Yazarlar, decellularized iskeleler sağlamaktan Guanhao Biotech&#39;ten Wei Zhang&#39;a teşekkür etmek istiyorlar. Yardımcı tartışmalar için Xiao-hong Peng&#39;e teşekkür ediyoruz. Bu araştırma, Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı tarafından maddi olarak desteklendi (Proje No: 31322021).

Tüm deneyler Pekin Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC, IACUC no. COE-LuoY-1) tarafından onaylandı. 1. Islet İzolasyonu <ol><li> Reaktiflerin ve ekipmanın hazırlanması. <ol><li> HBSS&#39;de 5 mg / mL&#39;lik bir solüsyon yapmak için kollajenaz P tozunu (2 U / mg) yeniden yapılandırın ve bakterileri çıkarmak için 0.22 μm&#39;lik bir filtreyle filtreleyin. 15 mL konik tüplerde 0.6 mL&#39;lik kolajenaz P çözeltileri hazırlayın ve -20 ° C&#39;de saklayın. NOT: Kullanım esnasında, her alikot, 0.5 mg / mL veya 1 U / mL nihai konsantrasyonları olan 6 mL çalışma solüsyonları vermek üzere HBSS ile seyreltilir (3 farenin tedavisi için yeterlidir). Çalışma solüsyonu 1 saat içinde hemen kullanım için buzda tutulur. Ek bir kullanım için çalışma solüsyonu geri getirilmemeli veya tekrar dondurulmamalıdır. </li><li> HBSS içine FBS (% 2.5) ve P / S (% 1) ekleyerek nötralizasyon çözeltisi hazırlayın; Çözümü buzda tutun. Trea&#39;ya 60 mL nötrleştirme solüsyonu hazırlayınT 6 fareleri. </li><li> Ada kültür ortamı için RPMI 1640 ortamına D-glukoz (7 mM), FBS (% 10) ve P / S (% 1) ilave edin. </li><li> Ameliyat aletlerini 115 ° C&#39;de 30 dakika ve 15 psi basınç altında otoklavlayın. </li></ol></li><li> Pankreasın şişmesi. <ol><li> 6 fareler için (12 haftalık) adım 1.1.1&#39;de belirtildiği gibi 12 mL kolajenaz çalışma solüsyonu hazırlayın. 10 mL şırıngayı 9 mL çalışma solüsyonuyla doldurun ve şırıngayı 27 G intravenöz iğneye bağlayın. Şırıngayı buz üzerinde saklayın ve çözeltiyi 1 saat içinde kullanın. </li><li> Fareyi rahim ağzı çıkığıyla euthanize edin. Fareyi, kuyruk operatöre doğru bakacak şekilde kağıt havlu üzerine yatar konuma getirin. Tüm vücudu% 70 etanol ile püskürterek tamamen ıslak hale getirir. </li><li> Disital makas ve forseps kullanarak genital bölgede başlayan ve diyafragma uzanan bir V-insizyon yapın. Karın boşluğunu tamamen açığa çıkarmak için cildi göğsünüzden geçirin. </li><li> HareketBağırsağın sağ tarafına gelin ve pankreas ve ortak safra kanalı ortaya çıkar. Duodenumu forsepsle dikkatli tutun ve safra kanalı gerginleşene kadar çekin ( Şekil 1A -1 ve A-2 ). </li><li> Karaciğere yönelen portal damarı ve safra kanalını bulun. Portal damarı ve safra kanalını mikroskopik bir hemostatik kelepçe ile sıkıştırın. NOT: Sıkıştırma, aşırı kanamanın ve kolajenazın karaciğere girmesini önler. </li><li> Bağırsağı hala forsepsle tutarken safra kanalını ve duodenumu birleştiren ampulanın yerini bulun. 27G damar içi iğne, ampulla ( Şekil 1B- 1 ve B-2 ) yoluyla ortak safra kanalına yerleştirilir. </li><li> Kanülasyonun safra kanalından geçip geçmediğini kontrol etmek için yaklaşık 200 mcL kollajenaz solüsyonu dağıtın. Kollajenaz çözeltisi kanalın içine dolmaya başlarsa ( 1 ve C2 ), iğne kanalın lümenindedir; Iğneyi içeren kanal segmentini bir arter hemostatik kelepçe kullanarak sıkıştırın ve 2 mL&#39;lik solüsyonun geri kalanını 1 dakika içinde yavaş ve sabit bir hızda boşaltın ( Şekil 2A -1 , A-2 ve B-1 ). NOT: Kanalı çevreleyen doku şişirmeye başlarsa ( Şekil 2B -2 ), iğne safra kanalının duvarı boyunca itilir ve iğneyi yeniden konumlandırması ve safra kanalı tekrar kanülasyon yapmayı dener. Benzer şekilde, duodenum şişirmeye başlarsa ( Şekil 2C- 1 ve C-2 ), arter hemostatik kelepçesi ayarlanmalı ve safra kanalı yeniden kanüle edilmelidir. Kollajenaz çözelti pankreasın tamamını doldurduktan sonra, duodenum yakınındaki doku şişirilir, ardından bölgeN pankreas kuyruğunun yakınında. Pankreas kuyruğunun (dalak lobu) perfüzyonu, adacık verimi maksimize etmek için önemlidir. </li><li> Pankreastın enflasyondan sonra ( Şekil 2C -1 ) bağırsak faresinin sol tarafına itin ve aşağı doğru iki nokta üstüste başlayarak pankreası çıkartın. Bağırsak kaldırmak için forseps kullanın ve başka bir çift forseps ile pankreas ayırın. Midenin üstünden bağlanıncaya kadar pankreası çıkarmaya devam edin. Son olarak, pankreasları karından çıkarın ve kalan dalaktan ayırın. NOT: Çıkarma işlemi sırasında sindirim devam ettiği için tüm ayrılma işlemi hızla gerçekleştirilmelidir. </li><li> Pankreas boş bir 15 mL konik tüp içine yerleştirin ve buz üzerinde bırakın. Kalan fareler için yukarıdaki prosedürü tekrarlayın. Tüm pankreas, kollajenaz P ile aşırı sindirimi önlemek için, adım 1.3&#39;ü takiben 1 saat içinde daha fazla işlenmelidir. &lt;/ Li&gt; </ol></li></ol><img alt="Şekil 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54995/54995fig1.jpg" /> Şekil 1: Safra oluğunun kanülasyonunu ve pankreasın kollajenaz çözeltileri ile perfüzyonunu gösteren fotoğraflar. ( A1 ) Safra kanalı gerginleşene dek duodenum çekilir. (Ampulla: duodenum yüzeyindeki üçgen, sütlü alan; safra kanalı: yüzeydeki kordon benzeri sütlü yapı). ( B1 ) İğneyi ampulla safra kanalına sokmak. ( C1 ) Pankreasın enzim enjekte edilerek şişirilmesi. ( A2, B2 ve C2 ) Sırasıyla A1, B1 ve C1&#39;de gösterilen prosedürlerin karikatür görüntüleri. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54995/54995fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> Şekil 2: Kanülasyon için sorun giderme. ( A1 ) İğne ucu safra kanalının lümenine sokulmuştur. ( A2 ) Kanal, enzim çözeltileri ile doldurulmuştur. ( B1 ) İğne safra kanalının lümenine sokuldu ve kanal mavi bir boya ile dolduruldu. ( B2 ) Uygun olmayan kanülasyon nedeni ile iğne safra kanalının altında ve mavi boyayı verdikten sonra sadece şişirilmiş bir kapsül görülür. ( C1 ) Başarılı bir kanülasyon pankreas distansiyonu ile kanıtlanmaktadır. ( C2 ) Uygun olmayan sıkıştırma nedeniyle mavi boya duodenuma girer ve şişmeye neden olur. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54995/54995fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.</a> <ol start="3"><li> &lt;Strong&gt; Adaların sindirimi ve saflaştırılması. <ol><li> Perfüze pankreas içeren konik tüpleri 37 ° C&#39;de 17 dakika inkübe edin. NOT: Kuluçka süresi, hayvanın yaşına ve türüne göre değişebilir. </li><li> 7 mL nötrleştirme solüsyonu ilave ederek ve tüpleri buz üzerine koyarak sindirimi sona erdirin. </li><li> İnce doku parçacıkları elde edilinceye kadar tüpleri şiddetle ( örn . 10 saniye içinde 20 kez) sallayarak dokuyu çözün. NOT: Pankreasın tamamen ayrışması başarısız olursa adacık verimi düşük olacaktır. </li><li> Sindirilmemiş doku parçalarını çıkarmak için 0.5 mm tel örgü vasıtasıyla sindirilmiş doku örneklerini filtreleyin. Adacık süspansiyonlarını yeni bir 50 mL konik tüpe toplayın. </li><li> Tüpleri 230 xg ve 4 ° C&#39;de 3 dakika boyunca santrifüjleyin ve doku peletlerini bozmadan süpernatantı dikkatlice boşaltın. </li><li> Nazikçe veya p vortekslenerek 4 ml&#39;lik polisükroz yoğunluk gradyanındaki 3 fareden peletleri tekrar süspanse edinSüspansiyon birkaç kez yukarı ve aşağı ipekleme. Tüpün kenarından polisükroz solüsyonlarının tepesine 4 mL HBSS&#39;ye yavaş yavaş pipetle alın. NOT: İki çözüm keskin arayüzü olan iyi ayrılmış katmanlar olmalıdır. NOT: HBSS&#39;nin ilavesi, tabandaki polisükroz yoğunluğu değişimini bozmadan özenle yapılmalıdır. </li><li> Süspansiyonu, çok yavaş bir hızlanma oranı seçerek 900 x g&#39;de ve 4 ° C&#39;de 20 dakika santrifüjleyin. Santrifüjü fren olmadan sonlandırın. NOT: Adacıkların çoğunun polisükroz ve HBSS tabakaları arasındaki ara yüze göç ettiği ve altta yerleşen ekzokrin hücrelerin tamamı ile birlikte adacıkların ekzokrin hücrelerden saflaştırılması için bir adımdır. </li><li> Büyük çapta 15 mL&#39;lik bir pipet kullanarak 8 mL&#39;lik süpernatan solüsyonlarının tamamını çıkarın. Çözeltileri, ters çevrilmiş 70 μm&#39;lik bir süzgeçten geçirin. NOT: Adacıklar süzgeç tarafından daha da arıtılıp tutulurken ekzokrin hücrelerFiltreyi geçecektir. Dikkat: Polisukor yoğunluk derecesi hücre toksiktir; Filtrasyon adacıkların polisükrozdan kurtulmasına yardımcı olur. </li><li> 35 mL&#39;lik bir Petri kabına 2 mL soğuk nötrleştirme solüsyonu pipetleyin. Hücre süzgeçini sağ tarafı yukarı çevirin, adacıkları çözeltide tutan yüzeyi daldırın ve adacıkları serbestçe sallayın. </li><li> Elle beyaz bir uçlu bir 20-μL pipet kullanarak bir mikroskop altında adacıkları seçin. NOT: Adacıklar sarımtırak, kompakt hücre agregalarıdır ( Şekil 3A ), buna karşın kirletici ekzokrin doku veya hücreler mikroskop altında siyahımsı ve gevşek bir yapıya sahiptir. </li><li> 2 ml kültür ortamı ile 35 ml&#39;lik bir çanakta yaklaşık 200 adacık yerleştirin ve 37 ° C&#39;de% 12 CO 2 ile sağlanan inkübatöre 12 saat boyunca inkübe edin. NOT: Genellikle 150-300 adacık, 12 haftalık bir C57BL / 6J fareden hasat edilebilir. Adalar kültür sırasında agrega oluşturmaya eğilimli,Ve büyük adacıklar (&gt; 300 μm) merkezi nekroza duyarlıdır ( Şekil 1B , inset). Adacıkların çanakta eşit şekilde dağıtılması ve yığılmayı azaltmak için süspansiyonu iyice çalkalayın. </li></ol></li></ol> 2. Iskele Kültür İskele Üzerinde NOT: DCS, yaklaşık% 79 gözeneklilik, yaklaşık 0.6 mm kalınlık ve 12-300 um aralığında gözenek boyutuna sahiptir. <ol><li> İskeleleri 7 mm&#39;lik disklere kesin,% 70 etanol içinde bekletin ve HBSS ile yıkayın. İskeleleri 24-kuyucuklu doku kültür eklerine yerleştirin. NOT: Gecelik kültürden sonra taze adacıklar toplandığında, adacıklar düzgün kenarlı parlak ve sıkı görünür ( Şekil 3B ). </li><li> Çanağı döndürünüz ve beyaz bir uçlu 20 mcL&#39;lik bir pipet kullanarak çanak merkezinden adacıklar topla. Adacıkları bir pipet kullanarak iskelelere (250 adacık / iskele) aktarın ve 2 mL kültür ortamı ekleyin.Kuyu. Adaları, nakilden 12 saat önce kültürleyin. </li></ol> 3. Adalar EFP Yerinde Transplantasyon <ol><li> Alıcı farelerde diyabet indüksiyonu. <ol><li> C57BL / 6J farelerini (10 haftalıktan fazla) bir su kaynağına sahip fakat yiyecekleri olmayan yeni bir kafese yerleştirin. Diyabet indüksiyonu başlamadan önce fareleri hızlıca 10 saat hızlandırın. </li><li> 0.1 M sitrik asit ile 0.1 M sodyum sitrat karıştırılarak pH değerleri 4.2-4.5 olan tampon çözeltileri hazırlayın. Yeni hazırlanmış tamponda STZ&#39;yi (10 mg / mL) eritin ve çözeltiyi 0.22 um&#39;lik bir filtreden geçerek sterilize edin. NOT: STZ ışığa duyarlıdır ve 10 dakika içinde aktivite kaybeder; Enjeksiyondan hemen önce taze STZ solüsyonunu daima hazırlayın. </li><li> Her fare C57BL / 6J fare başına 140-150 mg / kg dozunda STZ ile intraperitonal olarak enjekte edin. NOT: Doz, hayvanın yaşına ve türüne bağlı olarak değişir. Küçük ölçekli bir doz optimizasyonu gerçekleştirilmelidir.Resmi deney başlamadan önce verilen türler için st. </li><li> Kuyruk damarı kanını toplayın ve STZ enjeksiyonundan 2, 3 ve 4. günlerde bir glikoz sayıcısı ile kan glikozunu izleyin. NOT: Hayvanlar ard arda iki gün boyunca hiperglisemik (açlık-kan şekeri&gt; 16.7 mM) olduğunda, adacık nakli için hazırdırlar. </li></ol></li><li> Adacıkların EFP bölgesine nakli. <ol><li> Fareler intraperitoneal olarak verilen pentobarbital ile anestezi altına alın (50 mg / kg). Fareyi, kuyruk operatöre doğru bakacak şekilde kağıt havlu üzerine yatar konuma getirin. Kesi bölgesinden kürkü çıkarmak için karın tıraş edin. Dört eklemi bantlayın ve cildinizi tamamen alkol ve iyodofor mendil ile tamamen sürünüz, kesi bölgesini sterilize etmek için dairesel bir tarzda hareket ettirin. Fareyi steril bir örtüyle örtün, ancak insizyon alanına erişime izin verin. Peritoneal duvar boyunca 7 mm&#39;lik bir kesi yapın.Orta hat, genital bölgeye yakın. NOT: Ameliyat sırasında eldivenler de dahil olmak üzere kullanılan tüm araçlar steril olmalıdır. </li><li> Forseps kullanarak karın boşluğundan hafifçe tutun ve EFP çıkarın. Islak steril gazlı bezin üzerine EFP yayıldı. Adaları içeren iskeleti EFP&#39;ye yerleştirin ve EFP&#39;yi transplantayı saracak şekilde katlayın. Adacıklar ve EFP arasındaki doğrudan temasın emilebilir 6-0 sütürler ile EFP dikilmesi ile sabitleyin. EFP&#39;nin kurumasını önlemek için batırılmış pamuk çubuk kullanarak steril salinle EFP yüzeyini ıslatın. </li><li> EFP&#39;yi karın boşluğuna hafifçe yerleştirin. Peritoneal duvarı dikerek ve deri tabakasını yara klipsleriyle sıkarak insizyonu kapatın. </li><li> Buprenorfin (0.1 mg / kg) subkutanöz analjezik olarak enjekte edin. </li><li> Dehidrasyonu önlemek için 1 mL serum fizyolojik alt deri enjekte edin. </li><li> Fare, anesteziden kurtuluncaya dek ısıtma pedindeki bir kafese yerleştirin. </li><li> Açlık-karşı glikoz le kontrol edinVels iki gün sonra kuyruk damarından kan toplarken. Greft alınıyorsa, yukarıdaki transplantasyon prosedürlerini tekrar edin, hafifçe EFP&#39;yi çekin, epididime bitişik yağ pedinin sonuna bağlamak, kan damarlarını tıkamak, EFP greftini eksprese etmek ve histoloji için korumak için 3-0 sütür kullanın . NOT: Adacıkların eksprese edilmesi alıcı fareleri 3 gün içinde tekrar hiperglisemik hale getirmelidir, böylece greftin fonksiyonu teyit edilir. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen.">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> N Engl J Med. 343, 230-238 (2000).</li><li>Shapiro, A. M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=International+Trial+of+the+Edmonton+Protocol+for+Islet+Transplantation.">International Trial of the Edmonton Protocol for Islet Transplantation.</a> N Engl J Med. 355, 1318-1330 (2006).</li><li>Ryan, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Five-year+follow-up+after+clinical+islet+transplantation.">Five-year follow-up after clinical islet transplantation.</a> Diabetes. 54, 2060-2069 (2005).</li><li>Merani, S., Toso, C., Emamaullee, J., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+implantation+site+for+pancreatic+islet+transplantation.">Optimal implantation site for pancreatic islet transplantation.</a> Br J Surg. 95, 1449-1461 (2008).</li><li>Schmidt, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pancreatic+islets+find+a+new+transplant+home+in+the+omentum.">Pancreatic islets find a new transplant home in the omentum.</a> Nat Biotechnol. 35 (1), (2017).</li><li>Dufour, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+an+ectopic+site+for+islet+transplantation,+using+biodegradable+scaffolds.">Development of an ectopic site for islet transplantation, using biodegradable scaffolds.</a> Tissue Eng. 11, 1323-1331 (2005).</li><li>Weaver, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+Release+of+Dexamethasone+from+Organosilicone+Constructs+for+Local+Modulation+of+Inflammation+in+Islet+Transplantation.">Controlled Release of Dexamethasone from Organosilicone Constructs for Local Modulation of Inflammation in Islet Transplantation.</a> Tissue Eng Part A. 21, 2250-2261 (2015).</li><li>Wang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Micro+to+Macro:+The+Hierarchical+Design+in+a+Micropatterned+Scaffold+for+Cell+Assembling+and+Transplantation.">From Micro to Macro: The Hierarchical Design in a Micropatterned Scaffold for Cell Assembling and Transplantation.</a> Adv Mater. 29, (2017).</li><li>Blomeier, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polymer+Scaffolds+as+Synthetic+Microenvironments+for+Extrahepatic+Islet+Transplantation.">Polymer Scaffolds as Synthetic Microenvironments for Extrahepatic Islet Transplantation.</a> Transplantation. 82, 452-459 (2006).</li><li>Gibly, R. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extrahepatic+islet+transplantation+with+microporous+polymer+scaffolds+in+syngeneic+mouse+and+allogeneic+porcine+models.">Extrahepatic islet transplantation with microporous polymer scaffolds in syngeneic mouse and allogeneic porcine models.</a> Biomaterials. 32, 9677-9684 (2011).</li><li>Moskalewski, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+Culture+of+the+Islets+of+Langerhans+of+the+Guinea+Pig.">Isolation and Culture of the Islets of Langerhans of the Guinea Pig.</a> Gen Comp Endocrinol. 5, 342-353 (1965).</li><li>Lacy, P. E., Kostianovsky, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+for+the+isolation+of+intact+islets+of+Langerhans+from+the+rat+pancreas.">Method for the isolation of intact islets of Langerhans from the rat pancreas.</a> Diabetes. 16, 35-39 (1967).</li><li>Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Method+for+Murine+Islet+Isolation+and+Subcapsular+Kidney+Transplantation.">A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation.</a> J Vis Exp. (50), (2011).</li><li>Li, D. S., Yuan, Y. H., Tu, H. J., Liang, Q. L., Dai, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protocol+for+islet+isolation+from+mouse+pancreas.">A protocol for islet isolation from mouse pancreas.</a> Nat Protoc. 4, 1649-1652 (2009).</li><li>Stull, N. D., Breite, A., McCarthy, R., Tersey, S. A., Mirmira, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Islet+of+Langerhans+Isolation+using+a+Combination+of+Purified+Collagenase+and+Neutral+Protease.">Mouse Islet of Langerhans Isolation using a Combination of Purified Collagenase and Neutral Protease.</a> J Vis Exp. (67), (2012).</li><li>Sakata, N., Yoshimatsu, G., Tsuchiya, H., Egawa, S., Unno, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+diabetes+mellitus+for+islet+transplantation.">Animal models of diabetes mellitus for islet transplantation.</a> Exp Diabetes Res. , 256707 (2012).</li><li>Schmidt, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pancreatic+islets+find+a+new+transplant+home+in+the+omentum.">Pancreatic islets find a new transplant home in the omentum.</a> Nat Biotech. 35, 8-8 (2017).</li><li>Londono, R., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biologic+scaffolds+for+regenerative+medicine:+mechanisms+of+in+vivo+remodeling.">Biologic scaffolds for regenerative medicine: mechanisms of in vivo remodeling.</a> Ann Biomed Eng. 43, 577-592 (2015).</li></ol>

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Pankreas perfüzyonu ve sindirim zamanı, adacık verimi ve kalitesini etkileyen iki önemli parametredir. Moskalewski ilk olarak kıyılmış kobay pankreasını 11 sindirmek için ham kollajenaz karışımı kullanımını bildirdi. Lacy ve ark. , Adacık verimi 12&#39;yi büyük ölçüde arttıran pankreaları perfüze için kanal sistemine enzim enjeksiyonu yaptığını bildirdi. Enzim duktal perfüzyon daha homojen bir sindirim ve pankreas <sup class="xref"...

Tip 1 diabetes mellitus (T1D) adacık hücrelerinin bağışıklık sistemi tarafından ablasyona uğramış olduğu hastaları, tüm yaşamları boyunca eksojen insülin enjeksiyonuna bağımlı kılan bir otoimmün endokrin bozukluktur. Edmonton protokolü adacık transplantasyonunun klinik çalışmalarında bir kilometre taşı temsil eder; Adacıklar portal ven yoluyla infüze edildi ve intrahepatik bölgeye nakledildi 1 . Bununla birlikte, donör adacıklarının yetersiz kaynakları ve zayıf adacık engrafmanı olmak üzere iki ana engel, adacık transplantasyonunun geniş başarısını engellemektedir 2 . Genellikle, bir hastanın hiperglisemik durumunu tersine çevirmek için üç kadavradan donörden adacıklar toplanmalıdır; Bunun nedeni, düşük adacık yalıtım prosedürleri ve transplantasyondan sonraki adacık kaybıdır. Özellikle, transplantasyon sonrası adacıklar oksijen açısından zengin kanla ıslatılmış olsalar da, kanla doğrudan temas çoğu zaman kan yoluyla dolaştırılan inflamamayı uyandırırAdacıkların akut şekilde kaybedilmesine neden olabilecek toory reaction (IBMIR). Uzun vadede, hastalardaki adacıkların kademeli olarak kaybedilmesi, birinci yılda% 90&#39;a ulaşabilen ve 2 ve 5 oranında% 30&#39;a ve% 10&#39;a düşebilecek klinik gruplarda diyabetin tersine dönme oranlarının düşmesine neden oldu- ğu düşünülmektedir Transplantasyon sonrası yıllar sırasıyla 3 . Ekstrahepatik bölgelerdeki adacık transplantasyonu, adacıkların kanla doğrudan temasını azaltmak, intrahepatik infüzyona kıyasla transplantları daha tanımlanabilir yerlere kısıtlamak için çekici bir strateji olmuştur. Geçtiğimiz yıllar boyunca böbrek kapsülü, göz, kas, yağ yastıkları ve subkutanöz alanlarda çalışmalar yapıldı ve bu bölgelerdeki adacıkların normoglisemi 4&#39;ü geri kazanmak için ayakta kalabildiklerini ve işlev gösterebildiklerini gösterdi. Buna ek olarak, bu bölgelerdeki adacıklar geri alınabilir, böylece biyopsi veya daha başka değiştirme prosedürleri mümkündür. Ekstrahepatik sBu nedenle, klinik transplantasyon için büyük bir potansiyel ortaya koymaktadır 5 . Biyolojik materyal tabanlı iskeleler hücre nakli ve doku mühendisliği için yoğun şekilde araştırıldı. Üç boyutlu (3D) iskele genellikle gözenekli yapılar içerir ve hücrelerin mekansal yapısını / organizasyonunu oluşturmak için hücresel şablonlar olarak veya biyoaktif ipuçlarının kontrollü salımını sağlamak için rezervuar olarak işlev görebilir. İskele ayrıca EFP&#39;deki adacıkları nakletmek için poli (glikolid-L-laktit) 6 , poli (dimetilsiloksan) 7 ve termoplastik poli (üretan) 8 gibi polimerik malzemelerden imal edilmiştir. Adacıkların doğrudan transplantasyonu ile karşılaştırıldığında, iskeletlerin adacıkların intraperitoneal boşluğa 9 , 10 sızıntısını önleyerek adacık kaybını azalttığı ve mekanik korumanın sağlandığı ve modülLokal inflamatuar reaksiyonu önleme. İskele böylece, transplantasyon bölgelerinde 7 adacık engraftmanını geliştirmek için geliştirilebilir. Bu çalışmada, bir DCS kullanarak farelerin modellerinde gerçekleştirilen, EFP&#39;deki adacık nakli paradigmasını göstermek istiyoruz. Ekstraselüler matristen türetilen iskeleler, sentetik ürünlerle karşılaştırıldığında üstün biyouyumluluk ve daha doğal gözenekli yapılar nedeniyle son yıllarda büyük ilgi gördü. Burada, C57BL / 6J farelerden yüksek verimle pankreatik adacıklar elde etmek için sağlam bir izolasyon protokolü açıklanmaktadır. Sığır perikardından işlenen DCS&#39;lere daha sonra adacıklar ekildi ve greftler, eşzamanlı diyabetik modellerde EFP&#39;ye nakledildi. Farelerde normoglisemi, 10 gün içinde elde edildi ve greftlerin çıkarılıncaya kadar 100 güne kadar tutuldu.

<table><tbody><tr><td>Dissecting scissor</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.5 mm diameter wire mesh</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70 &amp;mu;m cell strainer</td><td>Falcon</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>Artery hemostatic clamp</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopic hemostatic clamp</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hemostatic forceps</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Absorbable 6-0 PGLA sutures&amp;nbsp;</td><td>JINHUAN</td><td></td><td>With needle</td></tr><tr><td>Wound clip</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton swab</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile drapes</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10mL syringe</td><td>JINGHUAN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mL syringe</td><td>JINGHUAN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>27G intravenous needle</td><td>JINGHUAN</td><td>0.45x15 RWSB</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mL Eppendorf tube</td><td>Axygen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>15mL conical tube</td><td>Corning</td><td>430791</td><td></td></tr><tr><td>50mL conical tube</td><td>Corning</td><td>430829</td><td></td></tr><tr><td>35mm Non-treated&amp;nbsp; Peri-dishes</td><td>Corning</td><td>430588</td><td></td></tr><tr><td>Transwell</td><td>Corning</td><td>3422</td><td></td></tr><tr><td>0.22 &amp;mu;m filter</td><td>Pall</td><td>PN4612</td><td></td></tr><tr><td>10 mL serological pipet</td><td>Corning</td><td>4488</td><td></td></tr><tr><td>Pipet filler S1</td><td>Thermo Scientific</td><td>9501</td><td></td></tr><tr><td>Pipette (2-20&amp;mu;L)</td><td>Axygen</td><td>AP-20</td><td>AXYPET&lt;sup&gt;TM&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td>Olympus</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5810R</td><td></td></tr><tr><td>Hank&amp;rsquo;s balanced salt solution&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>C14175500CP</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase P</td><td>Roche</td><td>COLLP-RO</td><td></td></tr><tr><td>Histopaque 1077</td><td>Sigma</td><td>10771</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Gibco</td><td>11879-20</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>16000-044</td><td></td></tr><tr><td>D-glucose</td><td>Gibco</td><td>A24940-01</td><td></td></tr><tr><td>Glucose meter</td><td>Roche</td><td></td><td>ACCU-CHEK</td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Streptozotocin</td><td>Sigma</td><td>V900890</td><td>Vetec&lt;sup&gt;TM&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>Chloral hydrate</td><td>J&amp;amp;K</td><td>C0073</td><td></td></tr><tr><td>Sodium citrate</td><td>Sigma</td><td>71497</td><td></td></tr><tr><td>Citric acid</td><td>Sigma</td><td>C2404</td><td></td></tr><tr><td>Iodophors</td><td>Ningbo Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J, 10-12 weeks old</td><td>VitalRiver</td><td></td><td>Beijing, China</td></tr><tr><td>Decellularized scaffold</td><td>Guanhao Biotec</td><td>131102</td><td>Guangzhou, China</td></tr></tbody></table>

scaffold-supported transplantation of islets in the epididymal fat pad of diabetic mice

Adacık transplantasyonunun klinik olarak tip 1 diyabet tedavisinde etkili olduğu kanıtlanmıştır. Bununla birlikte, mevcut intrahepatik transplantasyon stratejisi akut tam kan reaksiyonlarına neden olabilir ve kötü adacık engraftmanına neden olabilir. Burada, ekstrahepatik transplantasyon alanındaki adacıkların transplantasyonu için sağlam bir protokol bildirdik, diyabetik bir fare modelinde epididimal yağ bandı (EFP). Adacıkların C57BL / 6J farelerden yüksek verimle izole edilmesi ve saflaştırılması için bir protokolün yanı sıra, bir desellüler hale getirilmiş iskelete (DCS) adacıkların ekilmesi ve diyabetik hale getirilen eş merkezli C57BL / 6J farelerindeki EFP alanına implante edilmesiyle gerçekleştirilen bir transplantasyon yöntemi anlatılmıştır Streptozotosin. DCS olmayan serbest adacıklar en az 30 gün süre ederken, 500 adacık içeren DCS grefti, hiperglisemik durumu 10 gün içinde tersine çevirdi. Normoglisemi, greft eksplantlana kadar 3 aya kadar sürdürüldü. Sonuç olarak, DCS adacıkların engraftsını tO ekstrahepatik EFP sitesinde bulunabilir ve bu iskelet materyallerini araştırmak için tekrarlanabilir ve yararlı bir platform sunabilir ve başarılı bir adacık yerleşimi için gereken diğer transplantasyon parametrelerini sağlayabilir.

Mikroskopik bir hemostatik kelepçe kullanılarak gerçekleştirilen sıkıştırma yöntemimiz, dikiş bağlantı tekniğiyle karşılaştırıldığında basit ve zaman kazandırır. 6 fareden yaklaşık 1.200 adacık izole etmek ve saflaştırmak kabaca 4 saat sürdü. Yeni izole edilen adacıklar tipik olarak optik bir mikroskop altında kaba bir çevreye sahiptir ( Şekil 3A ). Adacıklar izolasyon sürecinden kurtulduktan sonra parlak ve sıkı görün...

Watch this Scientific Journal Video about Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice at JoVE.com

Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

Bu protokol, murine iz izolasyonunu ve bir desellularize iskele üzerine tohumlamayı gösterir. İskele destekli adacıklar streptozotosin (STZ) ile indüklenen diyabetik farelerin epididimal yağ yastığı içine nakledildi. Isletler nakil alanından kurtuldu ve hiperglisemik durumu tersine çevirdi.

Diyabetik Farenin Epididimal Yağ Tabağında Iskelelerin İskele Destekli Nakli

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy ...

scaffold-supported-transplantation-islets-epididymal-fat-pad-diabetic

Research

JoVE Journal

Bioengineering

10.0K Görüntüleme.  Peking University.  Bu protokol, murine iz izolasyonunu ve bir desellularize iskele üzerine tohumlamayı gösterir. İskele destekli adacıklar streptozotosin (STZ) ile indüklenen diyabetik farelerin epididimal yağ yastığı içine nakledildi. Isletler nakil alanından kurtuldu ve hiperglisemik durumu tersine çevirdi. 

Video: Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Murin Islet İzolasyon ve subkapsüler Böbrek Nakli Bir Yöntem

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Tıp

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice. We found that it was easier to concentrate the islets or cells into pellets in the final delivery tubing (PE50) used to transplant the cells under the kidney capsule. This technique provides both speed and ease while reducing any undue stress to the cells or to the mouse.

Loading: Settled, hand picked, islets or pelleted cells are carefully aspirated off the bottom of a 1.5 mL microcentrifuge tube using a p200 pipetteman and a straight, thin-wall pipette tip. A length of PE50 tubing is attached to the pipette tip using a small silicone adapter tubing. Cells are allowed to settle, in the tip, and then are transferred to the PE50 tubing by slowly dialing the pipetteman. Once the cells are near the end of the PE50 tubing, a kink is made and the silicone adaptor tubing is placed over the kink. The PE50 tubing is transferred to a 15 mL conical containing a cut 5 mL pipet, and the PE50 tubing is taped over the side of the 5 mL pipet to prevent curling during centrifuging. Cells are allowed to reach 1,000 rpm and stopped.
Transplantation: Recipient mice are anesthetized, shaved, and cleaned. A small incision is made on the left flank of the mouse and the kidney is exposed. The kidney, fat, and tissue are kept moist with normal saline swab. The distal end of the PE50 is attached to a Hamilton screw drive syringe, containing a pipette tip, using the silicone adaptor tubing. A small nick is made on the right flank side of the kidney, not too large nor too deep. The beveled end of the PE50 tubing, nearest the cells, is carefully placed under the capsule, the tubing is moved around gently to make space while swabbing normal saline; a dry capsule can tear easily. A small air bubble is delivered under the capsule by slowly dialing the syringe screw drive. Islets are then slowly delivered behind the air bubble. Once the islets have been delivered kidney homeostasis is maintained and the knick is cauterized with low heat. The kidney is placed back into the cavity and the peritoneum and skin are sutured and stapled. Mice are immediately treated with Flunixin and Buprenorphine s.q. and placed in a cage on a heating pad.

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of mice. Cells are concentrated into pellets in the final tubing used for transplanting the cells under the kidney capsule. The ease of this technique reduces stress to the cells and the mouse.

Diyabetik Fare Böbrek Kapsül içine, Pankreas Islets Nakli

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice.  We found that it was easier ...

Biyoloji

Quantification of Global Diastolic Function by Kinematic Modeling-based Analysis of Transmitral Flow via the Parametrized Diastolic Filling Formalism

Quantitative cardiac function assessment remains a challenge for physiologists and clinicians.&#160;Although historically invasive methods have comprised the only means available, the development of noninvasive imaging modalities (echocardiography, MRI, CT) having high temporal and spatial resolution provide a new window for quantitative diastolic function assessment. Echocardiography is the agreed upon standard for diastolic function assessment, but indexes in current clinical use merely utilize selected features of chamber dimension (M-mode) or blood/tissue motion (Doppler) waveforms without incorporating the physiologic causal determinants of the motion itself.&#160;The recognition that all left ventricles (LV) initiate filling by serving as mechanical suction pumps allows global diastolic function to be assessed based on laws of motion that apply to all chambers. What differentiates one heart from another are the parameters of the equation of motion that governs filling. Accordingly, development of the Parametrized Diastolic Filling (PDF) formalism&#160;has shown that the entire range of clinically observed early transmitral flow (Doppler E-wave) patterns are extremely well fit by the laws of damped oscillatory motion.&#160;This permits analysis of individual E-waves in accordance with a causal mechanism (recoil-initiated suction) that yields three (numerically) unique lumped parameters whose physiologic analogues are chamber stiffness (k), viscoelasticity/relaxation (c), and load (xo).&#160;The recording of transmitral flow (Doppler E-waves) is standard practice in clinical cardiology and, therefore, the echocardiographic recording method is only briefly reviewed. Our focus is on determination of the PDF parameters from routinely recorded E-wave data.&#160;As the highlighted results indicate, once the PDF parameters have been obtained from a suitable number of load varying E-waves, the investigator is free to use the parameters or construct indexes from the parameters (such as stored energy 1/2kxo2, maximum A-V pressure gradient kxo, load independent index of diastolic function, etc.) and select the aspect of physiology or pathophysiology to be quantified.

Accurate, causality-based quantification of global diastolic function has been achieved by kinematic modeling-based analysis of transmitral flow via the Parametrized Diastolic Filling (PDF) formalism. PDF generates unique stiffness, relaxation,&#160;and load parameters and elucidates &#39;new&#39; physiology while providing sensitive and specific indexes of dysfunction.

Parametrized Diyastolik Dolum Biçimcilik yoluyla Transmitral Akışının Modellenmesi Kinematik tabanlı Analizi ile Küresel Diyastolik Fonksiyonu Kantitasyonu

Quantitative cardiac function assessment remains a challenge for physiologists and clinicians.&#160;Although historically invasive methods have comprised ...

Biyomühendislik

Intra-Omental Islet Transplantation Using h-Omental Matrix Islet filliNG (hOMING)

Regenerative medicine based on cell therapy represents a new hope for curing disease. Current obstacles include proper in vivo validation of the efficiency of the therapy. For transfer to the recipient body, cells often need to be combined with biomaterials, especially hydrogels. However, validation of the efficacy of such a graft requires the right environment, the right hydrogel, and the right recipient site. The omentum might be such a site. Based on the example of islet transplantation, we developed the hOMING (h-Omental Matrix Islet filliNG) technique, which consists of the injection of the graft inside the tissue, in between the omental layers, to improve islet implantation and survival. To achieve this, islets have to be embedded in a hydrogel with a viscosity that enables its injection using an atraumatic needle. Syringes are loaded with a combination of hydrogel and islets. Several injections are performed inside the omental tissue at different entry points, and the deposition of the islet/hydrogel mixture is made along a line. We tested the feasibility of this innovative approach using dextran beads. The beads were well spread throughout the omental tissue, in close proximity to blood vessels. To test the efficacy of the graft, we transplanted islets into diabetic rats and perform a metabolic follow-up over two months. The transplanted islets exhibited a high rate of re-vascularization around and inside islets, and reversed diabetes. The hOMING technique could be applicable for other types of hydrogel or cell therapy, for cells with high metabolic activity.

Intra-Omental Islet Transplantation Using h-Omental Matrix Islet filliNG hOMING

Here, we present a protocol for in vivo validation of hydrogel-based cell therapy, illustrated by the example of islet transplantation. h-Omental Matrix Islet filliNG (hOMING) implantation allows implantation of a cell-hydrogel mixture between the omental layers, near to blood vessels, to maximize engraftment in a proper metabolic environment.

İçi Omental adacık nakli kullanarak h Omental matris adacık doldurma (posta)

Regenerative medicine based on cell therapy represents a new hope for curing disease. Current obstacles include proper in vivo validation of the ...

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation site in experimental islet transplantation is the kidney capsule. However, as less is known about the interaction of pancreatic islets with blood constituents, it also makes sense to utilize the portal vein approach in experimental islet transplantation.
This protocol demonstrates an intraportal islet transplantation technique in NMRI nude mice. Streptozotocin (180 mg/kg) is injected intraperitoneally to induce hyperglycemia in recipient mice. They are considered as diabetic at a non-fasting blood glucose level greater than 20 mmol/L. One day prior to transplantation, mouse pancreatic islets are isolated from the donor pancreas by collagenase digestion; a minimum of 350 islets are utilized per diabetic recipient. Depending upon the islet isolation yield, two or more donor mice are utilized per recipient. After overnight culture at 37 &#176;C, islets are administered into the recipient liver via the portal vein. After surgery, the mice are protected in red Makrolon houses and observed until are awake. This protocol maintains glycemic control for 120 days in syngeneic mice and 15 days in allogeneic mice.

Pancreatic islet transplantation is a way to achieve normoglycemia in type 1 diabetes. This article focuses on the transplantation technique through the intraportal route to maintain normal glucose levels in diabetic mice.

İntraportal fare modeli pankreas adacıkları nakli

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for islet transplantation in rodent models. However, the tight kidney capsule limits the transplantation of sufficient islets in large animals and humans. The inguinal subcutaneous white adipose tissue (ISWAT), a new subcutaneous space, was found to be a potentially valuable site for islet transplantation. This site has better blood supply than other subcutaneous spaces. Moreover, the ISWAT accommodates a larger islet mass than the kidney capsule, and transplantation into it is simple. This manuscript describes the procedure of mouse islet isolation and transplantation in the ISWAT site of syngeneic diabetic mouse recipients. Using this protocol, murine pancreatic islets were isolated by standard collagenase digestion and a basement membrane matrix hydrogel was used for fixing the purified islets in the ISWAT site. The blood glucose levels of the recipient mice were monitored for more than 100 days. Islet grafts were retrieved at day 100 after transplantation for histological analysis. The protocol for islet transplantation in the ISWAT site described in this manuscript is simple and effective.

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue ISWAT Transplantation Model of Murine Islets

In this protocol, a method of murine islet isolation and transplantation into the inguinal subcutaneous white adipose tissue is described. Isolated syngeneic murine islets are transplanted into a murine recipient using a basement membrane hydrogel. The blood glucose level of the recipients is monitored, and histology analysis of the islet grafts is performed.

Inguinal Subkutan Beyaz Yağ Dokusu (ISWAT) Transplantasyon Modeli Murine Adacıkları

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for ...

Fat-Covered Islet Transplantation Using Epididymal White Adipose Tissue

Islet transplantation is a cellular replacement therapy for severe diabetes mellitus. The intraperitoneal cavity is typically the transplant site for this procedure. However, intraperitoneal islet transplantation has some limitations, including poor transplant efficacy, difficult graft detection ability, and a lack of graftectomy capability for post-transplant analysis. In this paper, "fat-covered islet transplantation", an intraperitoneal islet transplantation method that utilizes epididymal white adipose tissue, is used to assess the therapeutic effects of bioengineered islets. The simplicity of the method lies in the seeding of islets onto epididymal white adipose tissue and using the tissue to cover the islets. While this method can be categorized as an intraperitoneal islet transplantation technique, it shares characteristics with intra-adipose tissue islet transplantation. The fat-covered islet transplantation method demonstrates more robust therapeutic effects than intra-adipose tissue islet transplantation, however, including the improvement of blood glucose and plasma insulin levels and the potential for graft removal. We recommend the adoption of this method for assessing the mechanisms of islet engraftment into white adipose tissue and the therapeutic effects of bioengineered islets.

This fat-covered islet transplantation method is suitable for the detection of engrafted islets in the intraperitoneal cavity. Notably, it does not require the use of biobinding agents or suturing.

Epididim Beyaz Yağ Dokusu Kullanılarak Yağ Kaplı Adacık Nakli

Islet transplantation is a cellular replacement therapy for severe diabetes mellitus. The intraperitoneal cavity is typically the transplant site for this ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

Farelerde İntrahepatik Adacık Transplantasyonu Sırasında İnfüzyon Sonrası Portal Ven Kanamasının En Aza İndirgenmesi

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet infusion is far from ideal and therefore, the omentum is re-emerging as a potentially valuable site for islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and the implantation of the islets to the diabetic recipients. Transplantation to the omentum requires surgical steps that can be better demonstrated visually. Here, the detailed steps for this procedure are presented. Two methods of mixing the isolated islets with hydrogel before placing the mixture into the omental pouch of diabetic mice are described here. Different hydrogels are used for the different conditions. Blood glucose levels of diabetic mouse recipients of syngeneic islets in the omentum were monitored for up to 35 days. Some animals were sacrificed after 14 days to perform immuno-histochemical analysis. This pre-clinical transplantation approach can be used as preliminary data leading up to translation to clinical transplantation.

A method for the omental transplantation of islets in a mouse is introduced. The isolated islets are mixed with hydrogel and the mixture is placed into the omental pouch of a diabetic mouse. Then, the blood glucose is monitored, and immuno-histochemical analysis is performed.

Adacık nakli için Mouse omentumun için bir yöntemi

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet ...

Murine Model of Islet Transplantation: A Surgical Method to Infuse Pancreatic Islets in Portal Vein and Prevention of Postoperative Bleeding

Source: Gou, W. et al. <a href="https://www.jove.com/v/62530">Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. (2021)
In this video, we describe a procedure to infuse pancreatic islet cells into the&#160;hepatic portal vein, followed by application of gel foam to successfully prevent bleeding. Postoperative bleeding is a common cause of high mortality during islet transplantation.

Adacık Transplantasyonunda Murin Modeli: Pankreas Adacıklarının Portal Ven İçine İnfüzyonu ve Postoperatif Kanamanın Önlenmesi İçin Cerrahi Bir Yöntem

Source: Gou, W. et al. Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice. J. Vis. Exp. (2021)
In this video, ...