We thank the Western University of Health Sciences for the Intramural Grant.

Aşağıda açıklanan protokol rehberlik ve Batı Üniversitesi Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu onayı altında yürütülür. Bütün deneyler ilgili tüm kurallar, yönetmelik ve düzenleyici kurumlar ile uyumlu yapılmaktadır. 1. Hücre Kültürü <ol><li> Komple ortam hazırlanması <ol><li> Sınıf biyolojik güvenlik kabini kullanılarak aseptik olarak RPMI medyum 500 ml&#39;lik bir şişeye fetal sığır serumu (FBS) ve penisilin streptomisin (P / S) eklenerek tam bir ortam hazırlar. dönen hafifçe karıştırın. Her bir ek nihai konsantrasyonu% 10 FBS ve% 1 P / S (hac / hac). Örneğin, 56 ml FBS ve 6 ml P / S ile medya 500 ml tamamlar. </li><li> 37 ° C sıcaklıkta bir su banyosu içinde tam orta yerleştirin. </li></ol></li><li> Çözülme ve yayılan Hücreler <ol><li> sıvı azot PANC-1 GFP hücreleri alın. 37 ° C sıcaklıkta bir su banyosu içinde yavaşça sallanarak şişe çözülme. Not:(- 3 dakika, yaklaşık 2) Çözülme hızlı olmalıdır. </li><li> Etiket, T-75 şişeler, (a) hücre hattı adı, (B) geçiş sayısı, (c) güncel, ve (d) Araştırmacının baş ile birlikte kullanılmak üzere. </li><li> Bir Biyogüvenlik kabini için% 70 etanol ve transfer flakon ile flakon silin. </li><li> Hücreler yaymak 15 ml konik tüp tam orta 9.0 ml ekleyin. 1.0 ml pipet kullanarak dikkatli bir şekilde hücre süspansiyonu transferi ve tam ortam 9 ml asın. </li><li> Oda sıcaklığında 8 dakika boyunca 125 x g&#39;de santrifüjleyin. Bir biyogüvenlik kabini konik flakon transfer ve pelet bozmadan süpernatant aspire. </li><li> hafifçe yukarı ve aşağı süspansiyon pipetleme taze tamamlanmış besiyeri 10 ml pelet askıya. </li><li> Bir hemasitometre ile hücre sayımı 2.1 x 10 6 hücre / şişe yoğunluğunda, T-75 şişelerinde bunları plaka. 37 ° C&#39;de bir inkübatör içine yerleştirilir ve% 5 CO2. </li><li> gözle ve mikroskopla günlük hücreleri izleyin. grip iseyenileme gerekli id, aseptik şişesi tam büyüme ortamı aspire ve atın. Taze tam orta eşit miktarda ekleyin. </li></ol></li><li> Hücreler yayılan <ol><li> Aseptik olarak şişesi bulunan ortamı çıkarın. hücreleri durulayın ve atmak için Dulbecco fosfat tamponlu salin (DPBS) içinde 5 ml. </li><li> % 0.25 tripsin 3 ml ekleyerek şişeden hücreler ayırın. 5 ila 10 dakika boyunca 37 ° C&#39;de tripsin ve% 5 CO2 ihtiva eden bir şişeye inkübe edin. </li><li> mikroskobu (10X büyütme) altında hücreleri gözlemleyin ve yuvarlak ve yerinden sağlamak. </li><li> tam orta eşit hacimde ekleyerek tripsin nötralize ve yavaşça yukarı ve aşağı pipetleme öbekler kırmak. </li><li> Bir hemasitometre kullanarak hücreleri saymak ve 1.2.7 belirtilen hücre yoğunluğunda yeni şişelere uygun hücre süspansiyonu hacmi aktarmak; son hacim şişesi başına 10 ml olacak şekilde yeterli taze medya ekleyin. </li></ol></li><li> hücre SuspensEnjeksiyon için iyon Hazırlık Not: bazal membran matrisi yüksek konsantrasyonu, oda sıcaklığında katılaşan için, buz üzerinde tüm malzemeleri tutmak. gece boyunca dondurucuya tüm steril pipet uçları ve şişeleri yerleştirin ve süspansiyon üzerinde çalışırken buz üzerinde tutmak. <ol><li> buz üzerinde hiçbir katkı maddesi olmadan RPMI medya bir şişe tutun. Üreticinin talimatlarını takip ederek bazal membran matrisi, yüksek konsantrasyon, çözülme. Tercihen, küçük şişeleri içine kısım birden donma-çözülme döngüleri 10 önlemek için. </li><li> Aspire Bütün şişeler ortam ve DPBS 5 ml ile yıkayın. 1.3.4 adıma bir önceki bölümünde tüm adımları tekrarlayın. </li><li> Oda sıcaklığında 8 dakika boyunca 125 x g&#39;de 15 ml konik bir tüp ve santrifüj aktarın. Biyogüvenlik kabini konik flakon transfer ve DPBS 10 ml kullanılarak pelet yeniden askıya. </li><li> Yavaşça pelet kırmaya yukarı ve aşağı süspansiyonu pipetle. Bir hemasitometre kullanarak hücreleri saymak. </li><li> s belirtilen daha santrifüj1.4.3 TEP. Süpernatant aspire ve hücrelerin sayısına bağlı olarak, 50 ul bir hacmi içine 3 x 10 6 hücre elde etmek için uygun bir seyreltici ekleyin. 1 (h / h) oranında bir seyreltici 1 serum barındırmayan ortam ve yüksek konsantrasyonu temel matris dokunun bir karışımı olacaktır. </li><li> nazikçe süspansiyon vorteks ve her zaman buz üzerinde tutmak. Süspansiyon enjeksiyon için hazırdır. </li></ol></li><li> cerrahi İmplantasyon Not: Tüm cerrahi malzemeler ve aletler steril olduğundan emin olun. Her zaman aseptik teknikler uygulayın. <ol><li> Masanın üzerinde bir ısıtma yastığı yerleştirin ve steril bir örtü ile kaplayın. Anestezi Makinenizi kurup tüm malzemeleri kol ulaşılabilecek olmasını sağlamak. </li><li> Anestezi maskesi içine hayvanın burun yerleştirin ve oksijen 1 L / dk ve% 2.5 izofluran anestezi kurmak. </li><li> Yavaşça iyot ile hayvanın kanadını fırçalayın ve% 70 etanol ile durulayın. üç kez tekrarlayın. </li><li> onaylamakHayvan tamamen arka pençe kısma anestezi uygulandı. cevap görülmektedir eğer hayvan cerrahisi için tam anestezi ve hazırdır. Ancak, hayvan kaçınmaları halinde, buharlaştırıcı yeterli anestezi olmadığından emin ve hayvana anestezi altında tamamen gitmek için daha fazla zaman tanıyın. </li><li> Yükü yaklaşık 18 G iğne ile bir 1.0 ml TB enjektöre hücre süspansiyonu 200 ul (daha önce soğutulmuş). 27 G iğne ile iğne değiştirin ve Kullanıma hazır olana kadar buz dönün. </li><li> Dalağın genel alan (karnın sol üst kadran) bulun ve kullanan forseps o bölgenin üstünde cilt çimdik. cerrahi makas, yaklaşık 1.0 cm&#39;lik bir kesi yapmak kullanarak bir cep oluşturmak için. Benzer şekilde, dalak üzerine düz kas tutam ve periton boşluğu erişmek için kesilmiştir. </li><li> Yavaşça dalağın kaudal ucunu yakala ve vücudun dışına doğru çekin. Pankreas dalak eklenecektir. ıslak st kullanarak pankreas yaymakerile Q-tip pankreas kuyruk bulun ve. </li><li> pankreas kuyruğunda içine 50 ul enjeksiyon sunun, 10 saniye boyunca içeride iğne bırakın ve yavaş yavaş pankreas dışına iğne döndürün. Başarılı bir implantasyon herhangi bir sızıntı olmadan yüzeysel balonu gibi görünecek. </li><li> periton boşluğuna pankreas ve dalak geri dönün. İlk kas içine ve daha sonra ayrı ayrı cilt içine alın. insizyon kapatmak için 6-0 sütür veya zımba kullanın. Yönetici ketoprofen deri altından (SC) (5 mg / kg) 24 saat boyunca, bir hayvanda ağrı önlemek için. (- 0.1 mg / kg 0.05) 36 saatlik bir süre boyunca her 12 saat Seçenek olarak ise, buprenorfin sc verilmesi. </li><li> anestezi hayvan kurtarmak ve kendi kafesine geri. Ayrıca ağrı için monitör. cerrahi - Hayvanlar (Rüçhan hatta önce) sırasında ağrı kesici sağlanmalıdır. Ek ağrı kesici de öngördüğü şekilde IACCUC-protokole göre veya ağrı hayvanlara sağlanmalıdırveteriner veya designee otlatırken. </li></ol></li><li> İn vivo Not: Görüntü yakalama bir karanlık oda ve GFP görüntüleme için uygun filtreler ile donatılmış bir ticari bir görüntüleme sistemi kullanılarak yapıldı. (: -;: 513-557 nm emisyon 495 nm 455 uyarma) görüntü elde etme, bir CCD kamera ve değiştirilebilir uyarma / emisyon lensten oluşan bir optik sistem kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Parlak alan görüntüleri her zaman noktası için 1 x 1 binning bir filtre olmadan ele geçirildi. GFP Uyarma Xenon bantlı ışık kaynağı kullanılmıştır. Hayvanlar görüntüleme sisteminin karanlık odacıktan entegre bir gaz anestezi manifolduna anestezi makinesi bağlayarak görüntüleme işlemi boyunca anestezi altında muhafaza edilmiştir. <ol><li> 1.5.2 tarif edilen hayvan anestezisi. Bir anestezi maskesi görüntüleme sırasında anestezi altında hayvan tutmak için ticari görüntüleme sisteminin karanlık odanın iç olduğunusüreç. </li><li> Doğru uyarma ve emisyon filtreleri ayarlayın. </li><li> sadece beyaz ışık kullanarak bir başlangıç ​​görüntü alarak başlayın. görüntüleme oturum boyunca hayvanın aynı pozisyonda tutmak ve ikinci bir görüntü almak için GFP filtreler geçin. </li><li> En iyi sonuçları her iki görüntüleri üst üste. Floresan alan ve yoğunluğu görüntüyü analiz. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Smyth, E., Cunningham, D., Kasper, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Harrison's Principles of Internal Medicine. , (2015).</li><li>Mahipal, A., Frakes, J., Hoffe, S., Kim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Management+of+borderline+resectable+pancreatic+cancer.">Management of borderline resectable pancreatic cancer.</a> World J Gastrointest Oncol. 7, 241-249 (2015).</li><li>De La Cruz, M. S., Young, A. P., Ruffin, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnosis+and+management+of+pancreatic+cancer.">Diagnosis and management of pancreatic cancer.</a> Am Fam Physician. 89, 626-632 (2014).</li><li>Frese, K. K., Tuveson, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maximizing+mouse+cancer+models.">Maximizing mouse cancer models.</a> Nat Rev Cancer. 7, 645-658 (2007).</li><li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient-derived+orthotopic+xenografts:+better+mimic+of+metastasis+than+subcutaneous+xenografts.">Patient-derived orthotopic xenografts: better mimic of metastasis than subcutaneous xenografts.</a> Nat Rev Cancer. 15, 451-452 (2015).</li><li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multiple+uses+of+fluorescent+proteins+to+visualize+cancer+in+vivo.">The multiple uses of fluorescent proteins to visualize cancer in vivo.</a> Nat Rev Cancer. 5, 796-806 (2005).</li><li>Jiang, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+an+orthotopic+pancreatic+cancer+mouse+model:+cells+suspended+and+injected+in+Matrigel.">Establishment of an orthotopic pancreatic cancer mouse model: cells suspended and injected in Matrigel.</a> World J Gastroenterol. 20, 9476-9485 (2014).</li><li>Arranz, A., Ripoll, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+optical+imaging+for+pharmacological+studies.">Advances in optical imaging for pharmacological studies.</a> Front Pharmacol. 6, 189 (2015).</li><li>Metildi, C. A., Kaushal, S., Hoffman, R. M., Bouvet, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+serial+selection+of+human+pancreatic+cancer+cells+in+orthotopic+mouse+models+produces+high+metastatic+variants+irrespective+of+Kras+status.">In vivo serial selection of human pancreatic cancer cells in orthotopic mouse models produces high metastatic variants irrespective of Kras status.</a> J Surg Res. 184, 290-298 (2013).</li><li>Kim, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+orthotopic+and+heterotopic+human+pancreatic+cancer+xenografts+in+immunodeficient+mice.">Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice.</a> Nat Protoc. 4, 1670-1680 (2009).</li><li>Katz, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+efficacy+of+adjuvant+cytosine-analogue+CS-682+in+a+fluorescent+orthotopic+model+of+human+pancreatic+cancer.">Survival efficacy of adjuvant cytosine-analogue CS-682 in a fluorescent orthotopic model of human pancreatic cancer.</a> Cancer Res. 64, 1828-1833 (2004).</li><li>Bouvet, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+optical+imaging+of+primary+tumor+growth+and+multiple+metastatic+events+in+a+pancreatic+cancer+orthotopic+model.">Real-time optical imaging of primary tumor growth and multiple metastatic events in a pancreatic cancer orthotopic model.</a> Cancer Res. 62, 1534-1540 (2002).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Böylece in vivo floresan görüntüleme (Şekil 1) bütün vücudu kullanılarak tümör büyümesinin non-invaziv izleme sağlayan GFP ifade pankreas kanseri ortotopik fare modeli açıklanmaktadır. Bu teknik, gerçek zamanlı olarak tümör gelişimini izlemek için bize izin verir (Şekil 3); araştırmacıların pankreas kanserine karşı yeni ajanların etkinlikleri incelemek için önemli bir araç olabilir. Bu modelin bir diğer önemli yönü, GFP flöresanmm...

Pankreas kanseri, diğer kanserler göre artan sıklıkta tanı ve ABD&#39;de kansere bağlı ölümlerin 4. önde gelen nedenidir edilir. Tanı zaman, hastaların% 90 üzerinde beş yıl 1,2 içinde ölmektedir. Şu anda, cerrahi tümör çıkarılması pankreas kanseri için tek çare olduğunu, ancak hastaların% 20 den az, çünkü hastalığın ileri bir aşamada olduğunu ve 3,4 metastas yapmış tanı anında başta ameliyat için uygundur. spesifik semptomların olmaması pankreas kanseri sessiz hastalık yapar; bazı belirtilerin karın ağrısı, sırt ağrısı, iştahsızlık, sarılık ve bulantı kaybı arasında; hangi kolayca ortak sindirim hastalıkları 4 olarak yorumlanabilir. Bu nedenle, pankreas kanseri tanı ve tedavisinde yardımcı olmak için yeni farmakolojik araçlar geliştirmek önemlidir. hayvan modellerin kullanımı Pankreas biyolojisinin anlaşılmasında bize izin veriratic kanseri ve insanlara bu bilgiyi uygulayarak içine bir bakış açısı sağlar. Tümörler köken 5 organ büyümesi nedeniyle pankreas kanseri ksenograft ortotopik modelleri, gerçekçi. Hücre çizgileri veya tümör fragmanları deri altından implante heterotopik modelleri, aksine, ortotopik modelleme çevresi 6 tümörün mikro ve taklit tümör hücrelerinin etkileşimini dinlenme sağlar. Burada açıklanan ksenograft modeli, genetik olarak, yeşil floresan proteini (GFP) ifade etmek üzere geliştirilen insan pankreas kanseri hücre çizgisi Panc-1 GFP ile ilgili tümörleri gelmektedir. GFP algılama non-invazif görüntüleme ve tümör büyümesi ve metastaz 7 izlenmesi için olanak sağlar. Tümör gelişimi kendiliğinden hızla oluşur ve yakın insan pankreas kanser hastalarında 8 birincil tümörlerin benzemektedir. Ortotopik model ise, terapötik maddeler karşılık olarak ilaç etkinliğinin daha doğru bir tahmintümör mikro taklit. Yukarıda sözü edildiği gibi, bu hayvan modeli gerçek zamanlı olarak, tümör büyümesi ve metastazın flüoresan tespit edilmesine olanak sağlar. Floresan algılama lüminesans kıyasla daha doğrudan / canlı görüntüleme için izin verir. floresan ile yayılan ışık, bir kısa dalga boylu bir başka ışık tarafından uyarılmasının bir sonucu olduğu; ışıma oysa yayılan ışık bir kimyasal reaksiyon sonucu ve güçlü emisyon 9 olmayabilir. Ayrıca, in vivo flüoresan görüntüleme tüm vücut hayvana zararlı değildir ve araştırmacılar terapötik uygulamaya yanıt olarak, zaman içinde, tümör büyümesini izlemek için olanak sağlar.

<table><tbody><tr><td>RPMI media 1640</td><td>Caisson Labs</td><td>RPL03-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>10437-077</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Thermo Ficher Sci</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel HC basement membrane, high concentration</td><td>Corning</td><td>354248</td><td></td></tr><tr><td>SutureVet PGA 6-0 PGA</td><td>Henry Schein</td><td>39010</td><td></td></tr><tr><td>Alcare or Foamed Antiseptic Handrub</td><td>Steris</td><td>639680</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (Dubelcco&#039;s Phosphate-Buffered saline)&amp;nbsp;</td><td>Thermo Ficher Sci</td><td>21300025</td><td></td></tr><tr><td>TB Syringe 27 G 1/2</td><td>Becton Dickinson</td><td>305620</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Blutler Schein</td><td>50562</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors, 5.5&quot; straight mayo&amp;nbsp;</td><td>Henry Schein</td><td>22-1600</td><td></td></tr><tr><td>PANC-1 GFP cell line&amp;nbsp;</td><td>Anticancer, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small Animal Imaging System: iBox Scientia</td><td>UVP, LLC. Upland, CA.</td><td></td><td>Small Animal Imaging System to observe the fluorescent tumor in live animals</td></tr></tbody></table>

fluorescent orthotopic mouse model of pancreatic cancer

Pankreas kanseri sağkalım son birkaç on yıl içinde önemli ölçüde artmadı hangi kanser biridir. Sadece tanısı alan hastaların% 7&#39;si beş yıldan daha uzun yaşayacak. anlamak ve pankreas tümörlerinin mikro-taklit etmek için, gerçek zamanlı olarak, tümör ilerlemesinin invazif olmayan görüntüleme sağlar pankreas kanseri bir murin ortotopik bir model kullanılabilir. Yeşil floresan proteini (Panc-1 GFP) ifade Pankreas kanseri hücrelerinin (örneğin, Matrigel HC) serumsuz ortam ile ve daha sonra hastaya da pankreas kuyruk enjekte bazal membran matrisi yüksek konsantrasyon içinde süspansiyon haline getirildi. bu sırada oda sıcaklığına ulaştıktan sonra yüksek konsantrasyonda bazal membran matris içinde hücre süspansiyonu, jel benzeri bir madde olur; Enjeksiyon bölgesinde bir sızdırmazlık oluşturmak ve herhangi bir hücre sızıntısını önlemek, pankreas ile temas, bu nedenle, bu jelleri. diğer organlara tümör büyümesi ve metastaz canlı izlenirfloresan kullanılarak hayvanlar. GFP uyarma ve emisyon için uygun bir filtre kullanımı için çok önemlidir. Araştırmacılar kolayca çıplak farelerde prosedürü çoğaltmak böylece ortotopik implantasyon için adımlar Bu makalede ayrıntılı olarak verilmiştir. Bu protokol ana adımları in vivo görüntüleme hücre süspansiyonu hazırlanması, cerrahi implantasyon ve tüm vücut floresan. Bu ortotopik model, primer ve metastatik tümörler üzerinde yeni tedavilerin etkinliğini araştırmak üzere tasarlanmıştır.

Bu yöntem, enjeksiyon, kemirgenler için uygun anestezi laparotomi ile hücre süspansiyonu verilmesi için, hücre süspansiyonunun hazırlanması odaklanarak, floresan insan pankreas kanser hücrelerinin cerrahi ortotopik implantasyon tarif eder ve floresan in vitro küçük hayvan görüntüleme kullanımı. Iki ve üç hafta arasında bir yeşil floresan sinyali (GFP sinyali) implantasyon sonrası tespiti, gelişmekte olan pankreas kanseri tümörünün (Şekil 1)</...

Watch this Scientific Journal Video about Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer at JoVE.com

Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Pankreas Kanseri Floresan Ortotopik Fare Modeli

A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here.

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will ...

fluorescent-orthotopic-mouse-model-of-pancreatic-cancer

Research

JoVE Journal

Cancer Research

16.6K Görüntüleme.  Western University of Health Sciences. A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here. 

Video: Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Studying Triple Negative Breast Cancer Using Orthotopic Breast Cancer Model

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less aggressive breast tumors, the 5-year survival rate of TNBC patients is 77% due to their characteristic drug-resistant phenotype and metastatic burden. Toward this end, murine models have been established aimed at identifying novel therapeutic strategies limiting TNBC tumor growth and metastatic spread. This work describes a practical guide for the TNBC orthotopic model where MDA-MB-231 breast cancer cells suspended in a basement membrane matrix are implanted in the fourth mammary fat pad, which closely mimics the cancer cell behavior in humans. Measurement of tumors by caliper, lung metastasis assessment via in vivo and ex vivo imaging, and molecular detection are discussed. This model provides an excellent platform to study therapeutic efficacy and is especially suitable for the study of the interaction between the primary tumor and distal metastatic sites.

This work presets an advanced protocol to accurately assess tumor loading by detection of green fluorescent protein and bioluminescence signals as well as the integration of quantitative molecular detection technique.

Ortotopik Meme Kanseri Modeli Kullanarak Üçlü Negatif Meme Kanseri Eğitimi

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less ...

Kanser Araştırmaları

Ultrasound-Guided Orthotopic Implantation of Murine Pancreatic Ductal Adenocarcinoma

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the limitations of current treatments, as the majority of patients do not respond to immunotherapy. Development of accurate preclinical models to quickly identify novel and effective therapeutic combinations are critical to address this unmet clinical need. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDA) is a canonical example of an immune checkpoint blockade resistant tumor with only 2% of patients responding to immunotherapy. The genetically engineered KrasG12D+/-;Trp53R172H+/-;Pdx-1 Cre (KPC) mouse model of PDA recapitulates human disease and is a valuable tool for assessing therapies for immunotherapy resistant in the preclinical setting, but time to tumor onset is highly variable. Surgical orthotopic tumor implantation models of PDA maintain the immunobiological hallmarks of the KPC tissue-specific tumor microenvironment (TME) but require a time-intensive procedure and introduce aberrant inflammation. Here, we use an ultrasound-guided orthotopic tumor implantation model (UG-OTIM) to non-invasively inject KPC-derived PDA cell lines directly into the mouse pancreas. UG-OTIM tumors grow in the endogenous tissue site, faithfully recapitulate histological features of the PDA TME, and reach enrollment-sized tumors for preclinical studies by four weeks after injection with minimal seeding on the peritoneal wall. The UG-OTIM system described here is a rapid and reproducible tumor model that may allow for high throughput analysis of novel therapeutic combinations in the murine PDA TME.

We describe a protocol for the ultrasound guided implantation of murine-derived pancreatic ductal adenocarcinoma cell lines directly into the native tumor site. This approach resulted in pancreatic tumors detectable by ultrasound scanning within 2-4 weeks of injection, and significantly reduced the proportion tumor cell seeding on the peritoneal wall as compared to surgical orthotopic implantation.

Murine Pankreatik Duktal Adenokarsinomun Ultrason Eşliğinde Ortotopik İmplantasyonu

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the ...

An Orthotopic Resectional Mouse Model of Pancreatic Cancer

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer (PC). To address this deficiency, we describe a mouse model involving orthotopic implantation of PC followed by distal pancreatectomy and splenectomy. The model has been demonstrated to be safe and suitably flexible for the study of various therapeutic approaches in adjuvant and neo adjuvant settings.
In this model, a pancreatic tumor is first generated by implanting a mixture of human pancreatic cancer cells (luciferase-tagged AsPC-1) and human cancer associated pancreatic stellate cells into the distal pancreas of Balb/c athymic nude mice. After three weeks, the cancer is resected by re-laparotomy, distal pancreatectomy and splenectomy. In this model, bioluminescence imaging can be used to follow the progress of cancer development and effects of resection/treatments. Following resection, adjuvant therapy can be given. Alternatively, neoadjuvant treatment can be given prior to resection.
Representative data from 45 mice are presented. All mice underwent successful distal pancreatectomy/splenectomy with no issues of hemostasis. A macroscopic proximal pancreatic margin greater than 5 mm was achieved in 43 (96%) mice. The technical success rate of pancreatic resection was 100%, with 0% early mortality and morbidity. None of the animals died during the week after resection.
In summary, we describe a robust and reproducible technique for a surgical resection model of pancreatic cancer in mice which mimics the clinical scenario. The model may be useful for the testing of both adjuvant and neoadjuvant treatments.

In the clinical context, patients with localized pancreatic cancer will undergo pancreatectomy followed by adjuvant treatment. This protocol reported here aims to establish a safe and effective method of modelling this clinical scenario in nude mice, through orthotopic implantation of pancreatic cancer followed by distal pancreatectomy and splenectomy.

Pankreas Kanserinin Ortotopik Rezeksiyonlu Fare Modeli

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Pankreas Kanseri İlerleme Bioluminescent Ortotopik Model

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Tıp

Syngeneic Mouse Orthotopic Allografts to Model Pancreatic Cancer

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, immune cells, vessels, nerves, and extracellular matrix components. Over the years, different mouse models of PDAC have been developed to address the challenges posed by its progression, metastatic potential, and phenotypic heterogeneity. Immunocompetent mouse orthotopic allografts of PDAC have shown good promise owing to their fast and reproducible tumor progression in comparison to genetically engineered mouse models. Moreover, combined with their ability to mimic the biological features observed in autochthonous PDAC, cell line-based orthotopic allograft mouse models enable large-scale in vivo experiments. Thus, these models are widely used in preclinical studies for rapid genotype-phenotype and drug-response analyses. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach to successfully inject primary mouse PDAC cell cultures into the pancreas of syngeneic recipient mice. In addition to the technical details, important information is given that must be considered before performing these experiments.

Syngeneic mouse orthotopic allografts of pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) recapitulate the biology, phenotypes, and therapeutic responses of disease subtypes. Owing to their fast, reproducible tumor progression, they are widely used in preclinical studies. Here, we show common practices to generate these models, injecting syngeneic murine PDAC cultures into the pancreas.

Pankreas Kanserini Modellemek için Sinjenik Fare Ortotopik Allogreftleri

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.

Ortotopik Pankreas Kanseri Fare Modeli Dinamik Kontrast Geliştirilmiş Manyetik Rezonans Görüntüleme

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe ...

<meta charset="utf8"></head><body>Pankreas Kanseri Modellerinde Tümör İnfiltre Eden Lenfositler Kullanılarak Evlat Edinme Tedavisi

Flow Cytometry-Based Isolation and Therapeutic Evaluation of Tumor-Infiltrating Lymphocytes in a Mouse Model of Pancreatic Cancer

Pancreatic cancer is an aggressive malignancy with a dismal prognosis and limited therapeutic options. Adoptive cell therapy, which involves isolating and activating a patient&#39;s own immune cells, such as tumor-infiltrating lymphocytes (TILs), before re-infusing them, represents a promising experimental approach. However, techniques for adoptive cell transfer in preclinical pancreatic cancer models are not well established. Here, we describe a detailed protocol for adoptive cell therapy using TILs from a syngeneic pancreatic cancer mouse model. The procedure involves implanting live or irradiated mouse pancreatic cancer cells in fluorescence-labeled reporter mice to initiate immune cell influx, then isolating lymphocytes from primary tumors via flow cytometry sorting and/or activating and expanding tumor-reactive T cells ex vivo, and adoptively transferring these activated T cells intraperitoneally into tumor-bearing mice, followed by interleukin-2 administration.&#160;Bioluminescent tumor imaging allows for longitudinal monitoring of orthotopic tumor growth and response to therapy, especially evaluating the tumor-specific cytotoxic effects. This approach recapitulates the logistics involved in developing adoptive cell transfer therapies for pancreatic cancer patients. The results demonstrate enhanced antitumor efficacy of adoptively transferred tumor-reactive T cells compared to irrelevant lymphocyte controls. This versatile methodology enables the in vivo study of adoptive immunotherapy in pancreatic cancer as well as the optimization of cell processing parameters and combination treatment regimens.

<meta charset="utf8"></head><body>Pankreas Kanserinin Bir Fare Modelinde Tümör İnfiltre Eden Lenfositlerin Flow Sitometri Tabanlı İzolasyonu ve Terapötik Değerlendirmesi

We describe a method to utilize tumor-infiltrating lymphocytes (TILs) from mice through flow cytometry for adoptive cell transfer. This protocol aims to verify the specific cytotoxicity of TILs against tumors in a syngeneic pancreatic cancer mouse model, providing insights into the development of adoptive cell therapies for pancreatic cancer.

Pankreas Kanserinin Bir Fare Modelinde Tümör İnfiltre Eden Lenfositlerin Flow Sitometri Tabanlı İzolasyonu ve Terapötik Değerlendirmesi

Pancreatic cancer is an aggressive malignancy with a dismal prognosis and limited therapeutic options. Adoptive cell therapy, which involves isolating and ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

Pankreas intravital görüntüleme penceresine sahip bir Murine Modelinde Pankreasın Stabilize Boyuna In Vivo Hücresel Düzey Görselleştirmesi

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

Pankreas Kanseri Floresan Ortotopik Fare Modeli

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Ortotopik Meme Kanseri Modeli Kullanarak Üçlü Negatif Meme Kanseri Eğitimi

Murine Pankreatik Duktal Adenokarsinomun Ultrason Eşliğinde Ortotopik İmplantasyonu

Pankreas Kanserinin Ortotopik Rezeksiyonlu Fare Modeli

Pankreas Kanseri İlerleme Bioluminescent Ortotopik Model

Pankreas Kanserini Modellemek için Sinjenik Fare Ortotopik Allogreftleri

Ortotopik Pankreas Kanseri Fare Modeli Dinamik Kontrast Geliştirilmiş Manyetik Rezonans Görüntüleme

Pankreas Kanserinin Bir Fare Modelinde Tümör İnfiltre Eden Lenfositlerin Flow Sitometri Tabanlı İzolasyonu ve Terapötik Değerlendirmesi

Pankreas Kanserinin Bir Fare Modelinde Tümör İnfiltre Eden Lenfositlerin Flow Sitometri Tabanlı İzolasyonu ve Terapötik Değerlendirmesi

Pankreas Kanserinin Bir Fare Modelinde Tümör İnfiltre Eden Lenfositlerin Flow Sitometri Tabanlı İzolasyonu ve Terapötik Değerlendirmesi

Pankreas intravital görüntüleme penceresine sahip bir Murine Modelinde Pankreasın Stabilize Boyuna In Vivo Hücresel Düzey Görselleştirmesi