ye ilifloresan mikroskopi

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır