Name: intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model
Uploaded: 2018-05-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model at JoVE.com

Gundula Hertl onun desteğini kabul etmek istiyoruz.

Bu iletişim kuralı tüm yordamları Alman hayvan refah yasaları ve kuralları tarafından onaylanmıştır. 10 - için 12-hafta-yaşlı NMRI çıplak fareler ve C57Bl/6 fare kullanmayı düşünün (donör: eski erkek; alıcı: erkek) boyunca deneyler. NMRI çıplak fareler adacık yalıtımı için kullanma. Fareler yerel hayvan tesisi düzenlemelere göre tanımlanmış koşullar altında tutun.
1. indüksiyon diyabet Streptozotocin tarafından
<ol><li>-4 günde 10 12 haftalık NMRI çıplak fareler ve tartı makinasıyla C57Bl/6 fareler vücut ağırlıkları ölçmek.</li>
	<li>Ölçülen vücut ağırlığı göre streptozotocin serum fare başına 0.1 ml 180 mg/kg doz hazırlayın. Not: Streptozotocin taze kullanmadan önce hazırlanacak ve ışığa duyarlı olduğu gibi alüminyum folyo ile kaplı.</li>
	<li>Syngeneic ve allojenik fareler her 0.1 mL streptozotocin (180 mg/kg) tek bir doz intraperitoneally 26-G iğne kullanarak enjekte et.</li>
	<li>Gün -3, -2 -1 2-4 µL kan kuyruk damarlar sigara oruç farelerin delinme tarafından toplamak ve.</li>
	<li>NMRI çıplak fareler ve C57Bl/6 fareler kan glukoz ölçümü için 2-4 µL kan örneği test şeridi başına kullanın Not: Bu noktada, fareler % 80'i şeker hastası olmak gerekir (20 mmol/L).<ol>
<li>Kan glikoz düzeyleri 20 mmol/l ulaştığınızda adacık nakli için fare kullanma</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. izolasyon fareler gelen pankreas adacıkları
<ol><li>Ketamin (100 mg/kg vücut ağırlığı) ve xylazine (20 mg/kg vücut ağırlığı) ile fareler mayi enjeksiyonu ile 26-G iğne ile anestezi. Not: Ketamin ve xylazine hacimleri (0.10 mL/10 g) hayvanların vücut ağırlıkları göre belirlenmiştir.</li>
	<li>Fareler sırtüstü pozisyonda tutun ve povidone-iyot çözüm ile dezenfekte. Uygun ötenazi pedal refleks denetleyerek doğrulayın. Not: C57Bl/6 durumunda karın bölgesi tıraş.</li>
	<li>Cilt iyi Forseps ile sık ve bir ensizyon makas ile karın boşluğu ortaya çıkarmak için. Bağırsak kalbin sol ve karın boşluğu dışında bir steril gazlı bez basmak üstünde yer.</li>
	<li>Mide pankreas ve diğer ilişkili bulmak için başka bir yöne ayarlamak dokular.</li>
	<li>Aort ulaşmak ve kanı için küçük bir kesim yapmak. Steril gazlı bez kan emme için kullanın.</li>
	<li>Bağırsak dikkatli bir şekilde çıkarın. Pankreas mide ve dalak ayırın.</li>
	<li>Pankreas tüketim ve taze kabında yerleştirin. Fat, forseps kullanarak gibi istenmeyen tüm malzemeyi kaldır.</li>
	<li>Collagenase ile 4 mL 5 mL şırınga doldurulması ve 26-G iğne ile pankreas enjekte (stok çözüm: 12 mL Hank'in çözeltisi içinde collagenase 30 mg).</li>
	<li>Bir geliştirilmiş sindirim ve 12 mL kırmızı bere tüp aktarmak için yüzey alanını artırmak için makas ile pankreas kıyma. Not: Hank'in dengeli tuz solüsyonu: HBSS 10 x (100 mL), penisilin-streptomisin (10 mL), viomisin (1 mL), siprofloksasin (10 mL), HEPES (35 mL), distile H2O (900 mL)</li>
	<li>Titreyen bir su banyosu içinde 37 ° C'de 10 dakika için bir sindirim gerçekleştirin. Girdap 15 için düzenli aralıklarla üç kez örnek s.</li>
	<li>3 min için el tarafından sindirilmiş pankreas kuvvetle karıştırın ve buz 10 yerleştirin s.</li>
	<li>6 mL sindirim tepki ve 3 dakika oda sıcaklığında 560 x g, santrifüj durdurmak için soğuk Hank'in çözeltisi ekleyin.</li>
	<li>Süpernatant kaldırmak ve Pelet Parker/fetal buzağı serum (P/FCS) orta oda sıcaklığında 10 ml geçiyoruz. Not: P/FCS orta: TCM-199 10 x (100 mL), FCS (50 mL), penisilin-streptomisin (10 mL), HEPES (20 mL), distile H2O (900 mL)</li>
	<li>Onların morfolojisi (küresel, altın kahverengi renk) dayalı adacıkları ışık mikroskop altında tanımlayın. Karanlık merkezleri ile adacıkları kaçının. Saflık ve canlılığı ışık mikroskobunda boyama dithizone gerçekleştirerek denetleyin. Not: Dithizone çinko iyon bağlar ve kırmızı renkli leke adacıkları için sağlar.</li>
	<li>1-mL pipet saymak ve hafif bir mikroskop altında adacıkları BitTorrents ve onlara taze Petri kabına (60 mm x 15 mm) P/FCS orta 4 mL içeren aktarmak için kullanın. Not: Hacmi P /Petri kabına ortamda FCS geçmemelidir 4 mL oksijen kullanılabilirliğini sağlamak için.</li>
	<li>İzole adacıkları bir kuluçka 37 ° C'de P/FCS orta gecede 4 mL tutun.</li>
</ol>3. adacık nakli için hayvanlar hazırlanması
<ol><li>İzole adacıkları 37 ° C kuluçka makinesi kaldırmak ve bir akış tezgah altında koyun. Petri kabına bir dairesel hareketli hareket ile adacıkları ortalayın.</li>
	<li>1-mL şırınga (mavi 23-G iğne) P/FCS Orta 0.1 mL ile doldurulması. Daha sonra 350 adacıkları 0.3 mL Hank'in çözeltisi ekleyin. Şırınga adacıkları yerleşmek izin vermek için bir dikey pozisyonda tutun.</li>
	<li>0.05 ml azaltmak ve mavi 23-G iğne kahverengi 26-G iğne ile değiştirin. Aynı şırıngaya 0.2 mL şırınga son hacmi ulaşmak için en Ficoll (yoğunluk gradient orta) 0,15 mL ekleyin. Hava kabarcıkları kaçının.</li>
	<li>Şırınga dikey pozisyonda tutun ve hafifçe adacıkları topaklanma önlemek için döndürün. Adacıkları, 2-3 dakika içinde şırınga koni razı olacak.</li>
	<li>Alıcı fareler vücut ağırlığı ve kan glikoz düzeyleri ölçmek; kan şekeri düzeyleri yaklaşık 20 mmol/l olmalıdır</li>
	<li>Ketamin (100 mg/kg vücut ağırlığı) ve xylazine (20 mg/kg vücut ağırlığı) ile fareler mayi enjeksiyonu ile 26-G iğne ile anestezi.</li>
	<li>Fareler sıcak termal plaka (37 ° C) üzerinde sırtüstü pozisyonda yerleştirin. Anestezi derinliği parmak pinching tarafından kontrol edin.</li>
	<li>Povidone-iyot solüsyonu (Cilt dezenfektan) karın Bölge temiz. Gözlerinin kurumasını önlemek için onları göz merhem ile nemli tutmak. Not: C57Bl/6 durumunda karın bölgesi tıraş.</li>
</ol>4. adacık nakli Intraportal rota üzerinden
<ol><li>0 gün, bir laparotomi ile Forseps ile cilt tutan ve 2-3 cm kazanmaya başlamak-uzun Ensizyon makas ile. Yerde ıslak steril bir gazlı bez nemli tutmak için yara kenarları etrafında sıkıştırın.</li>
	<li>Bağırsak kalbin sol ve karın boşluğu dışında steril gazlı bez basmak üstünde yer. Not: bağırsak yordam önceden ısıtılmış % 0,9 NaCl çözüm veya normal tuz daldırma steril gazlı bez ile boyunca nemli tutmak.</li>
	<li>Duodenum taşımak ve pankreas bulun. Portal ven pankreas yukarı iterek ventral sitesinde yer alan bulun. Portal ven ortaya çıkarmak için bir parmak ve başparmak kullanın ve bir kez maruz, karaciğer yakın ponksiyon.</li>
	<li>1 dakika içinde yavaş yavaş ve sürekli (Adım 3,4 0,2 mL) adacıkları Büyüteç adacıklar herhangi bir sızıntı önlemek için denetim altında portal ven içine enjekte et. Not: enjekte sonra her zaman şırınga içinde kalan adacıkları denetleyin. P/FCS medya 1 mL şırınga, floş bir taze Petri kabına ve mikroskop altında sayısı içine almak.</li>
	<li>Steril bir ölçüm ponksiyon sitesinde yerleştirin ve işaret parmağı ile basınç uygulayın (penetrasyon Derinlik: 0.5-1 cm) kanamayı durdurmak 6 dk için. Not: 0.2 mL enjekte birimi geçmemelidir. Aşırı hacim ve basınç adacıkları kesme stres nedeniyle zarar verebilir.</li>
	<li>Dikkatle bağırsak kalbin, Periton, karın kas katmanı ve fasya pozisyon içine yerleştirin.</li>
	<li>Forseps kullanarak, Cilt Kaldır, absorbe ipek sütür ile kas kesi ve üst deri tabakası 2-3 kliplerle kapatın.</li>
	<li>Temiz Cilt dezenfektan, yüzeyle bir yara iyileştirici uygulamak ve bireysel kafeslerde fareler yer. Yara iyileştirici bir suya dayanıklı akrilat katmanı sağlar ve maserasyon ve ikincil enfeksiyon korumak. Not: yeterli bilincine kadar fareler gözlemlemek, tramadol (0.2 mg-fare de) ile birlikte sıvı sağlamak. Bu iletişim kuralı, fareler anesteziden hızlı bir şekilde kurtarıldı ve ağrı tramadol yönetim düşük. 7 gün sonra yara iyileşir.</li>
	<li>Fareler düzenli yemek ve su besleme. Yiyecek ve su tüketimi ve idrar atılımı streptozotocin enjeksiyon sonra artacak.</li>
	<li>Kan şekeri düzeyleri her gün ilk hafta ve sonra bir kez bir hafta syngeneic farelerde için ölçmek. Allojeneik farelerde, 15 gün boyunca, haftada üç kez kan şekeri düzeylerini ölçmek.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McCall, M., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Update+on+islet+transplantation.">Update on islet transplantation.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), a007823 (2012).</li><li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen.">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li><li>Cantarelli, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+marrow+as+an+alternative+site+for+islet+transplantation.">Bone marrow as an alternative site for islet transplantation.</a> Blood. 114 (20), 4566-4574 (2009).</li><li>Echeverri, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+gastric+submucosal+transplantation+of+islets+(ENDO-STI):+technique+and+initial+results+in+diabetic+pigs.">Endoscopic gastric submucosal transplantation of islets (ENDO-STI): technique and initial results in diabetic pigs.</a> American Journal of Transplantation. 9 (11), 2485-2496 (2009).</li><li>Korsgren, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimising+islet+engraftment+is+critical+for+successful+clinical+islet+transplantation.">Optimising islet engraftment is critical for successful clinical islet transplantation.</a> Diabetologia. 51 (2), 227-232 (2008).</li><li>Merani, S., Toso, C., Emamaullee, J., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+implantation+site+for+pancreatic+islet+transplantation.">Optimal implantation site for pancreatic islet transplantation.</a> British Journal of Surgery. 95 (12), 1449-1461 (2008).</li><li>Lingwal, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+gelatinase+B+(matrix+metalloprotease-9)+activity+reduces+cellular+inflammation+and+restores+function+of+transplanted+pancreatic+islets.">Inhibition of gelatinase B (matrix metalloprotease-9) activity reduces cellular inflammation and restores function of transplanted pancreatic islets.</a> Diabetes. 61 (8), 2045-2053 (2012).</li><li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+intraportal+islet+transplantation+outcome+by+systemic+IKK-beta+inhibition:+NF-kappaB+activity+in+pancreatic+islets+depends+on+oxygen+availability.">Improved intraportal islet transplantation outcome by systemic IKK-beta inhibition: NF-kappaB activity in pancreatic islets depends on oxygen availability.</a> American Journal of Transplantation. 11 (2), 215-224 (2011).</li><li>Wang, Y., Wang, T., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+aspects+are+critical+for+carrying+out+intraportal+islet+transplants+successfully+in+a+diabetes+mouse+model.">Three aspects are critical for carrying out intraportal islet transplants successfully in a diabetes mouse model.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 10 (3), 302-304 (2012).</li><li>Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+mouse+pancreatic+islet+isolation+and+intracellular+cAMP+determination.">A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).</li><li>Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+murine+islet+isolation+and+subcapsular+kidney+transplantation.">A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (50), (2011).</li><li>Rother, K. I., Harlan, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+facing+islet+transplantation+for+the+treatment+of+type+1+diabetes+mellitus.">Challenges facing islet transplantation for the treatment of type 1 diabetes mellitus.</a> Journal of Clinical Investigation. 114 (7), 877-883 (2004).</li><li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+islets+are+essential+for+successful+intraportal+transplantation+in+a+diabetes+mouse+model.">Small islets are essential for successful intraportal transplantation in a diabetes mouse model.</a> Scandinavian Journal of Immunology. 72 (6), 504-510 (2010).</li><li>Rekittke, N. E., Ang, M., Rawat, D., Khatri, R., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+Therapy+of+Type+1+Diabetes+Mellitus:+From+Pancreatic+Islet+Transplantation+to+Mesenchymal+Stem+Cells.">Regenerative Therapy of Type 1 Diabetes Mellitus: From Pancreatic Islet Transplantation to Mesenchymal Stem Cells.</a> Stem Cells International. 2016, 22 (2016).</li></ol>

Tüm yazarlar onlar hiçbir çatışma var bildirin.

Bu çalışmada, adacık nakli intraportal güzergahı keşfedilmeden. Bu iletişim kuralı diyabetik stres giderici yüksek verimli ve adacık nakli çalışmaları keşfetmek için derinlemesine bir fırsat sağlar. Bu iletişim kuralı yaklaşık 350 fare adacıkları Hiperglisemik devlet geri yeteneğine sahiptirler onaylar. Ayrıca, fareyi hiçbiri işlem sırasında öldü ve Glisemik kontrol tüm alan kimse içinde elde edildi. Vücut ağırlığı ve kan glikoz düzeyleri düzenli olarak yetkinlik, standart ve hi...

Adacık nakli tip 1 diyabet1tedavisi için umut verici bir yaklaşımdır. Bir koyun pankreas parçası bir diyabetik hasta aktarmak için ilk girişim Watson Williams tarafından 1893 yılında gerçekleştirildi. Ancak, büyük bir atılım klinik adacık nakli içinde Edmonton protokol ile elde edildi ve bundan sonra bir dizi ulusal program gelişmiş2vardı. Geçmişte, kemik iliği, omental kese, kas içi bölge, Gastrik mukozal yüzeyinde, dalak ve böbrek kapsülü, gibi bazı siteler Preklinik modellerin keşfedilmeyi ama portal Venöz sistem uygun ve etkili site kabul edilir Klinik programları3,4,5,6için.
İnsülin eksojen yönetim adacık infüzyon portal ven içine yerine. Oksijen için karşılaştırılabilir aşağı konumu nedeniyle yerli pankreas portal arter ve ven izdiham olduğu için bu tercih edilen bir site olarak kabul edilir. Ayrıca, adacıklar üç boyutlu yapısı korunmuş böylece geniş bir yüzey alanı olduğunu ve vaskülarizasyon kolaylaştırılmış5olabilir. Alıcı diyabetik fare, 2.000 insan veya domuz adacık eşdeğerleri veya 350 fare adacıkları Hiperglisemik devlet7,8tersine çevirmek yeterli. Euglycemic düzeyleri ve syngeneic fare fare Ekiminde 120 günden fazla 15 gün içinde fare alıcı modeli xenogeneic adacıkları ve allojenik fare fare modeli için rapor edilmiştir.
Adacık nakli portal ven yoluyla etkinlik için uygun uygun anestezi, delik ve hemostaz9yöntem faktörlerdir. Anesteziye inhalasyon (%5 isoflurane) veya enjeksiyon (ketamin, xylazine veya Fentobarbital) tarafından indüklenen ve maddeler çoğunlukla birlikte. Derinliği kontrolünü ve zaman anestezi için mukoza, göz kapağı, Korneal refleks, solunum hızı ve vücut ısısı rengi gibi fare durumuna dikkat edilmeli. Hayvan değil mücadele ve işlem hayatta emin olmak önemlidir. Kırmızı Işık Ampüller sıcaklık Isıtma pedleri gibi farklı Isıtma cihazları tarafından korunabilir, vb A sıcak termal plaka 25-30 ° C sıcaklık fare ve oluşumunu engeller işlem tablosu arasında korumak için kullanılan hipotermi. Anestezi dozlarda hepsini karaciğer tarafından metabolize ve hepatik fonksiyon geçici. adacık süspansiyon infüzyonu düzensiz gibi önemlidir Birinci ve ikinci vergisel ven arasındaki portal ven için ideal ponksiyon noktasıdır.
Aşırı bir güç kesme stres arttıkça adacıkları ve amaçlanan enjeksiyon birim sayısını da organ nakli, sonucunu etkiler. 0,2 mL cilt portal ven içine adacık nakli için uygun olarak kabul edilir. Puncturing yara (26'lik iğne) zamanında ve etkili bir şekilde durdurulmalı portal ven gelen kanama neden olmaktadır. Steril gazlı bez veya bir parmak delik kanamayı durdurmak yaklaşık 6 dakika için sitenin en az basınç ile uygulanır. Alınan birlikte, portal adacık enjeksiyon etkilidir ve kan şekeri düzeyleri kimyasal olarak indüklenen diyabetik fare modelleri üzerinde düzenleme sağlar.

<table><tbody><tr><td>C57Bl/6 mice&amp;nbsp;</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>BALB/c mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>NMRI nude mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Bela-pharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>CEVA TIERGESUNDHEIT GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 23G and 26G needle</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish</td><td>Falcon</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Carl Roth</td><td>351007</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Gauze</td><td>Fuhrmann</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Shaking Water bath</td><td>Kotterman</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Braun</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Glucose Meter&amp;nbsp;</td><td>One Touch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warm Thermal Plate</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Braunol (povidone-iodide solution)</td><td>B.Braun Melsungen AG</td><td>3864154</td><td></td></tr><tr><td>Liposic Edo - Sprinkled Ointment (eye ointment)</td><td>Dr. G Mann Chem.-Pharm.&amp;nbsp; GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Fa. Roth</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flow Bench</td><td>Herdus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10771</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Silk Suture Vicryl</td><td>Braun</td><td></td><td>(7.5 *1.75mm)</td></tr><tr><td>Michel Clamps (clips)</td><td>Aesculap&amp;nbsp;</td><td>BN507R</td><td></td></tr><tr><td>P/FCS Solution</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>TCM-199 (10x)</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Biowest</td><td>S1810-500</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Biochrom</td><td>L 1613</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>Ratiopharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacin</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hank&#039;s Solution</td><td>Gibco</td><td>14060-040</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase</td><td>Roche</td><td>11213865001</td><td></td></tr><tr><td>Streptozotocin</td><td>Calbiochem</td><td>572204</td><td></td></tr><tr><td>OPSITE-spray (wound healer)</td><td>Smith and nephew</td><td>66004978</td><td></td></tr><tr><td>Reugular food</td><td>Altromin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Head light LED 16042 (magnifying glass)</td><td>Eschenbach</td><td>16042</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse PECAM-1(CD31) monoclonal primary antibody</td><td>Millipore, Chemicon</td><td>CBL1337</td><td>Dilution (1:100)</td></tr><tr><td>Donkey anti-rat secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>712095153</td><td>Dilution (1:400)</td></tr><tr><td>Polyclonal guinea pig anti-insulin primay antibody</td><td>Dako</td><td>A0564</td><td>Dilution (1:500)</td></tr><tr><td>Donkey anti-guinea pig secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>706-259-148</td><td>Dilution (1:400)</td></tr></tbody></table>

intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model

Hiperglisemi azaltmak için pankreas adacık nakli kemirgenler kimyasal kaynaklı şeker hastalığı olan son derece başarılı. Deneysel adacık nakli en yaygın nakli sitedeki böbrek kapsülü var. Ancak, daha az kan bileşenlerinin pankreas adacıkları etkileşim hakkında bilinen, aynı zamanda deneysel adacık nakli portal ven yaklaşımda kullanmak mantıklı olur.
Bu iletişim kuralı bir intraportal adacık nakli tekniği NMRI çıplak farelerde gösterir. Streptozotocin (180 mg/kg) intraperitoneally hiperglisemi alıcı farelerde ikna etmek için enjekte edilir. Onlar sigara açlık kan şekeri düzeyi, şeker hastası olarak 20 mmol/l büyük kabul edilir Bir gün önce nakli, fare pankreas adacıkları donör pankreas collagenase sindirim tarafından izole edilmiştir; en az 350 adacıklar diyabetik alıcı kullanılmaktadır. Adacık yalıtım verimi bağlı olarak, iki veya daha fazla donör fareler alıcı kullanılmaktadır. 37 ° C'de gecede kültür sonra adacıkları içine alıcı karaciğer portal ven yoluyla yönetilirler. Ameliyattan sonra fare kırmızı Makrolon evleri koruma ve kadar gözlenen Erdin. Bu iletişim kuralı için 120 syngeneic farelerde ve 15 gün allojeneik farelerde Glisemik denetimi kullanır.

Transplante adacıkları yeterliliğinin kimyasal olarak indüklenen diyabetik farelerde incelenmiştir. Adacıkları diyabetik fare modeli portal Venöz sistemi üzerinden nakledilen. Verici-alıcı oranı 2:1 idi. Syngeneic fare modelinde iki donör fare 350 adacıkları elde etmek için kullanılmıştır. Adacıkları sonra diyabetik fare nakledilen. Kan şekeri düzeyini bir azalma 1 gün sonra düşündüren bir rol kan şekeri düzeyini azaltmada transplante pankreas adacıkları n...

Watch this Scientific Journal Video about Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model at JoVE.com

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

Pankreas adacık nakli normoglycemia tip 1 diyabet için bir yoludur. Bu makale nakli tekniği normal glikoz düzeyleri diyabetik farelerde korumak için intraportal rota üzerinden üzerinde duruluyor.

İntraportal fare modeli pankreas adacıkları nakli

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

intraportal-transplantation-of-pancreatic-islets-in-mouse-model

Research

JoVE Journal

Medicine

9.4K Görüntüleme.  Clinical Research Lab. Pankreas adacık nakli normoglycemia tip 1 diyabet için bir yoludur. Bu makale nakli tekniği normal glikoz düzeyleri diyabetik farelerde korumak için intraportal rota üzerinden üzerinde duruluyor.

Video: Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Murin Islet İzolasyon ve subkapsüler Böbrek Nakli Bir Yöntem

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Tıp

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice. We found that it was easier to concentrate the islets or cells into pellets in the final delivery tubing (PE50) used to transplant the cells under the kidney capsule. This technique provides both speed and ease while reducing any undue stress to the cells or to the mouse.

Loading: Settled, hand picked, islets or pelleted cells are carefully aspirated off the bottom of a 1.5 mL microcentrifuge tube using a p200 pipetteman and a straight, thin-wall pipette tip. A length of PE50 tubing is attached to the pipette tip using a small silicone adapter tubing. Cells are allowed to settle, in the tip, and then are transferred to the PE50 tubing by slowly dialing the pipetteman. Once the cells are near the end of the PE50 tubing, a kink is made and the silicone adaptor tubing is placed over the kink. The PE50 tubing is transferred to a 15 mL conical containing a cut 5 mL pipet, and the PE50 tubing is taped over the side of the 5 mL pipet to prevent curling during centrifuging. Cells are allowed to reach 1,000 rpm and stopped.
Transplantation: Recipient mice are anesthetized, shaved, and cleaned. A small incision is made on the left flank of the mouse and the kidney is exposed. The kidney, fat, and tissue are kept moist with normal saline swab. The distal end of the PE50 is attached to a Hamilton screw drive syringe, containing a pipette tip, using the silicone adaptor tubing. A small nick is made on the right flank side of the kidney, not too large nor too deep. The beveled end of the PE50 tubing, nearest the cells, is carefully placed under the capsule, the tubing is moved around gently to make space while swabbing normal saline; a dry capsule can tear easily. A small air bubble is delivered under the capsule by slowly dialing the syringe screw drive. Islets are then slowly delivered behind the air bubble. Once the islets have been delivered kidney homeostasis is maintained and the knick is cauterized with low heat. The kidney is placed back into the cavity and the peritoneum and skin are sutured and stapled. Mice are immediately treated with Flunixin and Buprenorphine s.q. and placed in a cage on a heating pad.

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of mice. Cells are concentrated into pellets in the final tubing used for transplanting the cells under the kidney capsule. The ease of this technique reduces stress to the cells and the mouse.

Diyabetik Fare Böbrek Kapsül içine, Pankreas Islets Nakli

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice.  We found that it was easier ...

Biyoloji

Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy may incur acute whole blood reactions and result in poor islet engraftment. Here, we report a robust protocol for the transplantation of islets at the extrahepatic transplantation site-the epididymal fat pad (EFP)-in a diabetic mouse model. A protocol to isolate and purify islets at high yields from C57BL/6J mice is described, as well as a transplantation method performed by seeding islets onto a decellularized scaffold (DCS) and implanting them at the EFP site in syngeneic C57BL/6J mice rendered diabetic by streptozotocin. The DCS graft containing 500 islets reversed the hyperglycemic condition within 10 days, while the free islets without DCS required at least 30 days. The normoglycemia was maintained for up to 3 months until the graft was explanted. In conclusion, DCS enhanced the engraftment of islets into the extrahepatic site of the EFP, which could easily be retrieved and might provide a reproducible and useful platform for investigating the scaffold materials, as well as other transplantation parameters required for a successful islet engraftment.

This protocol demonstrates murine islet isolation and seeding onto a decellularized scaffold. Scaffold-supported islets were transplanted into the epididymal fat pad of streptozotocin (STZ)-induced diabetic mice. Islets survived at the transplantation site and reversed the hyperglycemic condition.

Diyabetik Farenin Epididimal Yağ Tabağında Iskelelerin İskele Destekli Nakli

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy ...

Biyomühendislik

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

Fare modeli değiştirilmiş manşet tekniği kullanarak pankreas nakli için

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for islet transplantation in rodent models. However, the tight kidney capsule limits the transplantation of sufficient islets in large animals and humans. The inguinal subcutaneous white adipose tissue (ISWAT), a new subcutaneous space, was found to be a potentially valuable site for islet transplantation. This site has better blood supply than other subcutaneous spaces. Moreover, the ISWAT accommodates a larger islet mass than the kidney capsule, and transplantation into it is simple. This manuscript describes the procedure of mouse islet isolation and transplantation in the ISWAT site of syngeneic diabetic mouse recipients. Using this protocol, murine pancreatic islets were isolated by standard collagenase digestion and a basement membrane matrix hydrogel was used for fixing the purified islets in the ISWAT site. The blood glucose levels of the recipient mice were monitored for more than 100 days. Islet grafts were retrieved at day 100 after transplantation for histological analysis. The protocol for islet transplantation in the ISWAT site described in this manuscript is simple and effective.

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue ISWAT Transplantation Model of Murine Islets

In this protocol, a method of murine islet isolation and transplantation into the inguinal subcutaneous white adipose tissue is described. Isolated syngeneic murine islets are transplanted into a murine recipient using a basement membrane hydrogel. The blood glucose level of the recipients is monitored, and histology analysis of the islet grafts is performed.

Inguinal Subkutan Beyaz Yağ Dokusu (ISWAT) Transplantasyon Modeli Murine Adacıkları

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

Farelerde İntrahepatik Adacık Transplantasyonu Sırasında İnfüzyon Sonrası Portal Ven Kanamasının En Aza İndirgenmesi

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

Pankreas intravital görüntüleme penceresine sahip bir Murine Modelinde Pankreasın Stabilize Boyuna In Vivo Hücresel Düzey Görselleştirmesi

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

A Simple High Efficiency Protocol for Pancreatic Islet Isolation from Mice

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other important biological functions. The islets primarily consist of five types of hormone-secreting cells: &#945; cells secrete glucagon, &#946; cells secrete insulin, &#948; cells secrete somatostatin, &#949; cells secrete ghrelin, and PP cells secrete pancreatic polypeptide. Sixty to 80% of the cells in the islets are &#946; cells, which are the most important cell population to study insulin secretion. Pancreatic islets are a crucial model system to study ex vivo insulin secretion. Acquiring high quality islets is of great importance for diabetes research. Most islet isolation procedures require technically difficult to access site of collagenase injection, harsh and complex digestion procedures, and multiple density gradient purification steps. This paper features a simple high yield mouse islet isolation method with detailed descriptions and realistic demonstrations, showing the following specific steps: 1) injection of collagenase P at the ampulla of Vater, a small area joining the pancreatic duct and the common bile duct, 2) enzymatic digestion and mechanical separation of the exocrine pancreas, and 3) a single gradient purification step. The advantages of this method are the injection of digestive enzyme using the more accessible ampulla of Vater, more complete digestion using combination of enzymatic and mechanical approaches, and a simpler single gradient purification step. This protocol produces approximately 250&#8212;350 islets per mouse; and islets are suitable for various ex vivo studies. Possible caveats of this procedure are potentially damaged islets due to enzymatic digestion and/or prolonged gradient incubation, all of which can be largely avoided by careful ad justification of incubation time.

This islet isolation protocol described a novel route of collagenase injection to digest the exocrine tissue and a simplified gradient procedure to purify the islets from mice. It involves enzymatic digestion, gradient separation/purification, and islet hand-picking. Successful isolation can yield 250&#8211;350 high quality and fully functional islets per mouse.

Farelerden Pankreas Adacık İzolasyon için Basit Bir Yüksek Verimlilik Protokolü

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other ...

A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet infusion is far from ideal and therefore, the omentum is re-emerging as a potentially valuable site for islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and the implantation of the islets to the diabetic recipients. Transplantation to the omentum requires surgical steps that can be better demonstrated visually. Here, the detailed steps for this procedure are presented. Two methods of mixing the isolated islets with hydrogel before placing the mixture into the omental pouch of diabetic mice are described here. Different hydrogels are used for the different conditions. Blood glucose levels of diabetic mouse recipients of syngeneic islets in the omentum were monitored for up to 35 days. Some animals were sacrificed after 14 days to perform immuno-histochemical analysis. This pre-clinical transplantation approach can be used as preliminary data leading up to translation to clinical transplantation.

A method for the omental transplantation of islets in a mouse is introduced. The isolated islets are mixed with hydrogel and the mixture is placed into the omental pouch of a diabetic mouse. Then, the blood glucose is monitored, and immuno-histochemical analysis is performed.

Adacık nakli için Mouse omentumun için bir yöntemi

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet ...

Grafting Pancreatic Islets: A Method to Implant Pancreatic Islets into the Anterior Chamber of the Mouse Eye for In Vivo Imaging

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;<a href="https://www.jove.com/v/61234/" target="_blank">A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the Anterior Eye Chamber</a>. J. Vis. Exp. (2020).
This video describes the protocol for grafting human pancreatic islets into the anterior chamber of the mouse&#8217;s eye to monitor revascularization of human islet grafts in vivo. It also helps to understand the contribution of recipient versus donor cells in promoting the encapsulation and vascularization of the graft.

Pankreas Adacıklarının Aşılanması: İn Vivo Görüntüleme için Pankreas Adacıklarını Fare Gözünün Ön Odasına İmplante Etme Yöntemi

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the ...