Çalışma Roche Organ Nakli Araştırma Vakfı (ROTRF) ve Astellas araştırma bursları ile desteklenmiştir. Markus Selzner bir FBDTÖ Kariyer Geliştirme Ödülü ile desteklenmiştir. Matthias Knaak Astellas Araştırma Bursu ile desteklenmiştir. Biz Uwe Mummenhoff ve cömert destek için Birmingham ailesine teşekkür.

Protokolünün şematik bir genel görünüşü Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig1highres.jpg" /> Şekil 1. Çalışma protokolü. Karaciğer hasarı domuz çalışma tasarımı kardiyak ölüm (DCD) modelinden sonra bir bağış dayanmaktadır. Tüm karaciğer damarlarının diseksiyonu sonra, kardiyak ölüm sıcak greft iskemi 45 dakika ile takip önledi edilir. Klinik ortamda, donör ve alıcı hastaneler arasında bir ekleme taşıma taklit etmek için, aşı, soğuk, çift akıtmadan sonra, 4 saat boyunca buz üzerinde saklanır. Soğuk depolamadan sonra organ perfüzyon stabilitesini değerlendirmek için 6 saat boyunca subnormothermic perfüze edilmiştir. Bir transplant modelinde, perfüzyon zamanlı enerji depolama şarj etmek ve organ uygulanabilirliğini değerlendirmek amacıyla kısa olabilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig1large.jpg" target="_blank">tıklayın diye</a>Bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için yeniden. 1. Hayvanlar NOT: Erkek Yorkshire domuz, 30-35 kg, bu çalışma için kullanılmıştır. Tüm hayvanlar Tıbbi Araştırmalar Ulusal Derneği ve &quot;Ulusal Sağlık Enstitüleri tarafından yayınlanan &#39;Laboratuvar Hayvanları arasında Bakım Kılavuzu&#39; tarafından formüle &#39;Laboratuar Hayvan Bakımı İlkeleri&#39; ile uyumlu insancıl bakıma aldı. Toronto Genel Araştırma Enstitüsü Hayvan Bakım Komitesi, tüm çalışmalarını onayladı. 2. Organ Alma <ol><li> Perfüzyon / transplantasyon önce 1 hafta boyunca araştırma tesislerinde erkek ev Yorkshire domuz stres düzeyini azaltmak ve konut koşulları hayvanları alıştırmak için. Tesis içinde konut az 2 gün perfüzyon en sonucunu 22,23 değiştirebilecek bir stres kaynaklı fiziksel reaksiyonu, yol açacaktır. </li><li> Domuz uyutmakketamin (25 mg / kg) ve atropin (0,04 mg / kg) ve midazolama (/ kg 0.15 mg) oluşan bir karışım, bir kas içine (im) enjeksiyon yoluyla uygulanabilir. </li><li> Entübasyon öncesinde, domuz% 5 izofluran dosed O 2 kendiliğinden 2 L nefes sağlamak. Vokal kord spazmları önlemek için entübasyon öncesi% 2 lidokain 2 dk ses tellerini püskürtün. Örneğin, 35 kg&#39;lık bir domuz için 6,5 fr kullanın. trakeal tüp. Oda havasının 3-5 ml trakeal tüp engelleyin. </li><li> Entübasyon sonrası, doğru entübasyon onaylamak için Kapnometri kullanın. % 2 izofluran gazı indirin. 14-16 solunum / dk ve 10 ml / kg vücut ağırlığı bir tidal hacme vantilatör ayarlayın. </li><li> Ringer laktat çözeltisi infüzyonu (saat başına 200 mi) izin vermek için kulak damarlarının birinde bir 20 G damar içine (IV) kateter yerleştirin. Sonra domuz fırçalayın ve steril örtüler ile örtün. </li><li> Sol yanal uzantısı tarafından izlenen bir ensizyon olun. Büyük ve küçük bağırsakları kapağı ve sol tarafına taşımak için bir havlu kullanın. </li><li> Ayrı INFEanterior vena kava (IVC) ve birbirlerinden uzak aort; arka ligatı aort dalları; yalıtmak ve yapışık dokudan serbest renal arterler. </li><li> Falciforme ligament ve koter kullanılarak üçgen ligament bölün. </li><li> Pankreas ve portal ven arasındaki periton bir kesi ile portal ven bırakın. Portal ven pankreas tahliye damarları kapalı kravat. </li><li> Portal ven altında çölyak gövde incelemek ve aorta geriye izleyin. 2-0 kravat ile mezenterik arteri çevreleyecek; şube posteriora çölyak gövde için dalak ve sol gastrik arterler, surround. Portal ven kapalı çölyak gövde teşrih. </li><li> Lenfatik sızmasını önlemek için hepatoduodenal ligament içindeki lenf damarları Arter. Bağları arasında sağ gastrik arter bölün. Küçük damarları Arter. Ligamentinden safra kanalı ayırın ve distale bağlanmasından sonra bölmek. </li><li> Kalp ve çölyak tr arasındaki diyaframın arkasında aortu dissekeunk; aorta etrafında 2-0 kravat yerleştirin. </li><li> Elektro koter kullanılarak sağ tarafındaki alt kava karaciğer bırakın; cava ve karaciğer arasındaki üst kısmı için makas kullanın. </li><li> Safra kesesi çıkarın ve safra kesesi yatağından Kanayan dağlamak. </li><li> Heparin iv 1,000 IU / kg donör ağırlığı yönetmek. DCD model için Heparin verildikten sonra 40 mval KCl 3 dakika Intracardial enjeksiyonu ile kalp krizine neden. Sıcak iskemi başlangıç ​​noktası olarak ayarlayın kardiyak arrest. </li><li> Perfüzyon için, hemen sonra kalp ölümü CPDA torbalarda domuz kanı 1.6 L (sitrat, fosfat, dekstroz, adenosin) toplar. Yumuşak bir spin (frensiz 2.000 xg) gerçekleştirin. Plazma ve steril durumda (biyogüvenlik kabini sınıf II) kapsamında buffy coat çıkarın ve transfüzyon CPDA torbalarda eritrositleri saklayın. </li><li> Organ floş hatları ile cannulate portal ven ve aort. Femoral, böbrek, dalak, mezenterik ve sol gastrik sanat etrafında önceden ayarlanmış bağlarını kapalı kravateri aynı zamanda üst aorta gibi. Kalp yenerek donör (HBD) modeli için, kalp dayak koşullar altında aorta ve portal ven kateterizasyonu gerçekleştirin. </li><li> 45 dakika sıcak iskemi sonra, aort (basınç torba) ve portal ven (yer çekimi) üzerinden çift perfüzyon kullanarak Wisconsin Üniversitesi (UW) çözümü ile karaciğer yıkayın. </li><li> Uzun kalan bütün gemileri bırakarak, domuz dışarı karaciğer kesin. </li><li> Lütfen tablo hazırlanması sırasında, bir Satinsky kelepçe ve portal ven çıkış berraklaşıncaya kadar retrograd alt IVC vasıtasıyla karaciğer UW çözeltisi, yaklaşık 0.5 L çalkalama işlemi kullanarak üst IVC kelepçe. </li><li> Aort ve çölyak gövde tüm arteriyel dalları kapalı kravat. Sualtı çözeltisi, yaklaşık 0.5 L bir atardamar geri tablo basınç perfüzyon gerçekleştirin. </li><li> UW solüsyonu kullanarak safra yıkayın. </li><li> Luer Lock 1/2 &quot;x 3/8&quot; daraltıcılar kullanılarak İVK üst ve alt kısımlarını Cannulate; &quot;3/8 kullanarak portal ven ve karaciğer arter cannulate; Luer Lock x 1/4 &quot;ve 1/4&quot; x 3/8 &quot;düşürücüler. Venöz drenaj gibi, üst ve alt vena kava kullanın. </li><li> , Bir organ torbaya karaciğer yerleştirin organı çanta kapatın ve perfüzyon başlayana kadar buz üzerinde karaciğer depolar. </li></ol> 3. ex vivo Karaciğer Perfüzyon <ol><li> 2000 mi Steen solüsyonu içeren perfüzyon solüsyonu hazırlayın, 400 mi, alyuvarlar, 550 mg sodyum piruvat, 100 mi asit çözeltisi (% 10 Travasol), 10 mg kalsiyum glukonat, 1000 IE hızlı etkili insülin, 1 gr sefazolin, 500 mg metronidazol ile yıkandı, amino ve 10.000 IU heparin. Vazodilatasyon, immunsupresyona, reaktif oksijen türlerinin atma, ya da belirli çalışma protokolüne dayalı karaciğer hücre tedavisi için diğer molekülleri ekleyin. </li><li> Diyaliz bileşeni için, standart bir 3.5 mM potasyum, 25 mM bikarbonat, 27 mM glükoz ihtiva eden diyalizatın yanı sıra, 275 mg / L &#39;piruvat kullanın. </li><li> Perfüzyon devresini (şema Şekil 2) ayarlayın. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig2highres.jpg" /> Şekil 2. Devre kurmak. Başlangıç ​​ve bitiş noktası olarak ana rezervuar geliyor, perfüzyon çözüm bir oksitleyici ile bir santrifüj pompa ile tahrik edilir. Sağ çözeltinin oksijenasyon sonra, devre elektrolit homeostaz için bir diyaliz birimine çalışan daha küçük bir hattı böler ve daha büyük satır kalıntı beyaz kan hücreleri (WBC) indirgenmesi için bir lökosit filtre çalışan. Diyalizatör boyunca çalışan Çözelti ana rezervuara geri döner. Lökosit filtresinden sonra devre 2 eşit çizgiler içine tekrar böler. Bir satır hepatik arter serpmek doğrudan aort içine yüksek basınçta (yaklaşık 60 mmHg) çalışır. Diğer çizgi, ikinci bir hazneye boşaltır. Bu depodan portal ven perfüze. Portal perfüzyon basıncı (2-6 mmHg civarında) rezervuar çözümü seviyesinin yükselmesi enerjiye bağlıdır. Tüm sıvılar dr vardıraltyapı ve arka ana rezervuar içine supra-hepatik kava yoluyla ained. Ağırlık azaltılması ve homojen bir perfüzyon için, karaciğer ısı ayarlı su dolu bir havuza yerleştirilir. Geçirimsiz bir membran ile su ayrılır ve bir perfüzyon süspansiyon yüzer edilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig2large.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <ol><li> 3 L rezervuar (ana rezervuar) devrenin tüm sıvıları toplamak ve çıkışı kelepçe. </li><li> Ticari bir oksitleyici tarafından izlenen bir santrifüj pompa çıkışı bağlayın. </li><li> Oksijenatör arkasında, 2 satır halinde tüp bölünmüş. Bir diyalizatör bir hat bağlamak ve ana rezervuar içine geri boşaltın. Bir lökosit azaltma filtresi ikinci hattını bağlayın. </li><li> Hepatik arter perfüzyon çözüm sağlayan bir arteriyel hat, içine lökosit azaltma filtreden sonra hattını ve bir portal v Ayrılalımyerçekimi çıkışı ile portal ven içine akıtır ikinci bir rezervuar, perfüzyon çözüm sunuyor Venöz hattı. Portal girişi Kelepçe. </li><li> Sıvı hatırladığım için ana rezervuar drene vena kava hattına arteriyel hattını bağlayın. </li><li> Asit veya karaciğerden perfüzyon çözeltisi sızıntı toplanması için, ana deposuna bağlı bir emme hattını hazırlamak. </li></ol></li><li> Ana haznesinden çıkış kelepçesini ve perfüzyon çözeltisi ile devre doldurun. / Dak 1,500 mermi de santrifüj pompa başlatın. Perfüzyon çözüm ana rezervuar geri vena kava hattına arteriyel hat üzerinden sürücü olacaktır. Tüm hava devreyi tahrik olduğundan emin olun. </li><li> Oksitleyici gaz beslemesini açın. </li><li> Buz kapalı karaciğeri alın. Tuzlu su kullanılarak UW çözüm yıkayın. </li><li> Önlemek için ideal bir yerçekimi-serbest ortamda, gemilere erişimi kolaylaştırmak için aşağı dışbükey tarafı, karaciğer yerleştirintemas yüzeyi ile organ sıkıştırma. Bir ısı ve kısma su banyosu kullanın. 20 ° C&#39;ye kadar devre ve su banyosu içinde başlangıç ​​sıcaklığına ayarlayın. Su geçirmez bir membran ile su banyosu Kapak ve zar üzerine karaciğer yerleştirin. Perfüzyon solüsyonu ile karaciğer daldırarak yerçekimi tahrik sıkıştırma azaltın. </li><li> 1.000 mermi / dk santrifüj pompanın hızını azaltın ve arteriyel ve vena kava hatlarının bağlantısı iki kelepçe yerleştirin. Daha sonra, kıskaçlar arasında boruyu kesmek. 3-yollu konnektörü kullanılarak, her iki kava çıkışlarını katılmak ve vena kava hattına bağlayın. </li><li> , Arteriyel hattan kelepçesini baloncuklar kurtulmak için arteriyel kanül içine perfüzyon çözüm dökün ve kanül hattı bağlayın. / Dk 1.500 mermi santrifüj pompa artırın. Vena kava hattından ikinci kelepçe bırakın. </li><li> Onu doldurmak için portal venöz rezervuar kelepçesini. Perfüzyon çözeltisi portal cannu dökün Letla ve bağlayın. Portal rezervuar stabil sıvı seviyelerinin özel dikkat gösterin. </li><li> Arteriyel, portal ve vena kava kanüller Luer Kilitler basınç hatlarını bağlayın. </li><li> Fizyolojik koşulları taklit etmek için, sağ kabına tedavileri uygulanır. Artmış portal venöz glikoz degrade taklit ve glikojen sentezini 24,25 uyaran bir degrade oluşturmak amacıyla arteriyel hattına portal ven içine glikoz değil enjekte edilir. </li><li> Devresine karaciğer bağlandıktan sonra, 60 dakika içinde 33 ° C&#39;ye sıcaklığını yükseltir. </li><li> 40 mmHg yaklaşık 250 ml / dakika hızında bir arteriyel başlayan akışı için hedefliyoruz. Basıncı 70 mmHg kadar artırılır kez bu perfüzyon sırasında 700 ml / dk ulaşabilir. </li><li> Sıcaklık başlayan at, 3-5 mmHg 500-600 ml / dak portal ven akımı hedefliyoruz. Sıcaklığını yükselterek sonra, 4-6 mmHg 1.100 ml / dak kadar artacak portal venöz akışını izlemek. Physiologica Yukarıda aşan portal basıncı önlemekl değerleri (8 mmHg civarında) sinüzoidal fenestrasyonlar 26 korumak için. Organı hasar görmesini önlemek için / dak 2,000 ml üzerinde toplam akış aşan kaçının. Fonksiyonel çıkış tıkanıklığının karaciğer tıkanıklığını önlemek için ana rezervuar düşürerek -2 mmHg çıkışı ayarlayın. </li><li> Önceden belirlenmiş değerlere 27 perfüzyon çözeltisi dengeye getirilmesi amacıyla, devre diyaliz bileşeni ekleyin. 500 ml / saat diyalizat akışını ayarlayın. Perfüzyon çözüm seyreltilmiş ne de konsantre edilir ne şekilde diyaliz çıkış ayarlamak için özel bir dikkat çekmek. Perfüzyon ilk bir saat içinde ana rezervuar dikkatle izlenmesi gerekir! </li><li> O 2 (% 95-98) ve CO 2 (% 2-5) bir ana gaz karışımı bileşenini kullanarak organ fonksiyonunu kurtarmak ve korumak için doku homojen oksijenasyonu sağlamak. Karaciğer metabolizmasını ve perfüzyon sırasında pH değeri talebini değiştirir beri perfüzyon sırasında değişken gaz kullanmayın. </li><li> Başlangıcında sırasında düşük bir pH değerinde tutmakperfüzyon paradoks pH kavramı 28 ile organın korunması ve UW çözelti içinde depolamadan sonra başlangıç ​​tarihi, fizyolojik pH reoksijenasyonun altında hızlı bağlantı kaynaklanabilir, ciddi doku hasarı önlemek için, organ 7 &#39;nin altında bir pH değeri asidotik CO kısmi basıncını ayarlama var 2 sürekli olarak 25-30 mmHg kadar pH 1 saat içinde, fizyolojik bir seviyeye ulaşacak şekilde. </li><li> Perfüzyon çözeltisinin standart bikarbonat fizyolojik konsantrasyon elde etmek için devreye sodyum ya da potasyum bikarbonat ekleyin. Dikkatle tekrarlayan kan gazı ve elektrolit kontrolü altına enjekte edilir. </li><li> Periyodik venöz ve arteriyel kan gazı ve AST analizleri ile perfüzyon izleyin. Venöz PO 2 perfüzyon sırasında 175 mmHg üzerinde kalır. Vasküler akım ve basıncın izlenmesi ve sürekli vasküler dirençte tarafından istikrarlı bir perfüzyon unutmayın. </li><li> 8 saat kadar kararlı perfüzyon sistemi tutun. Ex vivo olarak perfüzyon periyodunun sonunda, serin20 ° C perfüzyon sistemi aşağı ve karaciğer devrenin boru bağlantısını kestikten sonra, buz gibi soğuk UW solüsyonu ile ikili olarak karaciğer perfüzyon çözüm yıkayın. Bir kez daha, steril bir organ torbaya buz üzerine yerleştirilmiş karaciğer saklayın. </li></ol>

<ol>
	<li>Qiu, J., Ozawa, M., Terasaki, P. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+in+the+United+States.">Liver transplantation in the United States.</a> Clinical Transplants. , 17-28 (2005).</li><li>Maheshwari, A., Maley, W., Li, Z., Thuluvath, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biliary+complications+and+outcomes+of+liver+transplantation+from+donors+after+cardiac+death.">Biliary complications and outcomes of liver transplantation from donors after cardiac death.</a> Liver Transpl. 13 (12), 1645-1653 (2007).</li><li>Reich, D. J., Hong, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+status+of+donation+after+cardiac+death+liver+transplantation.">Current status of donation after cardiac death liver transplantation.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (3), 316-321 (2010).</li><li>Grewal, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+using+controlled+donation+after+cardiac+death+donors:+an+analysis+of+a+large+single-center+experience.">Liver transplantation using controlled donation after cardiac death donors: an analysis of a large single-center experience.</a> Liver Transpl. 15 (9), 1028-1035 (2009).</li><li>Nguyen, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+outcomes+of+donation+after+cardiac+death+liver+allografts+from+a+single+center.">Long-term outcomes of donation after cardiac death liver allografts from a single center.</a> Clin Transplant. 23 (2), 168-173 (2009).</li><li>Heidenhain, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+of+and+risk+factors+for+ischemic-type+biliary+lesions+following+orthotopic+liver+transplantation.">Incidence of and risk factors for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation.</a> Transpl Int. 23 (1), 14-22 (2010).</li><li>Moench, C., Uhrig, A., Lohse, A. W., Otto, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CC+chemokine+receptor+5delta32+polymorphism-a+risk+factor+for+ischemic-type+biliary+lesions+following+orthotopic+liver+transplantation.">CC chemokine receptor 5delta32 polymorphism-a risk factor for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 10 (3), 434-439 (2004).</li><li>Iacob, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic,+immunological+and+clinical+risk+factors+for+biliary+strictures+following+liver+transplantation.">Genetic, immunological and clinical risk factors for biliary strictures following liver transplantation.</a> Liver Int. 32 (8), 1253-1261 (2012).</li><li>Heidenhain, C., Puhl, G., Moench, C., Lautem, A., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokine+Receptor-5Delta32+Mutation+is+No+Risk+Factor+for+Ischemic-Type+Biliary+Lesion+in+Liver+Transplantation.">Chemokine Receptor-5Delta32 Mutation is No Risk Factor for Ischemic-Type Biliary Lesion in Liver Transplantation.</a> J Transplant. , (2009).</li><li>Hashimoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+tissue+plasminogen+activator+in+liver+transplantation+from+donation+after+cardiac+death+donors.">Use of tissue plasminogen activator in liver transplantation from donation after cardiac death donors.</a> Am J Transplant. 10 (12), 2665-2672 (2010).</li><li>Staib, W., Scholz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Stoffwechsel der perfundierten Leber. , (1968).</li><li>Brauer, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver.">Liver.</a> Annu Rev Physiol. 18, 253-278 (1956).</li><li>Boehnert, M. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+acellular+ex+vivo+liver+perfusion+reduces+liver+and+bile+duct+injury+of+pig+livers+retrieved+after+cardiac+death.">Normothermic acellular ex vivo liver perfusion reduces liver and bile duct injury of pig livers retrieved after cardiac death.</a> Am J Transplant. 13 (6), 1441-1449 (2013).</li><li>Guarrera, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+machine+preservation+in+human+liver+transplantation:+the+first+clinical+series.">Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: the first clinical series.</a> Am J Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).</li><li>Fondevila, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+oxygenated+machine+perfusion+in+porcine+donation+after+circulatory+determination+of+death+liver+transplant.">Hypothermic oxygenated machine perfusion in porcine donation after circulatory determination of death liver transplant.</a> Transplantation. 94 (1), 22-29 (2012).</li><li>Rougemont, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One+hour+hypothermic+oxygenated+perfusion+(HOPE)+protects+nonviable+liver+allografts+donated+after+cardiac+death.">One hour hypothermic oxygenated perfusion (HOPE) protects nonviable liver allografts donated after cardiac death.</a> Ann Surg. 250 (5), 674-683 (2009).</li><li>Chung, W. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addition+of+a+kidney+to+the+normothermic+ex+vivo+perfused+porcine+liver+model+does+not+increase+cytokine+response.">Addition of a kidney to the normothermic ex vivo perfused porcine liver model does not increase cytokine response.</a> J Artif Organs. 15 (3), 290-294 (2012).</li><li>Brockmann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+perfusion:+a+new+paradigm+for+organ+preservation.">Normothermic perfusion: a new paradigm for organ preservation.</a> Ann Surg. 250 (1), 1-6 (2009).</li><li>Hessheimer, A. J., Fondevila, C., Garc&#237;a-Valdecasas, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracorporeal+machine+liver+perfusion:+are+we+warming+up.">Extracorporeal machine liver perfusion: are we warming up.</a> Curr Opin Organ Transplant. 17 (2), 143-147 (2012).</li><li>Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex-vivo+normothermic+liver+perfusion:+an+update.">Ex-vivo normothermic liver perfusion: an update.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).</li><li>Swindle, M. M., Smith, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Best+practices+for+performing+experimental+surgery+in+swine.">Best practices for performing experimental surgery in swine.</a> J Invest Surg. 26 (2), 63-71 (2013).</li><li>Smith, A. C., Swindle, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+swine+for+the+laboratory.">Preparation of swine for the laboratory.</a> ILAR J. 47 (4), 358-363 (2006).</li><li>Cywes, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+intraportal+glucose+infusion+on+hepatic+glycogen+content+and+degradation,+and+outcome+of+liver+transplantation.">Effect of intraportal glucose infusion on hepatic glycogen content and degradation, and outcome of liver transplantation.</a> Ann Surg. 216 (3), 235-246 (1992).</li><li>Ishida, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+oral,+peripheral+intravenous,+and+intraportal+glucose+on+hepatic+glucose+uptake+and+insulin+and+glucagon+extraction+in+conscious+dogs.">Differential effects of oral, peripheral intravenous, and intraportal glucose on hepatic glucose uptake and insulin and glucagon extraction in conscious dogs.</a> J Clin Invest. 72 (2), 590-601 (1983).</li><li>Morsiani, E., Aleotti, A., Ricci, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Haemodynamic+and+ultrastructural+observations+on+the+rat+liver+after+two-thirds+partial+hepatectomy.">Haemodynamic and ultrastructural observations on the rat liver after two-thirds partial hepatectomy.</a> J Anat. 4 (Pt 4), 507-515 (1998).</li><li>Sch&#246;n, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+after+organ+preservation+with+normothermic+extracorporeal+perfusion.">Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion.</a> Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).</li><li>Currin, R. T., Gores, G. J., Thurman, R. G., Lemasters, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+by+acidotic+pH+against+anoxic+cell+killing+in+perfused+rat+liver:+evidence+for+a+pH+paradox.">Protection by acidotic pH against anoxic cell killing in perfused rat liver: evidence for a pH paradox.</a> FASEB J. 5 (2), 207-210 (1991).</li><li>Derveaux, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+ex+vivo+vascular+resistance+reflect+viability+of+non-heart-beating+donor+livers?.">Does ex vivo vascular resistance reflect viability of non-heart-beating donor livers?.</a> Transplant Proc. 37 (1), 338-339 (2005).</li><li>Guarrera, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+Machine+Preservation+of+Human+Liver+Allografts:+Markers+of+Reperfusion+Injury+[abstract#+1282].">Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282].</a> Am J Transpl. 7, 476 (2007).</li><li>Tolboom, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subnormothermic+machine+perfusion+at+both+20&#176;C+and+30&#176;C+recovers+ischemic+rat+livers+for+successful+transplantation.">Subnormothermic machine perfusion at both 20&#176;C and 30&#176;C recovers ischemic rat livers for successful transplantation.</a> J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).</li><li>Vollmar, B., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hepatic+microcirculation:+mechanistic+contributions+and+therapeutic+targets+in+liver+injury+and+repair.">The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair.</a> Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).</li><li>Jamieson, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+steatosis+and+normothermic+perfusion-preliminary+experiments+in+a+porcine+model.">Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model.</a> Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

DCD karaciğer nakli taklit eden bir domuz modelinde, biz göstermiştir ki istikrarlı perfüzyon parametreleri, az hepatosit hasarı, ve aktif hepatik metabolizmasında hücresel perfüzyon çözüm sonuçları ile subnormothermic karaciğer perfüzyon. Kurmak Bizim subnormothermic perfüzyon hepatosellüler homeostazını ve metabolizmayı kurtarmak için kanıtlanmıştır. Glikojen depo restore ve metabolitleri atılır. Koruma tekniği olarak ex vivo karaciğer perfüzyon ilk kez organ korunması ve transplantasyon öncesinde sırasında greft fonksiyonu ve yaralanma belirteçleri değerlendirmek için bir fırsat sunuyor. Greft perfüzyon homojenlik makroskopik değerlendirmenin yanında, akış değerleri greft canlılığı iyi bir göstergesi ve 29 önce uğradığı iskemik hasarın kapsamını sağlar. Oksijen tüketimi ve safra üretimi metabolik fonksiyonu göstergeleridir. AST gibi karaciğer enzimleri olarak kullanılabilirhepatosellüler hasarın 30 derece ve dinamiklerini sess. Bu kapsamlı greft değerlendirme transplantable ve non-transplantable marjinal organlar arasında güvenilir bir ayrımcılığa izin verebilir. Sıcaklık metabolizma gibi ATP ve glikojen sentezini sağlamak için yeterlidir çünkü bizim perfüzyon sisteminde 33 ° C arasında bir sıcaklık tercih subnormothermic. Aynı zamanda, işemik yaralanmaya karşı ek koruma sağlar normotermik perfüzyon ayarlarına göre azalmış oksijen ihtiyacını içerir. Genel olarak, 30 ° C&#39;nin üzerindeki sıcaklıklar perfüzyon soğuk iskemik hasarı en aza indirmek ve yeterli metabolik aktivitesi 31 sunduğu gösterilmiştir. Diğer gruplara aksine, biz perfüzeye olarak tam kan yoktu, ama yıkanmış ve süzülmüş kırmızı kan hücreleri ile bir normoaktif-ozmotik albümin çözeltisi (Steen). Plazma bileşenleri hariç olarak, trombositler ve lökositler tarafından, perfüzyon çözeltisi kesilirex vivo perfüzyon sırasında pro-enflamatuar sinyalini en aza indirmek için imzaladı. Greft değerlendirilmesine ek olarak, birkaç saat boyunca sabit perfüzyon koşullar aşı tedavisi sağlar. Çok sayıda moleküller deneysel koşullar altında 32 reperfüzyon hasarı azaltmak için göstermiştir. Ancak, hemen hemen hiçbir tedavi rejimi henüz klinik uygulamaya yolunda yaptı. Bir nedeni, soğuk depolama sırasında bu tedavileri uygulamak için fırsat eksikliği gibi görünüyor. Bir eks vivo perfüzyon sistemine bir metabolik açıdan aktif karaciğer tedavinin herhangi bir uygulama için en uygunudur. Bu bağlamda, sadece tedavi of Kupffer hücre etkinliği ya da reaktif oksijen türlerinin atma zayıflama gibi reperfüzyon koşulların iyileştirilmesi için olan düşünülebilir, ancak aynı zamanda gen tedavisi gibi tedaviler Hepatit C tekrarlamasına karşı, örneğin greft, hale geçmektedir. Diğer potansiyel stratejiler ex vivo perfüzyon sırasında steatoz üzerine azalma içerebilirdönem 33. Özet olarak, ex vivo olarak karaciğer perfüzyon soğuk iskemik hasarı en aza indirmek için ve karaciğer nakli öncesinde marjinal karaciğer greft değerlendirmek için yeni bir stratejidir. Ex vivo perfüzyon ayarı tamir ve transplantasyon durum greftler önce eşsiz bir fırsat sunuyor.

Karaciğer transplantasyonu son dönem karaciğer hastalığı veya gelişmiş hepatosellüler karsinom hastalarının tek tedavi seçeneğidir. Son 25 yıldır, bekleme listesi aday sayısı giderek artmış ve mevcut greft sayısını aştı. Kalp atışlarım donörlerin sayısı son on yılda azalmıştır. Aynı zamanda, kardiyak ölüm (DCD) sonra bağış marjinal greft, yanı sıra eski ve yağlı karaciğerin numaraları 1,2 artmıştır. Marjinal greftler sık ​​sık primer greft olmayan veya gecikmiş fonksiyonunun daha yüksek şans karaciğer nakli için reddedilir. DCD greft iskemik tip biliyer darlıkların (ITBS) gelişimi özel kaygı vericidir. Konvansiyonel statik soğuk muhafaza tekniğiyle, ITBS DCD greft yaklaşık% 10-40 görülür. Hastaların çoğunda, ITBS yeniden nakli veya hasta ölüme yol açar. Özellikle uzun süreli sıcak ve soğuk iskemik süreleri riskiITBS 3-7 faktörleri. Ek risk faktörleri olarak 7-10 Donör yaşı, ve koruma solüsyonu seçimi (CCR5 delta 32 gibi) genetik yatkınlığı da tartışılmıştır. Peribiliary kapların kısmi plaklarının DCD transplantasyon greft sonra 11 ITBS için potansiyel bir mekanizma olarak önerilmiştir. Karaciğer nakli klinik tanıtılmasından önce, ex vivo karaciğer perfüzyonlar karaciğer metabolizmasını ve fizyolojisini 12,13 incelemek için kullanılmıştır. Karaciğer nakli 1960 yılında klinik ortamda kendi yolunu buldu sonra, sayısız girişimleri fizyolojik beslenme ve oksijenlenme koşullarını taklit ederek koruma yöntemi olarak ex vivo karaciğer perfüzyon kullanmak için yapılmıştır. Marjinal greft korunması için kendi programını son on yılda araştırılmıştır, ancak standart klinik bakım ulaşmadı. Biz son zamanlarda D safra kanalı yaralanması bir azalma tarifEx vivo CD karaciğer nakli korunmasını 14 perfüze. Perfüzyon çözümü ile ilgili farklı yaklaşımlar yapılmıştır. Seçim Wisconsin solüsyonu, IGL çözeltisi veya Steen çözelti 14-19 makine Üniversitesi gibi hücresel olmayan tedavisi için, bir verici hayvanın tam kan ya da plazma ı ile de kombinasyon halinde eritrosit gibi hücresel çözümler arasında değişir. Sıcaklık 4-37 ° C&#39;de 20 arasında değişir. Hipotermik, subnormothermic ve normotermik de isimlendirme çok değişken ve tutarsız olduğunu. Tüm farklı teknikler, çözümler ve sıcaklık ayarları 1) istikrarlı perfüzyon koşulları, 2) yeterli oksijenlenme ve organ fonksiyonlarının 3) yeniden kurulması hedefliyoruz. Geliştirilmiş koruma kapasitesi yanı sıra normotermik ve subnormothermic perfüzyon sırasında organ değerlendirilmesi ve tedavi yeteneği yüksek teknik karmaşıklığı ve hipotermik perfüzyon 20,21 oranla maliyetleri ile karşı karşıya. Biz son 4 yılda subnormothermic ex vivo karaciğer perfüzyon sistemi geliştirdik. Sistem hepatik enerji içeriği &quot;şarj&quot; 1) için kullanılabilir, 2) Transplantasyon öncesinde marjinal karaciğerleri onarmak) greft kalitesini değerlendirmek, ve 3 için. Aşağıdaki protokol istikrarlı bir hepatik perfüzyon için tüm bilgileri içerir.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>circuit</td>
			<td>Maquet (Hirrlingen, GER)</td>
			<td>custom made</td>
			<td>main reservoir (3L, 3/8&#34; outflow)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>portal reservoir (1.5L, 1/4&#34;, outflow)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>centrifugal pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>oxygenator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>leukocyte filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing (1/4&#34; x 1/16&#34;)</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td>MED7506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing (3/8&#34; x 3/32&#34;)</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td>MED7536</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing connectors</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td></td>
			<td>various sizes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dialysis filter, Optiflux F160NR</td>
			<td>Fresenius Medical Care (Waltham, MA)</td>
			<td>F160NR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STEEN solution</td>
			<td>XVIVO (G&#246;teborg, SWE)</td>
			<td>19004</td>
			<td>2L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dialysis acid concentrate A</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>D12188M</td>
			<td>45ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amino acid, Travasol 10%</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>JB6760</td>
			<td>100ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Pyruvate</td>
			<td>Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)</td>
			<td>P2256</td>
			<td>1.1g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON)</td>
			<td>10750</td>
			<td>40000 iU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Gluconate</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td>
			<td>C31110</td>
			<td>10mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fast acting Insulin</td>
			<td>various vendors</td>
			<td></td>
			<td>1000 iU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazoline</td>
			<td>various vendors</td>
			<td></td>
			<td>1g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metronidazole</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>JB3401</td>
			<td>500mg</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts

Karaciğer nakli başarısı dramatik bir organ sıkıntısı sonuçlandı. En nakli bölgelerde karaciğer nakli için bekleme listesinde olan hastalarda% 20-30 bir organ nakli almadan ölmek ya da hastalığın ilerlemesi için delisted edilir. Donör havuzu artırmak için bir strateji gibi kardiyak ölüm (DCD) sonra yağlı karaciğerleri, yaşlı donörden greft veya bağış gibi marjinal greft, kullanılmasıdır. Soğuk statik depolama mevcut korunması tekniği sadece kötü önemli organ hasarına neden marjinal karaciğerinin tarafından tolere edilir. Buna ek olarak, soğuk statik depolama organı greft değerlendirme ya da transplantasyon öncesinde onarım izin vermez. Soğuk statik koruma Bu eksiklikler, soğuk iskemik hasarını azaltmak korunması sırasında karaciğer greft değerlendirmek ve transplantasyon öncesinde marjinal karaciğerlerine onarmak için fırsatı keşfetmek için sıcak perfüze organ korunması bir ilgi tetikledi. Optimal presEmin ve akış koşulları, perfüzyon sıcaklık, perfüzyon çözeltisi bileşimi ve bir oksijen taşıyıcı için ihtiyaç geçmişte tartışmalı olmuştur. Çeşitli hayvan çalışmalarında umut verici sonuçlara rağmen, karmaşıklığı ve maliyeti kadar daha geniş bir klinik kullanımlarını önlemiştir. Son zamanlarda, gelişmiş teknoloji ve ex vivo perfüzyon sırasında karaciğer fizyolojisinin daha iyi anlaşılması ile sıcak karaciğer perfüzyon sonucu geliştirilmiş ve sürekli iyi sonuçlar elde edilebilir. Bu kağıt domuz karaciğer alma, depolama teknikleri, ve izole karaciğer perfüzyon hakkında bilgi verecek. Biz gereksinimleri organa yeterli oksijen kaynağı sağlamak için) bir göstermek, b) perfüzyon makine ve perfüzyon çözümü ve izole organ c) biyokimyasal yönleri hakkında teknik hususlar.

Aşağıda, önceden subnormothermic ex vivo perfüzyon başlamasından 45 dakika Ilık ve 4 saat soğuk iskemi sonrasında DCD-greft ile 5 perfüzyon deneylerin sonuçlarını sunmak. Bir ex vivo karaciğer perfüzyon için ana hedefi organa yeterli oksijen kaynağı sağlamaktır. İskemi böylece perfüzyon direncini arttırarak, vazokonstriksiyona neden olur. Istikrarlı baskılarla sürekli damar akımlarını sağlanması yeterli oksijenlenme iyi bir göstergedir. 1-2 saatlik bir başlangıç ​​süresi boyunca perfüzyon çözeltisi ve organın karaciğer damar direncini deceases 33 ° C kadar ısıtılır. 33 ° C hedef sıcaklık elde edildikten sonra, akım değerleri 6 saat perfüzyon süresi (Şekil 3A-3D) geri kalanı için bir sabit, yaklaşık fizyolojik mesafeden daha anlamlıdır. Aynı zamanda, bir organ, metabolik olarak aktif hale gelir. Şekil 4A, venöz po &lt;göstermektedirsub&gt; 2, oksijen tüketimi bir belirteci. Sabit bir plato ilk 2 saat içinde venöz pO2 düşer. Bu konumda, metabolik açıdan aktif, karaciğer içinde safra (Şekil 4B) üretmeye başlar. Diyalizörler dengeli elektrolit homeostazisini (Şekil 4C-4D) sağlar. Bir başlangıç ​​hiperkalemi hızla tesviye edilir. Çevrimiçi AST ölçüm hepatosellüler hasarın izlenmesi olarak hizmet vermektedir. 5 görüntüler tüm perfüzyon dönemi boyunca sadece sığ bir doğrusal AST artışı Şekil. Perfüzyon 6 saat sonra, H &amp; E boyama hepatosit nekroz &lt;dokunulmamış lobular ve sinüzoidal bir yapı (Şekil 6) ile% 5 ortaya koymaktadır. Aynı zaman noktasında PAS boyanması, soğuk muhafaza DCD greft (Şekil 7) olarak tükenmiş depolama ile karşılaştırıldığında hücresel glikojen depolama doldurulan gösterir. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/51419/51419fig3highres.jpg" /> Şekil 3. Perfüzyon akışları ve basınç (n = 5, hata çubukları standart sapmayı göstermektedir). (A, B) Karaciğer arter (HA), akış ve basınç ısınma aşamasında, ilk 1-2 saat içinde, akış sabit basınçta artar ve daha sonra sabittir. Portal ven basıncının azaltılması (C) bakıldığında, perfüzyon sonuna doğru HA akış artış olduğu bir karaciğer otoregülatör tepki olabilir. (C, D) boyunca HA akışına karşılık gelen portal ven (PV) akışı artar ısınma ilk 2 saat. Baskılar nispeten istikrarlı kalır. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig4highres.jpg" /> Şekil 4. İzleme parametreleri (n = 5, hata çubukları standart sapmayı göstermektedir). Venöz pO2 oksijen ihtiyacı ve metabolik aktivite bir işaretleyici ısınmanın ilk aşaması olan azaldıkça nedeniyle aktive Cellula (A)r metabolizması; bu daha sonra sabit kalır metabolik faaliyetinin bir belirleyicisi olarak (B) &#39;Safra üretim perfüzyon birinci ve ikinci saat arasında, bu şekilde, 30 ° C sıcaklık altında başlar ve (C, D) diyaliz elektrolit homeostazı sağlar..; ilk hiperkalemi hızla dengelenir. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/51419/51419fig5highres.jpg" /> Şekil 5. AST (n = 5, hata çubukları standart sapmayı göstermektedir) AST hepatoselüler hasarın duyarlı bir göstergesidir.; Sığ bir artış, ex vivo perfüzyon sırasında herhangi bir önemli yaralanmaya göstermektedir. <img alt="Şekil 6," src="/files/ftp_upload/51419/51419fig6highres.jpg" /> Şekil 6. H &amp; E boyama (20X büyütme). Sıcak iskemi öncesi (A) Sham karaciğer örnek, bozulmamış architectur ile bir temsilci karaciğer lopçukör. (B), Karaciğer örnek sıcak iskemi, 45 dakika soğuk iskemi, 4 saat ve subnormothermic perfüzyon 6 saat sonra lobuler nekroz ve en az sayıda hücre şişmesi olmadan sağlam, sinüzoidal alanlarda hafif göre büyüdüğü sahte örnek.

Watch this Scientific Journal Video about Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts at JoVE.com

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Bu tür yağlı karaciğerleri, yaşlı donörden greft veya kardiyak ölüm (DCD) sonra alınan karaciğerinin Marjinal greftler, sadece kötü konvansiyonel, soğuk statik depolama tahammül. Biz transplantasyon öncesinde marjinal karaciğer greft korunması, değerlendirilmesi, ve onarımı için subnormothermic ex vivo karaciğer perfüzyon yeni bir model geliştirdi.

Subnormothermic Tekniği<em&gt; Ex vivo</em&gt; Karaciğer Depolama, Değerlendirme Perfüzyon ve Marjinal Karaciğer Greft Onarımı

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

technique-subnormothermic-ex-vivo-liver-perfusion-for-storage

Research

JoVE Journal

Medicine

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

14.6K Görüntüleme.  Toronto General Hospital.  Bu tür yağlı karaciğerleri, yaşlı donörden greft veya kardiyak ölüm (DCD) sonra alınan karaciğerinin Marjinal greftler, sadece kötü konvansiyonel, soğuk statik depolama tahammül. Biz transplantasyon öncesinde marjinal karaciğer greft korunması, değerlendirilmesi, ve onarımı için subnormothermic ex vivo karaciğer perfüzyon yeni bir model geliştirdi. 

Video: Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an extended perfusion period is challenging. We have added the kidney to our previous ex vivo perfused liver experiment model to reproduce a more accurate physiological state for prolonged experiments without using live animals. Five intact livers and kidneys were retrieved post-mortem from sacrificed pigs on different days and perfused for a minimum of 6 hr. Hourly arterial blood gases were obtained to analyze pH, lactate, glucose and renal parameters. The primary endpoint was to investigate the effect of adding one kidney to the model on the acid base balance, glucose, and electrolyte levels. The result of this liver-kidney experiment was compared to the results of five previous liver only perfusion models. In summary, with the addition of one kidney to the ex vivo liver circuit, hyperglycemia and metabolic acidosis were improved. In addition this model reproduces the physiological and metabolic responses of the liver sufficiently accurately to obviate the need for the use of live animals. The ex vivo liver-kidney perfusion model can be used as an alternative method in organ specific studies. It provides a disconnection from numerous systemic influences and allows specific and accurate adjustments of arterial and venous pressures and flow.

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Study of the animal organ physiology can be achieved by performing an experimental ex vivo perfusion system. The addition of a porcine kidney, as a homeostatic organ to our previously developed ex vivo liver perfusion model can be a principal step to achieve a better physiological environment.

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an ...

Tıp

Isolated Hepatic Perfusion as a Treatment for Liver Metastases of Uveal Melanoma

Isolated hepatic perfusion (IHP) is a procedure where the liver is surgically isolated and perfused with a high concentration of the chemotherapeutic agent melphalan. Briefly, the procedure starts with the setup of a percutaneous veno-venous bypass from the femoral vein to the external jugular vein. Via a laparotomy, catheters are then inserted into the proper hepatic artery and the caval vein. The portal vein and the caval vein, both supra- and infrahepatically, are then clamped. The arterial and venous catheters are connected to a heart lung machine and the liver is perfused with melphalan (1 mg/kg body weight) for 60 min. This way it is possible to locally perfuse the liver with a high dose of a chemotherapeutic agent, without leakage to the systemic circulation.
In previous studies including patients with isolated liver metastases of uveal melanoma, an overall response rate of 33-100% and a median survival between 9 and 13 months, have been reported. The aim of this protocol is to give a clear description of how to perform the procedure and to discuss IHP as a treatment option for liver metastases of uveal melanoma.

Here, we present a protocol how to perform an isolated liver perfusion (IHP) with melphalan and we also discuss IHP as a treatment option for liver metastases of uveal melanoma.

Uveal Melanom Karaciğer Metastazlı için bir tedavi olarak izole Karaciğer Perfüzyon

Isolated hepatic perfusion (IHP) is a procedure where the liver is surgically isolated and perfused with a high concentration of the chemotherapeutic ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Donör karaciğerleri Ex Situ Normotermik Makinesi Perfüzyonu

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 &#176;C.

We describe a method of ex vivo machine perfusion of human liver grafts at subnormothermic temperature (21 &#176;C).

Subnormothermic Makine Perfüzyon Yoluyla Fonksiyonel İnsan Karaciğer Koruma ve Kurtarma

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation.  Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normotermik<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Böbrek Koruma Böbrek Nakli Perfüzyon önce greftler

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Bir Sıçan Karaciğer Hilar Kelepçe Modeli Kullanılarak Doğrudan Segmental İçi hepatik Dağıtım Yöntemi

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

Assessment of Plasma Coagulation on Liver Tissue in a Large Animal Model In Vivo

Plasma coagulation as a form of electrocautery is used in liver surgery for decades to seal the large liver cut surface after major hepatectomy to prevent hemorrhages at a later stage. The exact effects of plasma coagulation on liver tissue are only poorly examined. In our porcine model, the coagulation effects can be examined close to the clinical application. A combined laser Doppler flowmeter and spectrophotometer documents microcirculation changes during coagulation at 8 mm tissue depth noninvasively, providing quantifiable information about hemostasis beyond the subjective clinical impression. The temperature at coagulation site is assessed with an infrared thermometer prior and post coagulation and with a thermographic camera during coagulation, a measurement of the gas beam temperature is not possible due to the upper threshold of the devices. The depth of coagulation is measured microscopically on hematoxylin/eosin stained sections after calibration with an object micrometer and gives an exact information about the power setting-coagulation depth-relation. The sealing effect is examined on the bile ducts as it is not possible for a plasma coagulator to seal larger blood vessels. Burst pressure experiments are carried out on explanted organs to rule out blood pressure related effects.

Assessment of Plasma Coagulation on Liver Tissue in a Large Animal Model In Vivo

Here we present a protocol to experimentally assess plasma coagulation in liver tissue in vivo. In a porcine model, microcirculation is examined by laser Doppler, coagulation depth is measured histologically, temperature at coagulation site by infrared thermometer and thermographic camera, and duct sealing effect is documented by burst pressure experiments.

Plazma koagülasyon büyük hayvan modeli Vivo içinde karaciğer dokusu üzerinde değerlendirilmesi

Plasma coagulation as a form of electrocautery is used in liver surgery for decades to seal the large liver cut surface after major hepatectomy to prevent ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Ex Vivo Normothermic karaciğer perfüzyon küçük bir hayvan Model

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Murine Precision-Cut Liver Slices as an Ex Vivo Model of Liver Biology

Understanding the mechanisms of liver injury, hepatic fibrosis, and cirrhosis that underlie chronic liver diseases (i.e., viral hepatitis, non-alcoholic fatty liver disease, metabolic liver disease, and liver cancer) requires experimental manipulation of animal models and in vitro cell cultures. Both techniques have limitations, such as the requirement of large numbers of animals for in vivo manipulation. However, in vitro cell cultures do not reproduce the structure and function of the multicellular hepatic environment. The use of precision-cut liver slices is a technique in which uniform slices of viable mouse liver are maintained in laboratory tissue culture for experimental manipulation. This technique occupies an experimental niche that exists between animal studies and in vitro cell culture methods. The presented protocol describes a straightforward and reliable method to isolate and culture precision-cut liver slices from mice. As an application of this technique, ex vivo liver slices are treated with bile acids to simulate cholestatic liver injury and ultimately assess the mechanisms of hepatic fibrogenesis.

This protocol provides a simple and reliable method for the production of viable precision-cut liver slices from mice. The ex vivo tissue samples can be maintained under laboratory tissue culture conditions for multiple days, providing a flexible model to examine liver pathobiology.

Karaciğer Biyolojisi Ex Vivo Modeli olarak Murine Precision-Cut Karaciğer Dilimleri

Understanding the mechanisms of liver injury, hepatic fibrosis, and cirrhosis that underlie chronic liver diseases (i.e., viral hepatitis, non-alcoholic ...

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ shortages and increasing numbers of patients being listed for PTx, new strategies are needed to increase the number of available grafts for transplantation. 
Static cold storage (SCS) is considered the gold standard for standard criteria organs. However, standard criteria donors (SCD) are becoming scarce and new strategies that can increase the rate of organ acceptance from extended criteria donors (ECD) are urgently needed. 
Normothermic ex vivo perfusion (NEVP) is one of the strategies that has become increasingly popular over the past couple of decades. This preservation method has already been used successfully in other organs (liver, kidneys, and lungs) but has been minimally explored in pancreas transplantation. The few papers that describe the method for pancreas show little success, edema being one of the major issues. The following manuscript describes the successful NEVP method and setup developed by our group to perfuse swine pancreas.

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Normothermic ex vivo machine perfusion (NEVP) has scarcely been explored for the preservation of pancreas allografts. We present an innovative preservation technique for pancreas allografts before transplantation.

Transplantasyon Öncesi Pankreas Allogreftlerinin Korunması için Normothermic Ex Vivo Pankreas Perfüzyonu

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ ...