JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Japon erik tipi melezlerde tozlaşma gereksinimlerinin belirlenmesi için bir metodoloji, floresan mikroskopisi altındaki polen tüplerinin alan ve laboratuvar tozlaşmalarını ve gözlemlerini, S-genotiplerinin PCR tarafından tanımlanması ve tozlayıcıların seçimi için çiçeklenmenin izlenmesi ile birleştiren bir metodoloji açıklanmaktadır.

Özet

Yaygın olarak yetiştirilen Japon erik kültivatları, orijinal Prunus salicina ile diğer Prunus türleri arasındaki haçlardan elde edilen spesifik melezlerdir. Çoğu melez, birden fazla alel içeren tek ve son derece polimorfik S-locus tarafından kontrol edilen gametofitik kendi kendine uyumsuzluk sergiler. Ekili melezlerin çoğu kendi kendine uyumsuzdur ve çiçeklerini döllemek için uyumlu bir donörden polene ihtiyaç duyarlar. Japon eriği tozlaşma gereksinimlerinin belirlenmesi, bilinmeyen tozlaşma gereksinimlerine sahip yeni kültivarların yüksek sayısı nedeniyle giderek daha önemli hale gelmektedir. Bu çalışmada, Japon erik tipi melezlerde tozlaşma gereksinimlerinin belirlenmesi için bir metodoloji açıklanmıştır. Kendi kendine(in) uyumluluk, hem sahada hem de laboratuvarda el tozlaşmaları ile belirlenir, ardından floresan mikroskopi ile polen tüpü uzaması ve ayrıca alandaki meyve olgunlaşması izlenir. Pollinizer kültivarlarının seçimi, PCRanalizi ile S -genotiplerinin tanımlanması ile alandaki çiçekli zamanın izlenmesi ile birleştirilerek değerlendirilir. Kültivarların tozlaşma gereksinimlerini bilmek, yeni meyve bahçelerinin tasarımı için kültivarların seçimini kolaylaştırır ve kurulan meyve bahçelerinde tozlaşma eksikliği ile ilgili verimlilik sorunlarının erken tespitini sağlar.

Giriş

Japon eriği (Prunus salicina Lindl.)Çin'eözgüdür 1 . 19. yüzyılda, bu ürün Japonya'dan Amerika Birleşik Devletleri'ne tanıtıldı ve burada diğer Kuzey Amerika diploid erikleri2ile kesişen . 20. yüzyılda, bu melezlerin bazıları dünyadakiılıman bölgelere yayıldı. Günümüzde, "Japon eriği" terimi, orijinal P. salicina arasındaki haçlardan elde edilen ve 15 adede kadar diğer diploid Prunus spp. 3 ,4,5ile türetilen çok çeşitli spesifik melezleri ifade eder.

Japon eriği, Rosaceae ailesinin diğer türleri gibi, birden fazla alel içeren tek ve son derece polimorfik S-locus tarafından kontrol edilen Gametophytic Self-Incompatibility (GSI) sergiler6. S-locus, pistilde ifade edilen bir ribononikleaz(S-RNase)ve polen tanesinde ifade edilen bir F kutusu proteinini (SFB) kodlayan iki gen içerir7. Kendi kendine uyumsuzluk reaksiyonunda, polen tanesinde (haploid) ifade edilen S-alele pistil (diploid) ile ifade edilen ikiden biriyle aynı olduğunda, polen tüpünün stil boyunca büyümesi, polen tüpü RNA'nın S-RNase8'inetkisiyle bozulması nedeniyle tutuklanır. Bu işlem ovuledeki kadın gametofitin döllenmesini önlediğinden, GSI kültivarlar arasındaki çıkıntları teşvik eder.

Bazı Japon erik kültivarları kendi kendine uyumlu olsa da, şu anda yetiştirilen çoğu kültivar kendi kendine uyumsuzdur ve çiçeklerini döllemek için inter-uyumlu donörlerden polen gerekir3. Badem9 , kayısı 10 ,11,12ve tatlı kiraz13 gibi Prunu cinsi taş meyve türlerinde, kültivarların tozlaşma gereksinimleri farklı yaklaşımlarla oluşturulabilir. Kendi kendine (in) uyumluluk, alandaki çiçeklerin kendi kendine tozlaşması ve daha sonra meyve setinin izlenmesi veya bir laboratuvarda kontrollü koşullarda yarı in vivo kendi kendine tozlaşma ve polen tüplerinin mikroskop altında gözlemlenmesi ile belirlenebilir14,15,16,17,18 . Kültivarlar arasındaki uyumsuzluk ilişkileri, potansiyel pollinizer kültivarının polenleri kullanılarak alandaki veya laboratuvarda çapraz tozlaşmalar ve her bir kültivarın S-allellerinin PCR analizi ile tanımlanması ile belirlenebilir14, 15,16,19,20,21,22 . Tatlı kiraz veya badem gibi türlerde, kendi kendine (in) uyumluluk, tatlı kiraz 13'te S 4' veya badem23'te Sf olarak, kendi kendine uyumlulukla ilişkili belirli Salellerinin tanımlanmasıyla da değerlendirilebilir.

Ana üretim ülkelerinden birkaç erik yetiştirme programı, birçoğu bilinmeyen tozlaşma gereksinimlerine sahip bir dizi yeni kültivar2,14. Bu çalışmada, Japon erik tipi melezlerde tozlaşma gereksinimlerinin belirlenmesi için bir metodoloji açıklanmıştır. Kendi kendine(in) uyumluluk, hem alandaki hem de laboratuvardaki kendi kendine tozlaşmalar ve ardından floresan mikroskopisi altındaki polen tüplerinin gözlemleri ile belirlenir. Pollinizer kültivarlarının seçimi, PCRanalizi ile S -genotiplerinin tanımlanmasını alandaki çiçekli zamanın izlenmesi ile birleştirir.

Protokol

1. Alanda el tozlaşması

  1. Polen ekstraksiyonu
    1. Polen elde etmek için, D24aşamasında çiçek tomurcukları toplayın BBCHölçeğinde57.
      NOT: Japon erikinde diğer Prunus türlerine göre daha fazla çiçek tomurcukları gereklidir, çünkü anterleri daha az polen üretir.
    2. Anterleri plastik bir ağ (2 mm x 2 mm gözenek boyutu) kullanarak çıkarın ve anter dehiscence olana kadar 24 saat oda sıcaklığında kağıda yerleştirin.
    3. Polen tanelerini ince bir ağdan (0,26 mm x 0,26 mm gözenek boyutu) elekleyin ve kullanıma kadar 4 °C'de kapaklı 10 mL cam tüpte saklayın.
  2. Emasculated çiçeklerin tozlaşması
    1. Çiçeklerin% 10-% 20'si açık olduğunda, birkaç dal seçin ve etiketleyin. BbcHölçeğinde57.
    2. Tedavi başına 800 ila 1.000 çiçek tomurcuklarının yaprakları, sepals ve stamenlerini tırnak veya cımbızla çıkarın.
    3. Emasculation sonra 24 saat ince bir boya fırçası yardımıyla pistilleri elle tozlaşın. Pistillerin yarısını aynı kültivvarın polenleriyle, diğer yarısını da kontrol olarak diğer cultivardan uyumlu polenlerle içeren bazı dallar. Parmak ucini veya boya fırçasını diğer kültivvarlardan polen taneleriyle kirletmemeye dikkat edin.
    4. Meyve damlası desenini karakterize etmek ve her tozlaşma tedavisinde belirlenen nihai meyveyi ölçmek için çiçeklerin ve gelişmekte olan meyvelerin haftalık sayılarını kaydedin.
  3. Alandaki tamamlayıcı tozlaşma
    1. İlk çiçekler açılmadan birkaç gün önce, tozlaşan böceklerin gelişini önlemek için seçilen ağaçları 0,8 mm'lik bir kafes kafesine koyun.
    2. % 10-% 20 çiçekler açık olduğunda, tozlaşma tedavisi başına birkaç dal seçin ve etiketleyin ve tedavi başına 1.000-1.500 çiçek bırakın.
    3. Ertesi gün, çiçekler açık olduğunda, her çiçeği ilgili polenli bir boya fırçası yardımıyla toz haline getirin (kendi kendine tozlaşma için aynı kültivardan polen ve çapraz tozlaşma kontrolü olarak diğer uyumlu kültivarlardan).
    4. Tüm çiçekler açılana kadar her gün tozlaşın.
    5. Meyve damlası desenini karakterize etmek ve her tozlaşma tedavisinde nihai meyve setini ölçmek için antezden hasata kadar çiçeklerin ve gelişen meyvelerin haftalık sayılarını kaydedin.

2. Laboratuvarda el tozlaşmaları

  1. Sahne D24'te 50-100çiçek toplayın , BBCHölçeğinde57.
  2. Laboratuvarda, tedavi başına 30 çiçek emasculate (kendi kendine ve çapraz tozlaşma).
    NOT: Pistillerde herhangi bir hasar oluşmaması için emasculation dikkatli bir şekilde devam edilmelidir.
  3. Bir parça ıslak çiçekçi köpüğüne (her tozlaşma tedavisi için bir parça köpük) yerleştirmeden önce su altındaki her çiçek pedikelinin tabanında taze bir kesim yapın.
  4. Her pistil 24 saat sonra daha önce toplanan polenlerle ince bir boya fırçası kullanarak elle tozlaşır (bkz. bölüm 1.1). Bir pistil kümesini aynı kültivardan polenlerle tozlaş, diğer seti ise kontrol olarak uyumlu bir kültvardan polenle toz haline.
  5. Tozlaşmış pistilleri oda sıcaklığında tozlaştıktan sonra 72 saat bekletin. Çiçek köpüğü sürekli su ile ıslatılmalıdır.
  6. Pistilleri 4 °C'de en az 24 saat boyunca etanol/asetik asit (3:1) sabitleyici bir çözeltiye sabitle. Fiksatifi% 75 etanol ile değiştirin. Numuneler bu çözeltide 4 °C'de27kullanıma kadar korunabilir.
    NOT: Numunelerin tamamen çözeltiye batırıldığından emin olun.

3. Mikroskobik gözlemler

  1. In vitro polen çimlenmesinin değerlendirilmesi
    1. Polen çimlenme ortamını detaylandırmak için, 250 mL damıtılmış su üzerinde 25 g sakkaroz çözün, ardından 0.075 g kalsiyum nitrat [Ca(NO3)2] ve 0.075 g borik asit (H3BO3)ekleyin.
    2. Çözeltiye 2 g agar ekleyin ve tamamen çözünene kadar karıştırın28.
    3. Ortamı sterilize etmek için 120 °C'de 20 dakika boyunca otoklav edin. Ortamı soğutun ve katılaşmadan önce steril bir laminar akış davlumbazında steril Petri kabı başına 3 mL (55 mm x 12 mm) dağıtın. Orta katılaşmadan sonra, alüminyum folyoya sarılı Petri kaplarını kullanıma kadar 4 °C'de saklayın.
    4. Daha önce polen donörü olarak kullanılan her bir kültünün polenlerini iki Petri kabında kontrollü tozlaşmalara yayın ve 24 saat boyunca 25 °C'de kuluçkaya yayın.
      NOT: Aşılanmış kültür ortamı hemen sonra mikroskopi ile gözlemlenebilir veya kullanıma kadar -20 °C'de saklanabilir. Bu amaçla, Petri tabakları mikroskopi gözlemlerinden 24 saat önce dondurucudan buzdolabına değiştirilmelidir.
    5. Polen tanelerini gözlemlemek için, callose'u lekeleyen% 1 (v / v) anilin mavi çözeltisi hazırlayın. İlk olarak, 1.000 mL damıtılmış suda 7,97 g K3PO4çözerek 0,1 N potasyum fosfat tribasik (K3PO4) çözeltisi hazırlayın. % 1 (v/v) anilin mavisi çözeltisini detaylandırmak için, 1 mL anilin mavisini 0,1 N K3PO4'ün100 mL'sinde çözün.
    6. Her Petri kabı plakasına 2-3 damla anilin mavisi çözelti ekleyin ve UV epifluoresans mikroskobu altında BP340-390 ve bariyer filtresi LP425 kullanarak 5 dakika sonra gözlemleyin. Her bir alanda 100-200 polen tanesi içeren tabak başına üç alanda, her cultivar için iki Petri kabında uygulanabilir ve canlı olmayan polen tanelerini sayın.
  2. Polen tüpü büyümesi
    1. Sabit pistilleri damıtılmış suyla üç kez (her biri 1 saat, toplamda 3 saat) durulayın ve24saat boyunca 4 °C'de% 5 (w/v) sodyum sülfit (Na 2 SO3)aktarın. Bu çözeltiyi hazırlamak için, 5 g sodyum sülfürü 100 mL damıtılmış suda çözün.
    2. Dokuları yumuşatmak için pistilleri 120 °C'de % 5 (w/v) sodyum sülfürde 8 dakika boyunca otoklavlav.
    3. Kabak yumuşatılmış pistils bir damla içinde 1% (v/v) anilin mavi çözelti bir slayt üzerinde bir kapak camı altında nasır leke.
    4. Bp340-390 exciter filtresi ve bariyer filtresi LP425 kullanarak UV epifluoresans ile mikroskop altında stil boyunca polen tüpü büyümesini gözlemleyin.

4. Uyumsuzluk ilişkilerinin belirlenmesi

  1. Yapraklardan DNA ekstraksiyonu
    1. DNA çıkarmak için, tercihen ilkbaharda, alandaki her bir cultivarın 3-4 genç yaprağını toplayın.
      NOT: DNA olgun yapraklardan da çıkarılabilir, ancak genç yapraklardan DNA daha az fenolik bileşiklere sahiptir.
    2. Dna'yı ticari bir kit kullanarak izole edin ve sağlanan protokol kitini izleyin (bkz. Malzeme Tablosu).
    3. DNA konsantrasyonunu ölçün ve UV-Vis mikrovolum spektrofotometresinde her bir örneğin DNA kalitesini 260 nm olarak değerlendirin. DNA konsantrasyonu 10 ng/μL olarak ayarlayın.
  2. Parça amplifikasyonu için PCR koşulları
    1. Etiket 0.2 mL PCR tüpleri ve kapakları.
    2. PCR reaktiflerini Tablo 1'e göre hazırlayın ve buzda çözülmelerine izin verin.
    3. Reaksiyon başına 16 μL'lik bir hacim göz önüne alındığında, reaksiyon sayısına ve fazlalıkların% 10'una göre 1,5 mL mikrotüpte her bir astar çiftinin bir ana karışımını ayarlayın. Tablo 1'deki sırayı takiben reaktifleri ekleyin ve iyice karıştırın.
    4. Negatif kontrol (C-) olarak 4 μL DNA şablonu veya 4 μL sterilize damıtılmış su içeren her 0,2 mL PCR tüpüne Aliquot 16 μL ana karışım. Pozitif kontroller olarak bilinen genotipli kültivarların DNA'larını kullanın. Yavaşça karıştırın, reaksiyon tüplerini kapaklarla kapatın ve reaksiyon tüpünün altındaki tüm hacmi toplamak için 30 s için 2.000 x g'da santrifüjlayın.
    5. Reaksiyon tüplerini termosiklete yerleştirin ve aşağıdaki sıcaklık profilini kullanarak PCR programını ayarlayın: 94 °C'de 3 dk başlangıç adımı, 94 °C'de 1 dk 35 döngü, 56 °C'de 1 dk ve 72 °C'de 3 dk ve 72°C'de 7dakikalık son adım 20 .
  3. Elektroforezi ve parça boyutunun tahmini
    1. %1,7 (w/v) agarose mini jel hazırlamak için 0,68 g agarose ve 40 mL 1x TBE tamponu 100 mL Erlenmeyer şişesine çözün. Kaynamamak için çözeltiyi mikrodalga fırında 30 s aralıklarla 600 W'da ısıtarak eritin.
    2. Çözeltinin soğuması için bankta kalmasına izin verin ve ardından 3,5 μL nükleik asit boyama çözeltisi ekleyin.
    3. Jel tepsisini döküm standına yerleştirin ve seçilen tarağı jel kalıbına yerleştirin. Her PCR ürünü ve DNA merdiveni için yeterli kuyuya sahip olduğundan emin olun.
    4. Agarose çözeltisini jel kalıbına dökün ve polimerizasyona kadar soğumaya bırakın. Polimerize jelin tarağı çıkarın. Jeli, jelin yüzeyini kaplayacak kadar 1x TBE tampon içeren yatay elektroforez sistemine yerleştirin.
    5. İlk ve son kuyuları DNA moleküler ağırlık merdiveninin 2 μL'si (1 kb DNA Merdiveni) ile yükleyin. PCR'ın her ürününün 3 μL'yi diğer kuyulara yükleyin. Hazneyi kapatın, gücü açın ve jeli 30 dakika boyunca 100 V'ta çalıştırın.
    6. Jel dokümantasyon sistemi kullanarak UV ışığı altında jeli gözlemleyin. Güçlendirilmiş parçanın boyutunu belirlemek ve ilgili alelleri tanımlamak için pozitif kontrollerle karşılaştırmak için DNA moleküler ağırlık merdivenini kullanın.

5. Çiçek tarihlerini izleme

  1. Farklı yıllar boyunca çiçek açmada her cultivarın farklı ağaçlarının fenolojisini izleyin. Çiçekleme döneminin uzunluğunu ilkinden (yaklaşık% 5) son açık çiçeklere (yaklaşık% 95) kurun. Tam çiçeklenme, çiçeklerin en az% 50'si aşamada olduğunda kabul edilir F24, BBCHölçeğinde65.
  2. Uyumlu kültivarların çiçekli tarihlerini karşılaştırmak ve her yıl çiçekli zamanda çakışanları belirlemek için, birkaç yıllık verilerle çiçekli zamanların bir takvimini detaylandırın.

Sonuçlar

Her Japon erik çiçeği tomurcukları 1-3 çiçekli bir çiçek salkım içerir. Diğer taş meyve türlerinde olduğu gibi, her çiçek dört whorls oluşur: çiçeğin tabanında bir fincan oluşturan kaynaşmış karpel, stamens, yaprakları ve sepals. Çiçek yapıları diğer taş meyvelerden daha küçüktür, az miktarda polen tanesi içeren stamenlerle çevrili kısa ve kırılgan bir pistil vardır. Tam çiçeklenmede, her çiçeklenmenin çiçekleri kısa saplarda ayrılır ve beyaz yaprakların anesteziden ö...

Tartışmalar

Japon erik kültivatörlerinin tozlaşma gereksinimleri için burada açıklanan metodoloji, her bir kültivarın sahadaki veya laboratuvarda kontrollü tozlaşmalarla kendi kendine (in) uyumluluğunun belirlenmesini ve daha sonra polen tüpü büyümesinin floresan mikroskopi ile gözlemlenmesini gerektirir. Uyumsuzluk ilişkileri, S-alellerinin moleküler genotipleme ile karakterize edilmesiyle kurulur. Son olarak, pollinizerlerin seçimi, her yıl çiçekle çakışan kültivarları tespit etmek için izleme ...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu araştırma Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (RFP2015-00015-00 ve RTA2017-00003-00) tarafından finanse edildi; Gobierno de Aragón—Avrupa Sosyal Fonu, Avrupa Birliği (Grupo Consolidado A12-17R) ve Junta de Extremadura —Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER), Plan Regional de Investigación (IB16181), Grupo de Investigación (AGA001, GR18196). B.I. Guerrero, México'lu Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología'nın (CONACYT, 471839) bir bursu ile desteklendi.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Acetic Acid GlacialPanreac131008.1611
AgariNtRON Biotechnology25999
Aniline blueDifco8504-88
Boric Acid (H3BO4)Panreac131015.1210
Calcium Nitrate 4-hydrate (Ca(NO3)2·4H2O)Panreac131231.1211
CoverglassDeltalabD10246024 mm x 60 mm
Digital CameraImaging Developmet SystemsUI-1490SE
Digital Camera Software SuiteImaging Developmet Systems4.93.0.
DNA OligosThermoFisher Scientific
dNTP Mix, 10 mM eachThermoSischer ScientificR0193
DreamTaq Green DNA polymeraseThermoFisher ScientificEP0713
Ethanol 96°VWR-Chemicals83804.360
1Kb DNA Ladder (U.S. Patent No. 4.403.036) (500pb-12Kb)Invitrogen15615-016Size: 250µg; Conc: 1.0 µg/µl
Gel Documentation SystemBio-Rad1708195
Hand CounterTamacoTM-4
Image Lab SoftwareBio-RadImage Analyse System for Gel Documentation System
MetaPhor AgaroseLonza50180
Microcentrifuge 5415 REppendorfZ605212
Microscope with UV epiflurescenceLeicaDM2500Exciter filter BP340-390, Barrier filter LP425
MicroslidesDeltalabD10000426 mm x 76 mm
Mini Electrophoresis SystemFisherbrand14955170
MinicentrifugeThermoFisher Scientific15334204
NanoDrop 1000 SpectrophotometerThermoFisher ScientificND1000
Petri DishesDeltalab20020155 mm x 14 mm
Potassium Phosphate Tribasic (K3PO4·1.5H2O)Panreac141513
Primer forward 'Pru C2'ThermoFisher Scientific
Primer forward Pru T2'ThermoFisher Scientific
Primer reverse 'PCER'ThermoFisher Scientific
RedSafe Nucleic Acid Staining SolutioniNtRON Biotechnology21141
SaccharosePanreac131621.1211
Sodium sulphite anhydrous (Na2SO3)Panreac131717.1211
Speedtools plant DNA extraction KitBiotools21272
TBE Buffer (10X)PanreacA0972,5000PE
Thermal Cycler T100Bio-Rad1861096
Thermomixer comfortEppendorfT1317
Vertical Autoclave Presoclave IIJP Selecta4001725
VortexFisherbrand11746744

Referanslar

  1. Hendrick, U. P. . The Plums of New York. , (1911).
  2. Okie, W. R., Hancock, J. F., Hancock, J. F. Plums. Temperate Fruit Crop Breeding. , 337-357 (2008).
  3. Guerra, M. E., Rodrigo, J. Japanese plum pollination: a review. Scientia Horticulturae. 197, 674-686 (2015).
  4. Okie, W. R. Introgression of Prunus species in plum. New York Fruit Quarterly. 14 (1), 29-37 (2006).
  5. Okie, W. R., Weinberger, J. H., Janick, J., Moore, J. . Fruit Breeding, vol. 1. Tree and tropical fruits. , 559-608 (1996).
  6. Mccubbin, A. G., Kao, T. Molecular recognition and response in pollen and pistil interactions. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 16, 333-364 (2000).
  7. Hegedűs, A., Halász, J. Recent findings of the tree fruit self-incompatibility studies. International Journal of Horticultural Science. 13 (2), 7-15 (2007).
  8. de Nettancourt, D. . Incompatibility and Incongruity in Wild and Cultivated Plants. , (2001).
  9. Tao, R., et al. Identification of stylar RNases associated with gametophytic self-incompatibility in almond (Prunus dulcis). Plant and Cell Physiology. 38 (3), 304-311 (1997).
  10. Halász, J., Pedryc, A., Ercisli, S., Yilmaz, K., Hegedűs, A. S-genotyping supports the genetic relationships between Turkish and Hungarian apricot germplasm. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (5), 410-417 (2010).
  11. Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Self-incompatibility and S-allele identification in new apricot cultivars. Acta Horticulturae. (1231), 171-176 (2019).
  12. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Determination of self- and inter-(in)compatibility relationships in apricot combining hand-pollination, microscopy and genetic analyses. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), (2020).
  13. Cachi, A. M., Wunsch, A. Characterization of self-compatibility in sweet cherry varieties by crossing experiments and molecular genetic analysis. Tree Genetics & Genomes. 10, 1205-1212 (2014).
  14. Guerra, M. E., Guerrero, B. I., Casadomet, C., Rodrigo, J. Self-compatibility, S-RNase allele identification, and selection of pollinizers in new Japanese plum-type cultivars. Scientia Horticulturae. 261, 109022 (2020).
  15. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Optimizing production in the new generation of apricot cultivars: self-incompatibility, S-RNase allele identification, and incompatibility group assignment. Frontiers in Plant Science. 9, 1-12 (2018).
  16. Herrera, S., Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Lora, J. Identification of self-incompatibility alleles by specific PCR analysis and S-RNase sequencing in apricot. International Journal of Molecular Sciences. 19 (11), 3612 (2018).
  17. Sociasi Company, R., Kodad, O., Fernández i Martí, J. M., Alonso, J. M. Mutations conferring self-compatibility in Prunus species: from deletions and insertions to epigenetic alterations. Scientia Horticulturae. 192, 125-131 (2015).
  18. Rodrigo, J., Herrero, M. Evaluation of pollination as the cause of erratic fruit set in apricot 'Moniqui. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 71 (5), 801-805 (1996).
  19. Beppu, K., et al. Se-haplotype confers self-compatibility in Japanese plum (Prunus salicina Lindl). Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 80 (6), 760-764 (2005).
  20. Guerra, M. E., Rodrigo, J., López-Corrales, M., Wünsch, A. S-RNase genotyping and incompatibility group assignment by PCR and pollination experiments in Japanese plum. Plant Breeding. 128 (3), 304-311 (2009).
  21. Guerra, M. E., Wunsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Flower emasculation as the cause for lack of fruit set in Japanese plum crosses. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (6), 556-562 (2010).
  22. Guerra, M. E., Wünsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Lack of fruit set caused by ovule degeneration in Japanese plum. Journal of the American Society for Horticultural Science. 136 (6), 375-381 (2011).
  23. Fernández i Martí, A., Gradziel, T. M., Socias i Company, R. Methylation of the Sf locus in almond is associated with S-RNase loss of function. Plant Molecular Biology. 86, 681-689 (2014).
  24. Baggiolini, M. Les stades repérés des arbres fruitiers à noyau. Revue romande d'Agriculture et d'Arboriculture. 8, 3-4 (1952).
  25. Meier, U. Growth stages of mono-and dicotyledonous plants: BBCH Monograph. Federal Biological Research Centre for Agriculture and Forestry. , (2001).
  26. Fadón, E., Herrero, M., Rodrigo, J. Flower development in sweet cherry framed in the BBCH scale. Scientia Horticulturae. 192, 141-147 (2015).
  27. Fadon, E., Rodrigo, J. Combining histochemical staining and image analysis to quantify starch in the ovary primordia of sweet cherry during winter dormancy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (145), (2019).
  28. Hormaza, J. I., Pinney, K., Polito, V. S. Correlation in the tolerance to ozone between sporophytes and male gametophytes of several fruit and nut tree species (Rosaceae). Sexual Plant Reproduction. 9, 44-48 (1996).
  29. Burgos, L., et al. The self-compatibility trait of the main apricot cultivars and new selections from breeding programmes. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 72 (1), 147-154 (1997).
  30. Dicenta, F., Ortega, E., Cánovas, J. A., Egea, J. Self-pollination vs. cross-pollination in almond: pollen tube growth, fruit set and fruit characteristics. Plant Breeding. 121, 163-167 (2002).
  31. Alonso, J. M., Socias i Company, R. Differential pollen tube growth in inbred self-compatible almond genotypes. Euphytica. 144, 207-213 (2005).
  32. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. The effect of temperature on pollen germination, pollen tube growth, and stigmatic receptivity in peach. Plant Biology. 7, 476-483 (2005).
  33. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. Warm temperatures at bloom reduce fruit set in sweet cherry. Journal of Applied Botany. 81, 158-164 (2007).
  34. Milatović, D., Nikolić, D. Analysis of self-(in)compatibility in apricot cultivars using fluorescence microscopy. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 82, 170-174 (2007).
  35. Jia, H. J., He, F. J., Xiong, C. Z., Zhu, F. R., Okamoto, G. Influences of cross pollination on pollen tube growth and fruit set in Zuili plums (Prunus salicina). Journal of Integrative Plant Biology. 50, 203-209 (2008).
  36. Herrero, M., Salvador, J. La polinización del ciruelo Red Beaut. Información Técnica Econónomica Agraria. 41, 3-7 (1980).
  37. Ramming, D. W. Plum. Register of new fruit and nut varieties: Brooks and Olmo, List 37. HortScience. 30 (6), 1142-1144 (1995).
  38. Hartmann, W., Neümuller, M. Plum breeding. Breeding plantation tree crops: Temperate species. , 161-231 (2009).
  39. Guerra, M. E., López-Corrales, M., Wünsch, A. Improved S-genotyping and new incompatibility groups in Japanese plum. Euphytica. 186 (2), 445-452 (2012).
  40. Tao, R., et al. Molecular typing of S-alleles through identification, characterization and cDNA cloning for S-RNases in sweet cherry. Journal of the American Society for Horticultural Science. 124 (3), 224-233 (1999).
  41. Yamane, H., Tao, R., Sugiura, A., Hauck, N. R., Lezzoni, A. F. Identification and characterization of S-RNases in tetraploid sour cherry (Prunus cerasus). Journal of the American Society for Horticultural Science. 126, 661-667 (2001).
  42. López, M., Jose, F., Vargas, F. J., Battle, I. Self-(in)compatibility almond genotypes: a review. Euphytica. 150, 1-16 (2006).
  43. Bošković, R., Tobutt, K. R. Correlation of stylar ribonuclease zymograms with incompatibility alleles in sweet cherry. Euphytica. 90, 245-250 (1996).
  44. Beppu, K., Syogase, K., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Inheritance of self-compatibility conferred by the Se-haplotype of Japanese plum and development of Se-RNase gene-specific PCR primers. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 85, 215-218 (2010).
  45. Beppu, K., Kumai, M., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Molecular and genetic analyses of the S-haplotype of the self-compatible Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) "Methley". Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 87 (5), 493-498 (2012).
  46. Beppu, K., Konishi, K., Kataoka, I. S-haplotypes and self-compatibility of the Japanese plum cultivar 'Karari'. Acta Horticulturae. 929, 261-266 (2012).
  47. Sapir, G., Stern, R. A., Shafir, S., Goldway, M. S-RNase based S-genotyping of Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) and its implication on the assortment of cultivar-couples in the orchard. Scientia Horticulturae. 118, 8-13 (2008).
  48. Karp, D. Luther Burbank's plums. HortScience. 50 (2), 189-194 (2015).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Geli im biyolojisiSay 165Japon eri ii eklenmefloresan mikroskopisigametofitik kendi kendine uyumsuzlukmelezlerpolen t ppolen tanesitozla matozlay c larPrunus salicinaS aleles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır