Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Örnek bir tür olarak pirinç(Oryza sativa L.) kullanarak sulak alanlardan bozulmamış kökleri ve çevresindeki rizosfer toprağını örnekleme, koruma ve bölümleme protokolünü açıklıyoruz. Numune korunduktan sonra senkrotron X-ışını floresan (XRF) kimyasal spektrasyon görüntüleme gibi elementel görüntüleme teknikleri kullanılarak analiz edilebilir.

Özet

Kökler toprak ortamlarıyla yoğun bir şekilde etkileşime girer, ancak kökler ve çevresindeki rizosfer arasındaki bu tür etkileşimleri görselleştirmek zordur. Sulak alan bitkilerinin rizosfer kimyasının, köklerden dökme toprağa dik oksijen gradyanları nedeniyle yakalanması özellikle zordur. Burada, sulak alan bitkilerinin kök yapısını ve rizosfer kimyasını çarpma ve dondurarak kurutma yoluyla etkili bir şekilde koruyan bir protokol açıklanmaktadır. Numunenin sıvı azotla önceden soğutulan bakır bloklar arasında dondurulduğu slam-freeze, kimyasal belirtim değişikliklerini en aza indirirken flaş dondurma ile oluşabilecek kök hasarını ve numune bozulmasını en aza indirir. Numune bozulması hala mümkün olsa da, birden fazla numuneyi hızlı ve minimum maliyetle elde etme yeteneği, tatmin edici örnekler elde etme potansiyelini artırır ve görüntüleme süresini optimize eder. Veriler, bu yöntemin pirinç köklerinde ve demir plaklarla ilişkili rizosferlerde azaltılmış arsenik türlerini korumada başarılı olduğunu göstermektedir. Bu yöntem, iz elementli bisiklet sürmeden fitokilatasyon uygulamalarına kadar konsantrasyon aralıklarını kapsayan çok çeşitli sulak alan ortamlarında bitki-toprak ilişkilerinin çalışmaları için benimsenebilir.

Giriş

Kökler ve rizosferleri dinamik, heterojen ve bitkilerin mineral besin maddelerini ve kirleticileri nasıl elde ettiğini anlamak için kritik öneme sahiptir1,2,3. Kökler, besin maddelerinin (örneğin fosfor) ve kirleticilerin (örneğin arsenik) topraktan bitkilere taşındığı ve böylece bu sürecin anlaşılmasının gıda miktarı ve kalitesi, ekosistemin işleyişi ve fitoremediasyon üzerinde etkileri olduğu birincil yoldur. Bununla birlikte, kökler besin edinme ihtiyaçlarına yanıt olarak büyüyen uzay ve zamanda dinamiktir ve genellikle işlev, çap ve yapı bakımından değişirler (örneğin, yanal kökler, maceracı kökler, kök kılları)2. Kök sistemlerinin heterojenliği hücreselden ekosistem seviyesine kadar mekansal ölçeklerde ve saatlikten dekadale kadar zamansal ölçeklerde incelenebilir. Bu nedenle, köklerin ve çevresindeki toprakların dinamik ve heterojen doğası veya rizosfer, zaman içinde rizosfer kimyasını yakalamak için zorluklar oluşturur. Bu zorluğa rağmen, bu kritik bitki-toprak ilişkisini karakterize etmek için toprak ortamlarındaki kökleri incelemek zorunludur.

Sulak alan bitkilerinin rizosfer kimyası, kütle toprağından köklere kadar uzay ve zamanda değişen dik oksijen gradyanları nedeniyle araştırılması özellikle zordur. Köklerin solunum için oksijene ihtiyacı olduğundan, sulak alan bitkileri aerenchyma4,5oluşturarak sulak alan topraklarının düşük oksijen koşullarınaadapteolmuşlardır. Aerenchyma, sürgünlerden köklere uzanan, bitkiden köklere havanın yayılmasına izin veren içi boş kortikal dokulardır. Bununla birlikte, bu havanın bir kısmı, köklerin daha az bastırılmış kısımlarında, özellikle yanal kök kavşaklarının yakınında, daha az olgun kök uçlarında ve uzama bölgelerinde rizosfere sızar6,7,8,9. Bu radyal oksijen kaybı, sulak alan bitkilerinin rizosferinde rizosfer (biyo-jeo)kimyasını etkileyen ve azaltılmış dökme toprak10 , 11,12'denfarklı bir oksitlenmiş bölge oluşturur. Sulak alan rizosferleri ve köklerindeki besin maddelerinin ve kirleticilerin kaderini ve taşınmasını anlamak için, kimyasal olarak azaltılmış dökme toprağın, oksitlenmiş rizosferin ve sulak alan bitkilerinin köklerinin analiz için korunması önemlidir. Bununla birlikte, dökme toprak oksijene duyarlı azaltılmış toprak bileşenleri içerdiğinden, kök ve toprak koruma yöntemleri kök yapılarını korumalı ve oksijene duyarlı reaksiyonları en aza indirmelidir.

Bitki dokularını düzeltmek ve görüntüleme için ultrayapıyı korumak için yöntemler vardır, ancak bu yöntemler sulak alanda yetişen kökleri kimyasal olarak korumak için uygulanamaz. Sadece bitki hücreleri içindeki element dağılımının istendiği incelemeler için, bitkiler tipik olarak hidroponik olarak yetiştirilir ve kökler çözeltiden kolayca çıkarılabilir, yüksek basınçlı dondurma ve donma ikamesi altında sabitlenebilir ve yüksek çözünürlüklü ikincil iyon kütle spektrometresi (nanoSIMS), elektron mikroskopisi ve senkrotron X-ışını floresan (S-XRF) analizi13dahil olmak üzere çeşitli görüntüleme uygulamaları içinbölümlenebilir. 14,15. Sulak alan köklerinin dışındaki Fe plaklarını araştırmak için, bu topraksız çalışmalar yapay olarak Fe plak oluşumunu teşvik etmelidir Çözelti16Fe plak oluşumunun dağılımının ve mineral bileşiminin heterojenliğini doğru bir şekilde temsil etmeyen17 , 18,19,20. Sulak alan toprağını ve buna bağlı mikroorganizmaları dondurarak korumak için yöntemler vardır21, ancak bu teknikle kök elde etmek zordur. Toprakta yetişen kökleri ve rizosferik kimyalarını görselleştirmek için mevcut yöntemler iki birincil ölçüm türünden oluşur: elemental akılar ve toplam element konsantrasyonu (ve speciation). Birincisi tipik olarak ince filmlerdeki (DGT)22 , 23,24'tekidifüzif gradyanlar kullanılarak ölçülür, burada toprak bir laboratuvar ortamında bitki büyümesini desteklemek için rhizobox'lara yerleştirilir ve topraktaki labile elemanları bir jel yoluyla bağlayıcı bir katmana yayılır. Bu bağlama katmanı daha sonra ilgi çekici labile öğelerini ölçmek için görüntülenebilir. Bu teknik, kökler ve rizosfer24 , 25,26,27arasındaki ilişkileri başarıyla gösterebilir, ancak kök sınırlayıcı eserler rhizobox'larda bitki yetiştirerek bulunabilir ve kök iç kısmı hakkındaki bilgiler DGT ile yakalanmaz. İkincisi, köklerin ve rizosferin örneklemini, numunenin korunmasını ve örnek bir bölümdeki elementel dağılımın doğrudan analizini içerir. Sulak alan bitki köklerinin ve çevresindeki rizosferin bu çevresel örneklemesi için, numune hazırlamadan elde edilen eserleri önlemek için dikkatli numune işleme gereklidir.

Burada, sulak alan bitkilerinin kök yapılarını ve rizosfer kimyasını çarpma ve dondurarak kurutma yoluyla etkili bir şekilde koruyan bir protokol açıklanmaktadır. Flaş dondurma, oksijene duyarlı solutların dönüşümlerini büyük ölçüde yavaşlatabilir, ancak köklere zarar verebilir ve numuneler kurudığında harekete geçirilmesine neden olabilir. Bununla birlikte, numunenin sıvı nitrojen ile önceden soğutulan bakır bloklar arasında dondurulduğu slam dondurma, kök hasarını ve numune bozulmasını en aza indirir28. Korunmuş numuneler daha sonra speciation20 , 29olarak koruyan verizosfer topraklarındaki köklerin görüntülenmesi için kesilip parlatılabilen bir epoksi reçineye gömülür. Bu rapordaki örnekler ince kesitleme sonrası S-XRF kimyasal spektrasyon görüntülemesi ile analiz edilmiştir. Bununla birlikte, lazer ablasyon-endüktif olarak birbirine bağlı plazma kütle spektrometresi (LA-ICP-MS), parçacık kaynaklı x-ışını emisyonu (PIXE), ikincil iyon kütle spektrometresi (SIMS) ve lazer kaynaklı çöküntü spektroskopisi (LIBS) görüntüleme dahil olmak üzere diğer görüntüleme teknikleri de kullanılabilir.

Protokol

1. Çarpma donduran ekipmanın hazırlanması

  1. Sıvı nitrojen tutabilen temiz bir soğutucunun içine yatay olarak iki bakır blok (~5 cm x 5 cm x 15 cm) yerleştirin ve blokları batıracak kadar sıvı azot dökün. Köpürtücülük azaldığında, her iki ucundaki bir bakır bloğun üzerine iki ara parçası yerleştirin.
    NOT: Aralayıcı yüksekliği, dondurulacak numunenin yüksekliğini belirler; Bu örnek, yaklaşık 3 cm x 3 cm x 2 cm küpler oluşturmak için 2 cm'lik bir aralayıcı kullanır. Sıvı nitrojenin hacmi daha soğuk boyuta bağlı olacaktır. Bu örnek, seri olarak yaklaşık 5 küp için yaklaşık 1 L kullanır.
    DİkKAT: Sıvı nitrojen bir kriyojen ve bir boğulma olduğu için uygun kişisel koruyucu ekipman ve havalandırma kullanın.
  2. Maşa ve kriyojenik eldivenler kullanarak, numune yerindeyken geri almayı kolaylaştırmak için ucundaki diğer bakır bloğu ayağa kaldırın.

2. Örnek toplama ve çarpma dondurma

  1. bir kürek kullanarak ıslak topraktan istenen bitkiyi ve rizosferi çıkarın ve kazılmış deliğin istenen kök hacminden çok daha büyük olduğundan emin olun. Toprağı ve bitkiyi bir kaba yerleştirin ve bir tezgah üzerine yerleştirin.
    NOT: Bir saksı çalışmasından elde edilen tüm saksı toprağı ve bitki de kullanılabilir.
  2. Köklerin alınacağı istenen toprak konumunu belirleyin (yani, sürgüne derinlik ve yakınlık). İstenilen alanda toprağı bozmamaya dikkat ederek çelik bir bıçak kullanarak fazla toprağı kesin. İstenilen alana ulaşıldığında, yaklaşık 3 cm x 3 cm x 2 cm kök "küp" kesin ve küpü hemen yatay bakır blok üzerindeki iki ara çubuğun arasına yerleştirin. Kriyojenik eldivenler kullanarak, dikey bakır bloğu alın ve rizosfer küpünü çarpmak için ara bileşenlerin üzerine yerleştirin.
  3. Köpürme azaldıktan sonra (~5 dk), bakır bloklardan donmuş rizosfer küpünü alın ve önceden etiketlenmiş bir alüminyum folyo karenin içine sarın. İsterseniz folyodaki bloğun yönünü işaretleyin. -80 °C'lik bir dondurucuda depolanınceye kadar ikinci bir sıvı azot kabına yerleştirin.
  4. Alan alanından veya denemeden istenen sayıda kök küp elde etmek için gerektiği gibi yineleyin. Her iki bakır bloğun da numuneler arasında soğuması için zaman verildiğine emin olun.

3. Rizosfer küplerini dondurarak kurutma ve gömme

  1. Dondurarak kurutucuyu üreticinin talimatlarına göre hazırlayın. -80 °C dondurucudan numuneleri çıkarmadan önce uygun vakum basıncını ve sıcaklığını elde ettiğine dikkat edin.
  2. Dondurarak kurutucu numune almaya hazır olduğunda, temiz ve asitle yıkanmış 50 mL tüpün içine bir donmuş rizosfer küpü yerleştirin ve temiz bir tek kullanımlık mendille gevşek bir şekilde örtün. Silme işlemini bir lastik bantla sabitleyin. Tüp başına bir küp sağlamak için gerektiği gibi tekrarlayın.
    NOT: Numune bir tüp için çok büyükse, numune tutucu olarak alüminyum folyo kullanılarak doğrudan dondurarak kurutucu kabına yerlenebilir.
  3. Numuneleri içeren tüpleri dondurarak kurutucu kaplara yerleştirin ve birkaç gün boyunca kurutun. Tam kuruma süresi toprak özelliklerine bağlı olacaktır.
    NOT: Kurutulmuş numuneleri yeniden sulanmasını önlemek için dondurucuda veya bir kurutucuda saklayın.
  4. Kurutulmuş toprak küplerini istenen forma sığacak şekilde kesmek için çelik bir bıçak kullanın (örneğin, 25 mm çapında form çoğu uygulama için idealdir). Her formu etiketleyin, toprak küplerini formlara yerleştirin ve formları bir vakum kurutucunun içine yerleştirin.
  5. Epoksiyi üreticinin talimatlarına göre hazırlayın. Seçilen epoksinin kontamine olmadığından ve istenen elemanların spesifikasyon değişikliklerine neden olmadığından emin olun 20,29,30.
  6. Numuneyi tamamen kaplayana kadar toprağın bir tarafındaki forma epoksi eklemek için bir damlalık kullanın. Epoksi toprağı ıslattıkça toprak renk olarak kararacak.
    NOT: Topraktaki havanın kaçmasını sağlamak için epoksiyi yavaşça ekleyin.
  7. Formlar epoksi ile doldurulduktan sonra vakum kurutucusunu kapatın ve vakumun açın. Toprağa sıkışan hava miktarına bağlı olarak, formlara periyodik olarak daha fazla epoksi eklenmesi gerekebilir. İlk 1-4 saat boyunca her 30-90 dakikada bir epoksi seviyesini kontrol edin ve gerektiğinde epoksi ekleyin.
  8. Epoksi sertleştikten sonra örneği formdan çıkarın (~5 gün).

4. Rizosfer küplerinin kesilmesi ve bölümlere kesilmesi

  1. Elmas bıçak hassasiyetinde ıslak testere kullanarak numuneyi kesin. Önceki kesimde kök elde edilirse numuneleri farklı yerlerde kesin.
  2. Kesilen numuneleri, kesim tarafında ~30 sn için kademeli olarak daha ince zımpara kağıdı (örneğin, 220, 500, 1000 ve 1500 kum) ile manuel olarak zımparalayın.
  3. LA-ICP-MS gibi teknikleri kullanarak örneklerin yüzey görüntülemesini gerçekleştirin.
    NOT: S-XRF için ince bölümler hazırlamak için, numuneleri ince bölümleri (tek veya çift yan parlatma) hazırlayabilecek bir şirkete gönderin veya aşağıda açıklandığı gibi 4.4 - 4.6 adımlarını izleyin.
  4. İstenilen numune tarafını süper tutkal kullanarak kuvars bir slayda yapıştırın ve bir gecede tedaviye izin verin.
  5. İnce bir kesit makinesi kullanarak, toprağı 2 mm kalınlıkta kaydıraklar üzerinde kesin ve ardından istediğiniz kalınlıkta (tipik olarak 30 μm) öğütün. İstenirse numune yüzeyi parlatılabilir.
  6. Bölümlerin S-XRF görüntülemesini gerçekleştirin. Görüntüleme süresine başvurmak ve kullanmak için istenen senkrotron tesisinde ve kiriş hattında uygun adımları izleyin.

Sonuçlar

Bu yöntem, sulak alan bitkilerinin köklerinde ve rizosferinde ve dökme toprağa köklerin ve kimyasal türlerin korunmasına izin verir. Bu çalışmada yöntem, pirincin rizosferinde(Oryza sativa L.) Fe ve Mn oksitler ve bitki besin maddeleri ile spesifikasyon ve birlikte lokalizasyon olarak değerlendirilmek için kullanılmıştır. Pirinç, Delaware Üniversitesi'ndeki RICE Tesisinde, As ve Cd alımını pirinç tanesine düşürmek amacıyla çeşitli toprak ve su yönetimi koşullarında pirinç yetişt...

Tartışmalar

Bu makalede, elementel görüntüleme ve/veya kimyasal spektasyon haritalaması için kullanılabilecek bir çarpma dondurma tekniği kullanarak sulak alan bitki köklerinin korunmuş dökme toprağı + rizosferlerini elde etmek için bir protokol açıklanmaktadır.

Bu yöntemin mevcut yöntemlere göre çeşitli yararları vardır. İlk olarak, bu yöntem köklerin ve çevresindeki rizosferlerin eşzamanlı olarak araştırılmasına izin verir. Şu anda, toprağı yıkayarak ve kökleri 31<...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Yazarlar, Delaware Üniversitesi ve Brookhaven Ulusal Laboratuvarı arasındaki işbirliğini desteklemek için Seyfferth ve Tappero'ya ortak tohum hibesi verildiğini kabul ediyorlar. Bu araştırmanın bazı bölümlerinde, Brookhaven Ulusal Laboratuvarı tarafından Brookhaven Ulusal Laboratuvarı tarafından DOE Bilim Ofisi için işletilen ABD Enerji Bakanlığı (DOE) Bilim Kullanıcı Tesisi Ofisi Olan Ulusal Senkrotron Işık Kaynağı II'nin XFM (4-BM) Beamline'ı kullanılmıştır. DE-SC0012704.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Copper blocksMcMaster Carr89275K42
Diamond bladeBuehler15 LC, 102 mm x 0.3 mmoperation speed: 225 rpm
Epoxy formsStruers40300085FixiForm
EpoxyEpotek301-2FL
SuperglueLoctite404
Thin sectioning machineBuehlerPetroThin
Wet sawBuehlerIsoMet 1000

Referanslar

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere - roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3 (2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -. A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

evre BilimleriSay 168arpma dondurmadondurarak kurutmaspeciation haritalamaX n floresanLA ICP MSk k plak

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır