Çalışma finanse edildi (F-Q için verilmiştir. Z.) NIH (R01NS064288, R01NS085176, R01GM111514, R01EY027347), Craig H. Neilsen Vakfı ve BrightFocus Vakfı tarafından.

Tüm hayvan deneyleri Johns Hopkins kurumsal hayvan bakım ve kullanım Komitesi tarafından onaylanmış hayvan iletişim kuralı uyarınca gerçekleştirilmiştir.
1. malzeme ve Kimyasalları
<ol><li>
Hayvanlar
	<ol>
<li>6-hafta-yaşlı kadın CF1 fare deneyleri için 30-35 g ağırlığında kullanın. Not: Grup yer alır (5 fareler kafesi başına) ile 1/4" Mısır koçanı yatak ve 2" kare nestlets iç içe geçme için ayrı ayrı havalandırılmış sterilize kafeslerde fareler vardı. Kafesleri kontrollü 12-h koyu döngüsünde muhafaza ve oda sıcaklığında 19.4 ° C ve 25 ° c arasında yapıldı. Fareler küresel kemirgen diyet ve otomatik su temin sistemi ile beslenen edildi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Aletleri
	<ol>
<li>Verimli bir şekilde ameliyat yapmak için aşağıdaki cerrahi aletler kullanın: tek kullanımlık şırınga (27 G, 1.0 mL) mayi enjeksiyon için kürk kesme makinesi, stereo diseksiyon mikroskop, mikro-cerrahi forseps, mikro-cerrahi makas ve küçük kemik rongeurs ve steril dokuma olmayan sünger. Not: Tüm aletler ve malzemeler ameliyattan önce autoclaved veya üretici tarafından önceden sterilize. Ameliyat sırasında aletler sterilizasyon korumak için %75 alkol ile püskürtülür.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Anestezik çözümleri
	<ol>
<li>Anestezik çözüm #1 anestezi teşvik ve anestezi korumak için anestezi çözüm #2 DRG enjeksiyon önce kullanmak için kullanın.<ol>
<li>Anestezik çözüm #1 yapmak, ketamin ve 10 mg/mL ve 1.2 mg/mL nihai bir konsantrasyon, steril serum fizyolojik içinde xylazine sulandırmak.</li>
			<li>Anestezik çözüm #2 yapmak, 20 mg/mL nihai bir konsantrasyon, steril serum fizyolojik içinde avertin oranında seyreltin.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Plazmid DNA ve RNA Oligos
	<ol>
<li>Buna göre üreticinin iletişim kuralları takip ticari seti kullanarak plazmid hazırlayın. Plazmid DNA'lar 2.0 µg/µL konsantrasyon için steril deiyonize su oranında seyreltin.</li>
		<li>0,005-0,01 son bir konsantrasyon ulaşmak için hızlı yeşil boya çözüm eklemek için DRG anahat daha iyi görselleştirme enjeksiyon sırasında % (v/v).</li>
		<li>Son bir konsantrasyon, 50 µM ulaşmak için üreticileri tarafından sağlanan karşılık gelen arabelleklerindeki siRNA veya mikroRNA oligos geçiyoruz.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Mikro-enjeksiyon pipet
	<ol>
<li>Micropipette çektirme kullanarak kapiller cam çekin ve bir açılış yaklaşık 50 µm dış çap oluşturmak için mikrocerrahi makasla çekti kapiller Cam Pipet ucu kesilmiş. O zaman yaklaşık 20-30 dk için temiz bir bankta UV ışık altında Cam Pipet sterilize.</li>
		<li>Steril Cam Pipet pipet kutusunda bir hücre içi mikroenjeksiyon bağlı bağlama sistemi dağıtmak. 30 psi basınç ve süresinin 8 ms mikroenjeksiyon sistem parametrelerini ayarlamak.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Elektroporasyon sistemi
	<ol>
<li>Elektrotlar kare dalga Elektroporasyon sistemine bağlanmak ve aşağıdaki parametreleri ayarlayın: 15 ms bakliyat 35 V 950 ms aralıklarla vivo içinde adım için.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Perfüzyon ve çözüm sabitleme
	<ol>
<li>1 x PBS bir konsantrasyon % 4 (w/v), paraformaldehyde (PFA) toz geçiyoruz. İngiltere'de yılın çözüm 4 ° C'de depolayın</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. deneysel prosedürler
<ol><li>
L4 ve L5 DRGs cerrahi maruz
	<ol>
<li>Anestezik çözüm #1 daha önce (ketamin 100 mg/kg vücut ağırlığı ve xylazine 12 mg/kg vücut ağırlığı ile) hazırlanan bir mayi enjeksiyon kullanarak fare anestezi.</li>
		<li>Kürk kesme makinesi ile cerrahi alan tıraş. Not: sol siyatik sinir ezmek için başka bir ameliyat olacağından, sol arka uyluk kürk aynı anda traş.</li>
		<li>Isıtmalı battaniye (35,0 ° C) fareyi getirin ve rektal ısı sıcaklık probu ile izleyebilirsiniz.</li>
		<li>Anestezi sınamak için ayak ve kuyruk fare pinch ve davranışsal yanıt gözlemlemek.</li>
		<li>Corkboard fare dört ekstremitelerin teyp.</li>
		<li>Cerrahi alan iodophor çözüm ve sonra cilt kesmeden önce iodophor kaldırmak için %75 alkol ile silin.</li>
		<li>Oftalmik merhem gözleri kuruluk anestezi iken altında önlemek için uygulayın.</li>
		<li>Kesi önce iliyak armalar her iki iyi marker kalemle işaretlemek. L5 DRGs konumlarını tanımlayan kolaylaştırmak için iliak armalar iki nokta bağlanma bir çizgi çizin.</li>
		<li>Mikro-makas ile düşük geri orta çizgi boyunca bir 3 cm kesi yapmak. Ayrıca, paraspinous kaslar, musculus multiﬁdus ve musculus longissimus vur S1 spinöz işlemlere, L3 üzerinden gibi ayırmak ve L4-5 ve L5-6 faset eklemleri bulaşmasına neden.</li>
		<li>Bir mikro-rongeur L4-5 ve L5-6 faset eklemleri kaldırmak için kullanın. Ayrıca, sol nöral arch L4 ve L5 DRGs sırt tarafında ortaya çıkarmak için kaldırın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
DRG enjeksiyon
	<ol>
<li>Anestezik çözüm #2 (200 mg/kg vücut ağırlığı ile avertin) enjekte intraperitoneally anestezi DRG enjeksiyon önce korumak için.</li>
		<li>Plazmid DNA veya RNA oligos (DRG başına 1 µL) cam kapiller pipet yükleyin.</li>
		<li>Kapiller Cam Pipet Ucu dikkatle DRG yerleştirin.</li>
		<li>Yavaş yavaş DNA plazmid 1.0 µL çözümü enjekte veya RNA oligos hücre içi mikroenjeksiyon kullanarak DRG içine sistemleri (30 psi, 8 ms) dağıtmak. Not: Enjeksiyon süresi 5 dakikadan daha az sürmelidir.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Elektroporasyon
	<ol>
<li>PBS elektrotlar ipuçları üzerinde bırakın.</li>
		<li>Kare pamuk steril gazlı bez ile kanama kadar temiz.</li>
		<li>Hedef DRG elektrotlar ile hafifçe çimdik ve Elektroporasyon sistemi ile 5 kare elektrik darbeleri uygulayın.</li>
		<li>Sırasıyla 5-0 naylon sütür ile kas ve deri katmanları kapatın.</li>
		<li>Tamamen sternal recumbency korumak için yeterli bilinci yerine geldi kadar Isıtmalı battaniye (35,0 ° C) fare altında yakın ilgi koyun. Tam anesteziden kurtarıldı sonra fare ev kafese geri dönün. Not: Bu yaklaşık 60 dk 37 ° C battaniye anestezi tamamen kurtarmak fare için alır. Bir hap (200 mg) ibuprofen (0.2 mg/ml) 1000 ml suya ameliyat sonrası ağrı gidermek için günlük beslenmesi için geçiyoruz.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Siyatik Sinir Crush
	<ol>
<li>(Bağlı olarak deneysel tasarım) iki ya da üç gün sonra DRG Elektroporasyon fare (400 mg/kg vücut ağırlığı avertin ile) intraperitoneally anestezik çözüm #2 ile anestezi.</li>
		<li>Corkboard fare dört ekstremitelerin teyp.</li>
		<li>1 cm kesi 0.5 cm orta çizgi sol tarafında yapmak. Kaslar gluteus maksimus kas ve piriformis kas, gibi boyuna kesilmiş. Büyük siyatik deliği ve..... .siyatik çentiği arasında siyatik sinir parçası ortaya çıkarmak.</li>
		<li>Ezmek için 12 s ve mark 10-0 naylon epineural dikiş ezmek sitesiyle mikrocerrahi forseps ile sinir. Bir düğüm ezmek yer işaretlemek dural membran üzerinde yapın.</li>
		<li>5-0 naylon sütür ile kas ve deri katmanları kapatın.</li>
		<li>Tamamen sternal recumbency korumak için yeterli bilinci yerine geldi kadar Isıtmalı battaniye (35,0 ° C) fare ile yakın ilgi koyun. Tam anesteziden kurtarıldı sonra fare ev kafese geri dönün. Not: Bu yaklaşık 60 dk 37 ° C battaniye anestezi tamamen kurtarmak fare için alır. Bir hap (200 mg) ibuprofen (0.2 mg/ml) 1000 ml suya ameliyat sonrası ağrı gidermek için günlük beslenmesi için geçiyoruz.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fare perfüzyon, DRG ve siyatik sinir hasat
	<ol>
<li>İki ya da üç gün sonra siyatik sinir (bağlı olarak deneysel tasarım) ezmek, fare intraperitoneally ile anestezik çözüm #2 anestezi.</li>
		<li>PBS buz gibi %4 paraformaldehyde (PFA) (pH 7.5) ardından fare transcardially PBS (pH 7,4) ile sıvı.</li>
		<li>Perfüzyon sonra bile sinir kökleri ve siyatik sinir önce diz DRGs mikro-makas ve mikro-forseps diseksiyon mikroskop altında dikkatlice ayırın. Siyatik sinir doğrudan İngiltere'de yılın gecede 4 ° C'de % 4 yer</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Görüntüleme ve floresan etiketli duyusal aksonlar ölçme
	<ol>
<li>Ekli doku ve membran üzerinde sabit siyatik sinir mikro-makas ve mikro-forseps dikkatle diseksiyon mikroskop altında kapalı şerit. Sonra %4 alışverişi PFA PBS ve yıkama ile sinir üç kez.</li>
		<li>Siyatik sinir bir slaytta yer ve düz tut. Sinir etrafında antifade çözüm 80 µL ekleyin, sonra bir coverslip üzerinde yatıyordu. Basınç ile tamamen bağlı doku düzleştirin.</li>
		<li>ﬂattened doku mozaik Alım ve görüntü işleme için suç ortağı ile donatılmış ters epiﬂuorescent mikroskop yerleştirin. Not: Uyarma ve emisyon uzunlukları 488 vardır nm ve 509 nm. Birden çok çakışan görüntü el ile alabilir ve ImageJ mozaik eklentisi ile birlikte kullanarak görüntüleri dikiş mümkündür.</li>
		<li>Ne zaman rejenere aksonlar uzunluğu ölçme, Bütün identiﬁable ﬂuorescently etiketli akson (10-0 epineural dikiş ile işaretlenmiş) ezmek sitesinden siyatik sinir distal akson uçları izleyin.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Saijilafu, , et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PI3K-GSK3+signalling+regulates+mammalian+axon+regeneration+by+inducing+the+expression+of+Smad1.">PI3K-GSK3 signalling regulates mammalian axon regeneration by inducing the expression of Smad1.</a> Nature Communications. 4, 2690 (2013).</li><li>Zhang, B. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Akt-independent+GSK3+inactivation+downstream+of+PI3K+signaling+regulates+mammalian+axon+regeneration.">Akt-independent GSK3 inactivation downstream of PI3K signaling regulates mammalian axon regeneration.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 443 (2), 743-748 (2014).</li><li>Jiang, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MicroRNA-26a+supports+mammalian+axon+regeneration+in+vivo+by+suppressing+GSK3beta+expression.">MicroRNA-26a supports mammalian axon regeneration in vivo by suppressing GSK3beta expression.</a> Cell Death &amp; Disease. 6, 1865 (2015).</li><li>Krames, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+dorsal+root+ganglion+in+the+development+of+neuropathic+pain.">The role of the dorsal root ganglion in the development of neuropathic pain.</a> Pain Medicine. 15 (10), 1669-1685 (2014).</li><li>Salimzadeh, L., Jaberipour, M., Hosseini, A., Ghaderi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-viral+transfection+methods+optimized+for+gene+delivery+to+a+lung+cancer+cell+line.">Non-viral transfection methods optimized for gene delivery to a lung cancer cell line.</a> Avicenna Journal of Medical Biotechnology. 5 (2), 68-77 (2013).</li><li>Keeler, A. M., ElMallah, M. K., Flotte, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+Therapy+2017:+Progress+and+Future+Directions.">Gene Therapy 2017: Progress and Future Directions.</a> Clinical and Translational Science. 10 (4), 242-248 (2017).</li><li>Neumann, E., Schaeferridder, M., Wang, Y., Hofschneider, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene-Transfer+into+Mouse+Lyoma+Cells+by+Electroporation+in+High+Electric-Fields.">Gene-Transfer into Mouse Lyoma Cells by Electroporation in High Electric-Fields.</a> The EMBO Journal. 1 (7), 841-845 (1982).</li><li>Liu, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MicroRNA-138+and+SIRT1+form+a+mutual+negative+feedback+loop+to+regulate+mammalian+axon+regeneration.">MicroRNA-138 and SIRT1 form a mutual negative feedback loop to regulate mammalian axon regeneration.</a> Genes &amp; Development. 27 (13), 1473-1483 (2013).</li><li>Saito, T., Nakatsuji, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+gene+transfer+into+the+embryonic+mouse+brain+using+in+vivo+electroporation.">Efficient gene transfer into the embryonic mouse brain using in vivo electroporation.</a> Developmental Biology. 240 (1), 237-246 (2001).</li><li>Saijilafu, E. M., Hur, F. Q., Zhou, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+axon+regeneration+via+in+vivo+electroporation+of+adult+mouse+sensory+neurons.">Genetic dissection of axon regeneration via in vivo electroporation of adult mouse sensory neurons.</a> Nature Communications. 2, 543 (2011).</li><li>Pan, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shrinkage-mediated+imaging+of+entire+organs+and+organisms+using+uDISCO.">Shrinkage-mediated imaging of entire organs and organisms using uDISCO.</a> Nature Methods. 13, 859 (2016).</li><li>Rao, R. D., Bagaria, V. B., Cooley, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Posterolateral+intertransverse+lumbar+fusion+in+a+mouse+model:+surgical+anatomy+and+operative+technique.">Posterolateral intertransverse lumbar fusion in a mouse model: surgical anatomy and operative technique.</a> Spine Journal. 7 (1), 61-67 (2007).</li><li>Dommisse, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+blood+supply+of+the+spinal+cord.+A+critical+vascular+zone+in+spinal+surgery.">The blood supply of the spinal cord. A critical vascular zone in spinal surgery.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. British Volume. 56 (2), 225-235 (1974).</li><li>Sorensen, D. R., Leirdal, M., Sioud, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+Silencing+by+Systemic+Delivery+of+Synthetic+siRNAs+in+Adult+Mice.">Gene Silencing by Systemic Delivery of Synthetic siRNAs in Adult Mice.</a> Journal of Molecular Biology. 327 (4), 761-766 (2003).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Çeşitli cerrahi adımları özellikle dikkat gerektirir. L4 ve L5 DRGs (somas konumunu), siyatik sinir hakim, doğru tespit ve gen yapıları ile enjekte gerekir. Aksi durumda, GFP etiketleme yok olur siyatik sinir aksonlar içinde. İliyak armalar L4 ve L5 DRGs kesin olarak belirlemek için yararlı anatomik simge görüntülenir. Farelerin çoğunda, L5 ve L6 omurları arasında eklem yüzünü iliyak armalar12' ye yakın eder. Cerrahi teshir edilmesi L5 DRG genellikle bir derin konum ve zengi...

Sinir sisteminde yaralanmaları sinirsel travma nedeni veya çeşitli nörodejeneratif hastalıklar genellikle motor, duyusal ve bilişsel işlevler hatalarına neden. Son zamanlarda, çok çaba fizyolojik functionsof yaralı nöronlar1,2,3geri yüklemek için yetişkin nöronlar rejeneratif güç yeniden kurulması için tahsis edilmiştir. Duyusal DRG nöronlarda sinir hücrelerinin ağrı, sıcaklık, dokunmatik veya vücut duruşu, beyin gibi farklı duyusal uyaranlara ifade bir küme vardır. Her bu nöronların sözde tek kutuplu ve çevre doğru uzanan bir dal ve doğru omurilik4başlık diğer dal ile bifurcates tek bir akson içerir. Onların aksonlar aktif yaralanma sonra yeniden oluşturmak için bilinen birkaç olgun memeli nöronlar DRGs yetişkin duyusal nöronlarda arasındadır. Dolayısıyla, duyusal aksonlar yaralanma yaygın olarak çok önemli bir model olarak aksonal yenilenme içinde vivomekanizmaları incelemek için istihdam edilmiştir.
Genellikle daha az zaman alıcı kurmak ve transjenik hayvanlar kullanmaktan daha esnek, in vivo gen transfection teknikleri, genlerin fonksiyonlarının eğitim ve yolları sinir sisteminde sinyal önemli roller oynayan edilmiştir. Ana teknikleri içine iki yaklaşımlar kategorize edilebilir: enstrüman ve virüs tabanlı5. Vivo Viral tabanlı gen teslim yetişkin nöronlar içinde kronolojik zamanmekansal manipülasyon kesin gen ifade6sağlayabilir. Ancak, emek yoğun işlemleri üretim ve arıtma istenilen gen içeren viral parçacıkların gibi viral tabanlı yöntemleri katılmaktadırlar. Buna ek olarak, birçok viral vektörler-ebil harekete geçirmek veri toplama, veri analizi ile engel ve muhtemelen deneysel sonuçlar yorumlanması saptırmak olan ana bilgisayarı bağışıklık sistemi. Gen vektörel çizimler veya küçük RNA oligos hücreleri7 dışında uzaydan akını ayrıcalıklı kılar geçici, hücre ve nükleer membran geçirgenliği artırmak için elektrikli bir darbe çoğalmasıyla, tipik araç tabanlı transfection yaklaşım kullanır . Vitro Elektroporasyon yaygın birçok hücre tipleri hedeflenen gen ifade değiştirmek için geçici ama son derece etkili bir strateji olarak kabul edilmektedir. Vivo Elektroporasyon sadece viral vektörler için karşılaştırıldığında düşük transfecting verimlilik ile geçici gen ekspresyonu için açar rağmen viral yaklaşımlar üzerinde çeşitli avantajları vardır. Örneğin, hemen hemen tüm doku ve hücreleri7,8,9için uygulanabilir. Buna ek olarak, belirli transkript karşı ilgi genleri veya küçük RNA oligos (Örneğin, çift, mikroRNA) kodlama ya plazmid olabilir doğrudan hedef dokusu içine enjekte ve sonra elektrikli darbeli, hangi yordamı daha az emek - yapmak ve zaman - tüketmek. Ayrıca, birden çok plazmit ve RNA oligos tek Elektroporasyon ile aynı anda transfecting mümkündür.
Biz bir vivo içinde adım yaklaşım gen ekspresyonu yetişkin fare duyusal sinir hücreleri içinde işlemek için kurulan ve başarıyla uygulanan ve böyle bir yaklaşım çok sayıda öncü çalışmalar1,2,3 doğrulanmış ,8,10. Burada, bu yaklaşım memeli axon rejenerasyon gelecekteki çalışmaları için kullanımını kolaylaştırmak için detaylı bir protokol mevcut.

<table><tbody><tr><td>ECM 830 Square wave electroporation system</td><td>BTX Harvard Apparatus</td><td>45-0052</td><td>For &lt;em&gt;in vivo&lt;/em&gt; electroporation</td></tr><tr><td>Tweezertrodes electrodes</td><td>BTX Harvard Apparatus</td><td>45-0524</td><td>For &lt;em&gt;in vivo&lt;/em&gt; electroporation, 1 mm flat</td></tr><tr><td>Picospritzer III</td><td>Parker Instrumentation</td><td>1096</td><td>Intracellular Microinjection Dispense Systems</td></tr><tr><td>Glass Capillary Puller</td><td>NARISHIGE</td><td>PC-10</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate Glass Capillaries</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>1902328</td><td></td></tr><tr><td>Stereo Dissection Microscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Microsurgery Rongeur</td><td>F.S.T</td><td>16221-14</td><td></td></tr><tr><td>Microsurgery Forceps</td><td>FST by DUMONT, Switzerland</td><td>11255-20</td><td>Only for sciatic nerve crush</td></tr><tr><td>Glass Capillary</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW100-4</td><td>10 cm, standard wall</td></tr><tr><td>Tape</td><td>Fisherbrand</td><td>15-901-30</td><td>For fixing the mouse on the corkboard</td></tr><tr><td>2, 2, 2-Tribromoethanol (Avertin)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T48402</td><td>Avertin stock solution</td></tr><tr><td>2-methyl-2-butanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>152463</td><td>Avertin stock solution</td></tr><tr><td>siRNA Fluorescent Universal Negative Control #1</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SIC003</td><td>Non-target siRNA with fluorescence</td></tr><tr><td>microRNA Mimic Transfection Control with Dy547</td><td>Dharmacon</td><td>CP-004500-01-05</td><td>Non-target microRNA with fluorescence</td></tr><tr><td>Plasmids preparation kit</td><td>Invitrogen Purelink</td><td>K210016</td><td>GFP-coding plasmid preparation</td></tr><tr><td>Fast Green Dye</td><td>Millipore-Sigma</td><td>F7252</td><td>For better visualization of the DRG outline during injection</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Putney, Inc</td><td>NDC 26637-731-51</td><td>Anesthesia induction</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>AnaSed</td><td>NDC 59399-110-20</td><td>Anesthesia induction</td></tr><tr><td>Acetaminophen</td><td>McNeil Consumer Healthcare</td><td>NDC 50580-449-36</td><td>Post-surgical pain relief</td></tr></tbody></table>

investigating mammalian axon regeneration: in vivo electroporation of adult mouse dorsal root ganglion

Elektroporasyon, DNA plazmidleri veya küçük RNA molekülleri hücre içine tanıtmak için bir temel viral gen transfection yaklaşımdır. Duyusal bir nöron dorsal kök gangliyon (DRGs) içinde iki şubeleri ile tek bir akson genişletir. Bir şube gider için periferik sinir (periferik Şube) ve diğer şube omurilik dorsal kök (Merkez Şube) yoluyla girer. Merkez Şube değil yeniden oluşturmaz, ancak sonrası sinir yaralanması, periferik şube sağlam yeniden oluşturur. Yüksek yeniden üretim kapasitesi nedeniyle, duyusal axon rejenerasyon yaygın bir modeli sistem olarak memeli axon rejenerasyon periferik sinir sistemi (PNS) ve merkezi sinir sistemi (MSS) eğitim için kullanılmıştır. Burada, biz olgun duyusal nöronlar içinde vivo elektroporasyon yoluyla Gen ifadesinin işlemek için daha önce kurulan yaklaşım iletişim kuralı tanımlamak. Transfection plazmidleri veya küçük RNA oligos (çift veya mikroRNA'lar) bağlı olarak, genler çıkarlarını veya mikroRNA'lar axon yenilenme içinde vivoYönetmelikte rolleri çalışmaya her iki kaybı ve kazanç-in-fonksiyonlu deneyler için yaklaşım sağlar. Buna ek olarak, gen ifade içinde vivo manipülasyon dağınık şekilde ve geçici bir nispeten kısa süreli sahası içinde kontrol edilebilir. Bu modeli sistem tarafından memeli axon rejenerasyon düzenlenmiş vivo içindeolan moleküler mekanizmaları araştırmak için eşsiz bir araç sağlar.

Sitotoksisite geçerli protokol ve in vivo DRG Elektroporasyon transfection oranı yüksek, biz enjekte doğrulamak için ve electroporated mikroRNA fluorescently öğesini veya siRNA L4 ve L5 DRGs ölçmek için. Müstakil DRGs soguk kesit ve immünhistokimya (Şekil 1A-B) yoluyla işlendi. Enjeksiyon ve Elektroporasyon sonra hücre sağkalım oranı tahmin ederken, bozulmamış DRGs L4 ve L5 hasat ve cryo-kesit ve immünhistokimya ...

Watch this Scientific Journal Video about Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion at JoVE.com

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Elektroporasyon genler çıkarlarının hücrelere teslim etmek için etkili bir yaklaşımdır. Bu yaklaşım içinde vivo yetişkin fare dorsal kök gangliyon (DRG) nöronlar üzerinde uygulayarak, biz axon yenilenme içinde vivoçalışmaya bir modeli açıklar.

Soruşturma memeli Axon rejenerasyon: Vivo Elektroporasyon yetişkin fare Dorsal kök gangliyon

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...

investigating-mammalian-axon-regeneration-vivo-electroporation-adult

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

8.2K Görüntüleme.  Johns Hopkins University School of Medicine. Elektroporasyon genler çıkarlarının hücrelere teslim etmek için etkili bir yaklaşımdır. Bu yaklaşım içinde vivo yetişkin fare dorsal kök gangliyon (DRG) nöronlar üzerinde uygulayarak, biz axon yenilenme içinde vivoçalışmaya bir modeli açıklar.

Video: Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

Fare Retina Ganglion Hücreleri Transfeksiyon tarafından In vivo Elektroporasyon

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Nörobilim

Chromatin Immunoprecipitation from Dorsal Root Ganglia Tissue following Axonal Injury

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after injury (Teng et al., 2006). It is recognized that transcriptional programs essential for neurite and axonal outgrowth are 
reactivated upon injury in the PNS (Makwana et al., 2005). However the tools available to analyze neuronal gene regulation in vivo are limited and 
often challenging.
The dorsal root ganglia (DRG) offer an excellent injury model system because both the CNS and PNS are innervated by a 
bifurcated axon originating from the same soma. The ganglia represent a discrete collection of cell bodies where all transcriptional events occur, 
and thus provide a clearly defined region of transcriptional activity that can be easily and reproducibly removed from the animal. Injury of nerve 
fibers in the PNS (e.g. sciatic nerve), where axonal regeneration does occur, should reveal a set of transcriptional programs that are distinct from 
those responding to a similar injury in the CNS, where regeneration does not take place (e.g. spinal cord). Sites for transcription factor binding, 
histone and DNA modification resulting from injury to either PNS or CNS can be characterized using chromatin immunoprecipitation (ChIP). 
Here, we describe a ChIP protocol using fixed mouse DRG tissue following axonal injury. This powerful combination provides a means for characterizing the pro-regeneration chromatin environment necessary for promoting axonal regeneration.

We present a method for chromatin immunoprecipitation from dorsal root ganglia tissue following axonal injury. The approach can be used to identify specific transcription factor binding sites and epigenetic modification of histone and DNA important for the regeneration of injured axons in both the peripheral and central nervous system.

Kromatin Aksonal Yaralanma Dorsal Kök Ganglia Doku Immunoprecipitation

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after ...

Live Imaging of Dorsal Root Axons after Rhizotomy

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. Regeneration of dorsal root (DR) axons into spinal cord is prevented at the dorsal root entry zone (DREZ), the interface between the CNS and PNS. Our understanding of the molecular and cellular events that prevent regeneration at DREZ is incomplete, in part because complex changes associated with nerve injury have been deduced from postmortem analyses. Dynamic cellular processes, such as axon regeneration, are best studied with techniques that capture real-time events with multiple observations of each living animal. Our ability to monitor neurons serially in vivo has increased dramatically owing to revolutionary innovations in optics and mouse transgenics. Several lines of thy1-GFP transgenic mice, in which subsets of neurons are genetically labeled in distinct fluorescent colors, permit individual neurons to be imaged in vivo1. These mice have been used extensively for in vivo imaging of muscle2-4 and brain5-7, and have provided novel insights into physiological mechanisms that static analyses could not have resolved. Imaging studies of neurons in living spinal cord have only recently begun. Lichtman and his colleagues first demonstrated their feasibility by tracking injured dorsal column (DC) axons with wide-field microscopy8,9. Multi-photon in vivo imaging of deeply positioned DC axons, microglia and blood vessels has also been accomplished10. Over the last few years, we have pioneered in applying in vivo imaging to monitor regeneration of DR axons using wide-field microscopy and H line of thy1-YFP mice. These studies have led us to a novel hypothesis about why DR axons are prevented from regenerating within the spinal cord11.
In H line of thy1-YFP mice, distinct YFP+ axons are superficially positioned, which allows several axons to be monitored simultaneously. We have learned that DR axons arriving at DREZ are better imaged in lumbar than in cervical spinal cord. In the present report we describe several strategies that we have found useful to assure successful long-term and repeated imaging of regenerating DR axons. These include methods that eliminate repeated intubation and respiratory interruption, minimize surgery-associated stress and scar formation, and acquire stable images at high resolution without phototoxicity.

An in vivo imaging protocol to monitor primary sensory axons following dorsal root crush is described. The procedures utilize wide-field fluorescence microscopy and thy1-YFP transgenic mice, and permit repeated imaging of axon regeneration over 4 cm in the PNS and axon interactions with the interface of the CNS.

Rizotomi sonra Dorsal Kök Aksonlar Canlı Görüntüleme

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. ...

Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability to support axon growth and a hostile environment in the mature CNS1,2. In contrast, mature neurons in the peripheral nervous system (PNS) regenerate readily after injuries3. Adult dorsal root ganglion (DRG) neurons are well known to regenerate robustly after peripheral nerve injuries. Each DRG neuron grows one axon from the cell soma, which branches into two axonal branches: a peripheral branch innervating peripheral targets and a central branch extending into the spinal cord. Injury of the DRG peripheral axons results in substantial axon regeneration, whereas central axons in the spinal cord regenerate poorly after the injury. However, if the peripheral axonal injury occurs prior to the spinal cord injury (a process called the conditioning lesion), regeneration of central axons is greatly improved4. Moreover, the central axons of DRG neurons share the same hostile environment as descending corticospinal axons in the spinal cord. Together, it is hypothesized that the molecular mechanisms controlling axon regeneration of adult DRG neurons can be harnessed to enhance CNS axon regeneration. As a result, adult DRG neurons are now widely used as a model system to study regenerative axon growth5-7.
Here we describe a method of adult DRG neuron culture that can be used for genetic study of axon regeneration in vitro. In this model adult DRG neurons are genetically manipulated via electroporation-mediated gene transfection6,8. By transfecting neurons with DNA plasmid or si/shRNA, this approach enables both gain- and loss-of-function experiments to investigate the role of any gene-of-interest in axon growth from adult DRG neurons. When neurons are transfected with si/shRNA, the targeted endogenous protein is usually depleted after 3-4 days in culture, during which time robust axon growth has already occurred, making the loss-of-function studies less effective. To solve this problem, the method described here includes a re-suspension and re-plating step after transfection, which allows axons to re-grow from neurons in the absence of the targeted protein. Finally, we provide an example of using this in vitro model to study the role of an axon regeneration-associated gene, c-Jun, in mediating axon growth from adult DRG neurons9.

An in vitro model for genetic study of axon regeneration using cultured adult mouse dorsal root ganglion neurons is described. The method includes a re-suspension/re-plating step to allow axon re-growth from neurons undergoing genetic manipulation. This approach is especially useful for loss-of-function studies of axon regeneration using RNAi-based protein knockdown.

Kültür Yetişkin Dorsal Root Ganglion Nöronlar ile Axon Rejenerasyon Genetik Çalışma

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability ...

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous system. SC-selective genetic manipulation in living animals is a powerful technique for studying the molecular and cellular mechanisms of SC myelination and demyelination in vivo. While knockout/knockin and transgenic mice are powerful tools for studying SC biology, these methods are costly and time consuming. Viral vector-mediated transgene introduction into the sciatic nerve is a simpler and less laborious method. However, viral methods have limitations, such as toxicity, transgene size constraints, and infectivity restricted to certain developmental stages. Here, we describe a new method that allows selective transfection of myelinating SCs in the rodent sciatic nerve using electroporation. By applying electric pulses to the sciatic nerve at the site of plasmid DNA injection, genes of interest can be easily silenced or overexpressed in SCs in both neonatal and more mature animals. Furthermore, this in vivo electroporation method allows for highly efficient simultaneous expression of multiple transgenes. Our novel technique should enable researchers to efficiently manipulate SC gene expression, and facilitate studies on SC development and function.

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

Here, we present an in vivo technique for gene transfer to Schwann cells (SCs) in the rodent sciatic nerve. This simple technique is useful for investigating signaling mechanisms involved in the development and maintenance of myelinating SCs.

Elektroporasyon tarafından Kemirgen Siyatik Sinir Schwann Hücreleri için Vivo Gen Transferi

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

Sırt kök ganglion Enjeksiyon ve Dorsal Kök Duyusal Axon Rejenerasyon Modeli Olarak Ezilme Yaralanması

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various intrinsic and extrinsic inhibitory factors involved in the restriction of axon regeneration have been identified. However, simply removing these inhibitory cues is insufficient for successful regeneration, indicating the existence of additional regulatory machinery. Drosophila melanogaster, the fruit fly, shares evolutionarily conserved genes and signaling pathways with vertebrates, including humans. Combining the powerful genetic toolbox of flies with two-photon laser axotomy/dendriotomy, we describe here the Drosophila sensory neuron &#8211; dendritic arborization (da) neuron injury model as a platform for systematically screening for novel regeneration regulators. Briefly, this paradigm includes a) the preparation of larvae, b) lesion induction to dendrite(s) or axon(s) using a two-photon laser, c) live confocal imaging post-injury and d) data analysis. Our model enables highly reproducible injury of single labeled neurons, axons, and dendrites of well-defined neuronal subtypes, in both the peripheral and central nervous system.

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

Here, we present a protocol using the Drosophila sensory neuron - dendritic arborization (da) neuron injury model, which combines in vivo live imaging, two-photon laser axotomy/dendriotomy, and the powerful fly genetic toolbox, as a platform for screening potential promoters and inhibitors of neuroregeneration.

Neuroregeneration periferik ve santral sinir sistemi çalışmak için bir Vivo Drosophila yaralanma modeli

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various ...

Tıp

Coculture of Axotomized Rat Retinal Ganglion Neurons with Olfactory Ensheathing Glia, as an In Vitro Model of Adult Axonal Regeneration

Olfactory ensheathing glia (OEG) cells are localized all the way from the olfactory mucosa to and into the olfactory nerve layer (ONL) of the olfactory bulb. Throughout adult life, they are key for axonal growing of newly generated olfactory neurons, from the lamina propria to the ONL. Due to their pro-regenerative properties, these cells have been used to foster axonal regeneration in spinal cord or optic nerve injury models.
We present an in vitro model to assay and measure OEG neuroregenerative capacity after neural injury. In this model, reversibly immortalized human OEG (ihOEG) is cultured as a monolayer, retinas are extracted from adult rats and retinal ganglion neurons (RGN) are cocultured onto the OEG monolayer. After 96 h, axonal and somatodendritic markers in RGNs are analyzed by immunofluorescence and the number of RGNs with axon and the mean axonal length/neuron are quantified.
This protocol has the advantage over other in vitro assays that rely on embryonic or postnatal neurons, that it evaluates OEG neuroregenerative properties in adult tissue. Also, it is not only useful for assessing the neuroregenerative potential of ihOEG but can be extended to different sources of OEG or other glial cells.

We present an in vitro model to assess olfactory ensheathing glia (OEG) neuroregenerative capacity, after neural injury. It is based on a coculture of axotomized adult retinal ganglion neurons (RGN) on OEG monolayers and subsequent study of axonal regeneration, by analyzing RGN axonal and somatodendritic markers.

Beyazlatılmış Sıçan Retinal Ganglion Nöronlarının Koku Alma Ensheathing Glia ile Birlikte, Yetişkin Aksonal Rejenerasyonun In Vitro Modeli Olarak

Olfactory ensheathing glia (OEG) cells are localized all the way from the olfactory mucosa to and into the olfactory nerve layer (ONL) of the olfactory ...

In Vitro Myelination of Peripheral Axons in a Coculture of Rat Dorsal Root Ganglion Explants and Schwann Cells

The process of myelination is essential to enable rapid and sufficient signal transduction in the nervous system. In the peripheral nervous system, neurons and Schwann cells engage in a complex interaction to control the myelination of axons. Disturbances of this interaction and breakdown of the myelin sheath are hallmarks of inflammatory neuropathies and occur secondarily in neurodegenerative disorders. Here, we present a coculture model of dorsal root ganglion explants and Schwann cells, which develops a robust myelination of peripheral axons to investigate the process of myelination in the peripheral nervous system, study axon-Schwann cell interactions, and evaluate the potential effects of therapeutic agents on each cell type separately. Methodologically, dorsal root ganglions of embryonic rats (E13.5) were harvested, dissociated from their surrounding tissue, and cultured as whole explants for 3 days. Schwann cells were isolated from 3-week-old adult rats, and sciatic nerves were enzymatically digested. The resulting Schwann cells were purified by magnetic-activated cell sorting and cultured under neuregulin and forskolin-enriched conditions. After 3 days of dorsal root ganglion explant culture, 30,000 Schwann cells were added to one dorsal root ganglion explant in a medium containing ascorbic acid. The first signs of myelination were detected on day 10 of coculture, through scattered signals for myelin basic protein in immunocytochemical staining. From day 14 onward, myelin sheaths were formed and propagated along the axons. Myelination can be quantified by myelin basic protein staining as a ratio of the myelination area and axon area, to account for the differences in axonal density. This model provides experimental opportunities to study various aspects of peripheral myelination in vitro, which is crucial for understanding the pathology of and possible treatment opportunities for demyelination and neurodegeneration in inflammatory and neurodegenerative diseases of the peripheral nervous system.

In the coculture system of dorsal root ganglia and Schwann cells, myelination of the peripheral nervous system can be studied. This model provides experimental opportunities to observe and quantify peripheral myelination and to study the effects of compounds of interest on the myelin sheath.

Sıçan dorsal kök ganglion eksplantları ve schwann hücrelerinin bir kokültüründe periferik aksonların in vitro miyelinasyonu

The process of myelination is essential to enable rapid and sufficient signal transduction in the nervous system. In the peripheral nervous system, ...

Enrichment of Adult Mouse Dorsal Root Ganglia Neuron Cultures by Immunopanning

Dorsal root ganglia (DRGs) are peripheral structures adjacent to the dorsal horn of the spinal cord, which house the cell bodies of sensory neurons as well as various other cell types. Published culture protocols often refer to whole dissociated DRG cultures as being neuronal, despite the presence of fibroblasts, Schwann cells, macrophages, and lymphocytes. While these whole DRG cultures are sufficient for imaging applications where neurons can be discerned based on morphology or staining, protein or RNA homogenates collected from these cultures are not primarily neuronal in origin. Here, we describe an immunopanning sequence for cultured mouse DRGs. The goal of this method is to enrich DRG cultures for neurons by removing other cell types. Immunopanning refers to a method of removing cell types by adhering antibodies to cell culture dishes. Using these dishes, we can negatively select against and reduce the number of fibroblasts, immune cells, and Schwann cells in culture. This method allows us to increase the percentage of neurons in cultures.

This paper describes an immunopanning protocol for adult mouse dorsal root ganglia. By adhering antibodies to culture plates, we can negatively select and remove non-neuronal cells. We show that the cultures are enriched for neurons using this protocol, allowing for an in-depth study of neuronal responses to manipulation.

Yetişkin Fare Dorsal Kök Ganglia Nöron Kültürlerinin İmmünupanjör ile Zenginleştirilmesi

Dorsal root ganglia (DRGs) are peripheral structures adjacent to the dorsal horn of the spinal cord, which house the cell bodies of sensory neurons as ...