Bu çalışma kısmen Ulusal Sağlık Enstitüleri tarafından R01NS120882, RF1NS119165 ve R01NS103785 ödül numaraları ve Savunma Bakanlığı ödül numarası AZ190017 altında desteklenmiştir. İçerik yalnızca yazarların sorumluluğundadır ve Ulusal Sağlık Enstitüleri veya Savunma Bakanlığı'nın resmi görüşlerini temsil etmemektedir.

Yapılan deneyler, Kentucky Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylandı ve çalışma sırasında hem ARRIVE hem de Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu kılavuzlarına uyuldu.
1. Cerrahi kurulum
NOT: Fareler 4-5/kafesli gruplar halinde yerleştirilir, muhafaza odasındaki nem oranı %43-%47 arasında ve sıcaklık 22-23 °C'de tutulur. Farelere yiyecek ve suya ad libitum erişimi verilir ve 12 saat / 12 saat ışık / karanlık döngüsüne maruz bırakılır (sabah 7 / akşam 7).
<ol><li>Hayvan ameliyatını gerçekleştirmek için başlık veya özel cerrahi prosedür odası gibi belirlenmiş bir cerrahi alan kullanın.</li>
	<li>Cerrahi alanın bir ısıtma yastığı, elektromanyetik darbeci ile donatılmış stereotaksik bir çerçeve ve izofluran gazını uygulamak için tasarlanmış bir anestezi maskesi içerdiğinden emin olun (bkz. Şekil 1A).</li>
	<li>Ameliyata katılan cerrahın veya personelin temiz bir laboratuvar önlüğü, yüz maskesi, eldiven ve cerrahi şapka giydiğinden emin olun.</li>
	<li>Steril cerrahi aletler, steril pamuk uçlu aplikatörler ve gazlı bez pedler kullanın. Ameliyat günü boyunca fareler arasındaki aletleri sterilize etmek için sıcak boncuklu bir sterilizatör kullanın.</li>
	<li>Fareyi ameliyat öncesi bir alanda ameliyata hazırlamak için bir anestezi indüksiyon odası kullanın.</li>
	<li>Hayvanın sıcaklığını korumak için ısıtma pedleri kullanın, ameliyat sonrası fare tutma kafeslerini temizleyin ve ameliyattan sonra farenin doğru refleksini kaydetmek için zamanlayıcılar kullanın.</li>
</ol>2. Ameliyat öncesi prosedür
<ol><li>Baş destek aparatını hazırlayın (bkz. Şekil 1B).<ol><li>Haddelenmiş uç sırtını 1 mL lateks pipet ampulünden (şişirilebilir uç) çıkarın (bkz. Şekil 1C).</li>
		<li>Ampulü parafilm kullanarak boruya takın (bkz. Şekil 1C).</li>
		<li>Boruyu bir stopcock kullanarak 10 mL'lik bir şırıngaya bağlayın. Şırıngayı suyla doldurun (bkz. Şekil 1C). NOT: 1 mL lateks pipet ampulü, darbe kuvvetini kulaklardan uzaklaştırmak için farenin başının altına yerleştirilecektir. Kullanmadan önce ampulden mümkün olduğunca fazla hava çıkarmaya çalışın, böylece ampul çoğunlukla suyla doldurulur, hava ile doldurulmaz.</li>
	</ol></li>
	<li>Darbeci kurulumu.<ol><li>5 mm'lik prob ucunu seçin, aktüatörün alt ortasındaki pistona vidalayın (daha büyük silindirin içinde) ve aşırı kuvvet uygulamadan probu yavaşça sıkın. Darbeler arasındaki ucu tekrar sıkın (bkz. Şekil 1B).</li>
		<li>Darbeyi açmadan önce, Genişlet/Geri Çek düğmesinin ortadaki Kapalı konumuna yerleştirildiğinden emin olun. Ardından, aktüatördeki kabloyu darbeci kontrol kutusunun ön panelindeki jaka ve sensör kablosunu ön paneldeki jaka bağlayın. Ardından, arka paneldeki güç düğmesini açın (bkz. Şekil 1D). NOT: Genişlet/Geri Çek geçiş düğmesinin kullanılmadığında ortadaki Kapalı konumda kalması gerekir.</li>
		<li>Kontrol kutusunun sol tarafındaki büyük düğmeyi, ekranda 5,0 ± 0,2 m/sn darbe hızı görünene kadar döndürerek darbe hızını ayarlayın (bkz. Şekil 1D).</li>
		<li>Kasa, kasa 0,01'i okuyana kadar kadranları çevirerek kasa sayacını 100 ms'ye ayarlayın (bkz. Şekil 1D). NOT: Bekleme, otomatik geri çekme gerçekleşmeden önceki temas zamanıdır.</li>
		<li>Plastik silindirin genişlemesini önlemek için darbeci aktüatörü bir buz torbasına yerleştirin, bu da silindiri yerine kilitler, silindirin hareketini ve gelecekteki darbelerin yayılmasını önler (bkz. Şekil 1E).</li>
	</ol></li>
	<li>Fareyi ameliyat için hazırlayın.<ol><li>Ameliyattan önce fareyi görsel olarak inceleyin ve aşağıdaki koşullardan biri gözlenirse fareyi çalışmadan çıkarın: zayıf ceket durumu, uyuşukluk veya 4 aylık bir fare için zayıf ağırlık (<20 g).</li>
		<li>1-2 dakika boyunca bir ısıtma yastığına yerleştirilmiş bir indüksiyon odası kullanarak% 100 oksijende% 4 -% 5 izofluran ile fareyi uyuşturun.</li>
		<li>Elektrikli bir saç kesme makinesi kullanarak kürkü ameliyat bölgesinden tıraş edin.</li>
		<li>Kafayı steril alkol hazırlama pedleriyle temizleyin ve ameliyatın başlamasından en az 15 dakika önce tıraş edilen kafa derisine topikal anestezi uygulayın.</li>
		<li>Ameliyattan önce fareyi temiz bir tutma kafesine geri koyun. En az 15 dakikalık topikal anestezik uygulamadan sonra (indüksiyon süresi) ameliyata başlayın. NOT: Anestezi süresi, prosedürde kullanılan anesteziye bağlı olarak değişebilir.</li>
	</ol></li>
	<li>Stereotaksik çerçevenin, darbecinin ve dijital stereotaksik ekranın (bkz. Şekil 1F) kullanıma hazır olup olmadığını bir kez daha kontrol edin.</li>
	<li>Fareyi yaklaşık 3 dakika boyunca %100 oksijen içinde %4-%5 izofluran içeren izofluran indüksiyon odasına geri koyun.</li>
	<li>Fareyi baş aşamasına sabitleyin.</li>
</ol>3. Cerrahi prosedür
<ol><li>Hafif asetal reçine konik nokta kulak çubukları, bir ısırık çubuğu ve bir fare anestezi maskesi kullanarak fareyi stereotaksik çerçeveye sabitleyin (bkz. Şekil 1G,H). İzofluran gazı, oda havasında 100-200 mL / dak'da% 2 -% 3 oranında verilir. Anestezinin derinliğini sağlamak ve gaz seviyesini gerektiği gibi ayarlamak için farenin solunumunu dikkatlice izleyin.</li>
	<li>Kornea kurumasını önlemek için gözlere steril göz kayganlaştırıcısı uygulayın.</li>
	<li>Kafa derisini povidon-iyotlu çubuklarla ve steril alkol pedleriyle üç kez sterilize edin.</li>
	<li>Ayak parmağını sıkıştırma yanıtının eksikliğini doğrulayarak farenin derinlemesine uyuşturulduğundan emin olun.</li>
	<li>Bir neşter kullanarak gözler ve boyun arasında yaklaşık 1 cm'lik bir orta hat kafa derisi kesisi yapın ve kafatasını açığa çıkarın (bkz. Şekil 1I).</li>
	<li>Kafatasının 1-2 dakika kurumasını bekleyin.</li>
	<li>Bregma (koronal ve sagital sütürlerin kesişme noktası) ve lambda'yı (sagital ve lambdoid sütürlerin kesişme noktası) tanımlayın (bkz. Şekil 1J). NOT: Referans olarak bir fare beyin atlası kullanılabilir.</li>
	<li>Baş destek aparatını başın altına yerleştirin ve ampulü farenin başının dibine bastırana kadar suyla şişirin, ancak kafayı ısırık çubuğundan uzağa kaldırmayın. NOT: Bu adım, CHI'den kaynaklanan olası kulak sorunlarını azaltmak için gereklidir. kulak çubuklarından kulağa zarar veren, yuvarlanma veya kanamaya neden olan herhangi bir hayvan, çalışmadan çıkarılmalı ve ötenazi yapılmalıdır.</li>
	<li>Darbeciyi hayvanın kafasının üzerindeki yerine getirin.</li>
	<li>Genişlet/Geri Çek geçiş düğmesini (darbeci kontrol kutusunda) Genişlet'e yerleştirerek darbeciyi genişletin. NOT: Ucu aşağı çekerek ucun tamamen uzatılıp uzatılmadığını kontrol ettiğinizden emin olun.</li>
	<li>Darbeciyi bregma üzerinde ortalanana kadar hizalayın (bkz. Şekil 1K).</li>
	<li>Stereotaksik okuyucudaki dijital stereotaksik x ve y koordinatlarını 0'a sıfırlayın (dokunmatik ekran kontrolünde)</li>
	<li>Probu bregma'dan hedef koordinatlara doğru hareket ettirerek probu darbe yeri üzerinde hizalayın: medial-lateral = 0.0 mm, anterior-posterior = -1.6 mm.</li>
	<li>Temas sensörünü hayvanın kulağına klipsleyin.<ol><li>Yüzey ile ilk temas kurulana kadar uzatılmış prob ile prob ucunu yavaşça indirin. Bip sesinde durun.</li>
		<li>Stereotaksik okuyucudaki dijital stereotaksik z koordinatlarını 0 olarak sıfırlayın.</li>
	</ol></li>
	<li>Ucun kafatası ile aynı hizada olup olmadığını dikkatlice inceleyin (medial-lateral ve anterior-posterior düzlemler). NOT: Prob ucunun konumlandırılması, kafatası kırıklarını ve kulak hasarını önlemek için bu işlemin en önemli adımıdır.</li>
	<li>Geri çekme konumundaki kontrol kutusunun üzerindeki geçiş düğmesini yerleştirerek darbeciyi geri çekin. Uç geri çekilir ve çarpma zamanına kadar hayvanın kafasıyla artık temas etmez.</li>
	<li>Dorsal-ventral derinliği -1,2 mm'ye ayarlayarak darbe derinliğini ayarlayın. NOT: Darbenin derinliği yaralanmanın ciddiyetini etkiler. Derinlik, farelerin farklı yaşları, ağırlıkları ve suşları için istenen yaralanma şiddetine göre titretilmelidir. Tutarlı bir yaralanma şiddetini korumak için derinliğin zaman içinde ayarlanması / yeniden titre edilmesi gerekebilir. Şiddeti nöropatolojik olarak değerlendirilebilir: mikroglia ve astrositler (IHC) ve davranışsal olarak: radyal kol su labirenti ve aktif kaçınma testi.</li>
	<li>Anestezi derinliğini sağlamak ve gaz seviyesini gerektiği gibi ayarlamak için farenin solunumunu dikkatlice izleyin. NOT: Genellikle, izofluran gazı yüzdesi darbeden önce 10-20 s boyunca düşürülmeli veya kapatılmalıdır. Solunumun hafifçe hızlanmasını yakından izleyin. Darbe anında solunum çok yavaşsa, hayvan apnenin etkisinden sonraki ilk 60 s içinde ölebilir. Bu, anestezinin derinliğini darbeden saniyeler önce ayarlayarak önlenebilir.</li>
	<li>Çarpmak için sağ geçiş düğmesine basarak darbeyi tetikleyin. Prob ucu görüntülenen hızda aşağı iner ve ardından ayarlanan bekleme süresi boyunca aşağıda kalır ve geri çekilir. NOT: Sham fareleri, CHI fareleri ile aynı muameleyi alır, ancak etki teslim edilmez.</li>
	<li>Doğru zamanları (yan konumdan eğilimli konuma dönme süresi) kaydetmek için CHI darbesi verildikten hemen sonra zamanlayıcıyı başlatın veya fare sahte fareler için stereotaksik çerçeveden çıkarıldığında zamanlayıcıyı başlatın. Ortalama sağa dönme refleks süresi 5-15 dakikadır. NOT: Doğru refleks süreleri, fare zorlanmasına ve yaşına bağlı olarak değişebilir.</li>
	<li>Fareleri görünür kafatası kırıkları, kanamalar ve apne açısından değerlendirin. Depresif kafatası kırığı veya görünür kanaması olan fareleri çalışmadan çıkarın. NOT: Kafatası kırıklarının derecelendirilmiş seviyeleri vardır. Kemiğin beyin dokusuna gözlemlenebilir şekilde baskı yaptığı dekompresyon kafatası kırıkları olan hayvanlar ötenazi yapılır (önce CO2 ve ikincil bir yöntem olarak kafa kesme). Darbeci uç doğru ayarlanmışsa, bu tip kafatası kırıkları son derece nadirdir. Bir kafatası kırığı meydana gelirse, daha yaygın sunum kafatası üzerinde küçük bir damla kan ve kafatasının hafif dokunsal bir kabalaşmasıdır, genellikle burun kemiğinin arka ucunu bağlayan dikiş boyunca. Bu fareler kayıtlarda olası kafatası kırığı olarak belirtilmiştir, ancak normalde çalışmadan dışlanmamaktadır.</li>
	<li>Hayvanı stereotaksik çerçeveden çıkarın.</li>
	<li>Cildi birbirine zımbalayarak kafa derisini kapatın. NOT: Emilebilir veya emilemeyen dikişler, zımbalara alternatif olarak kafa derisini kapatmak için kullanılabilir.</li>
	<li>Kapalı insizyona steril pamuk uçlu bir aplikatör ile üçlü antibiyotik merhem uygulayın.</li>
	<li>Kurtarma için fareyi temiz bir tutma kafesine geri koyun. Kurtarma kafesinin yarısı, uyanıkken ısıdan uzaklaşma ve bilinçsizken hayvanın sıcaklığını koruma yeteneği sağlayan bir ısıtma yastığı üzerindedir (düşük ayar) (bkz. Şekil 1L). NOT: Fare, kurtarma kafesinde yan tarafına yerleştirilir. Boğulmayı önlemek için, hayvanı yataksız bir kurtarma kafesine veya yataklar kafeste ise bir dokuya yerleştirin.</li>
	<li>Genişlet/Geri Çek/Kapat geçiş düğmesini Merkez/Kapalı konumuna getirin. NOT: Anahtar uzatma veya geri çekme konumunda bırakılırsa akım çalışmaya devam eder ve pistonun şişmesine neden olur. Darbeci daha sonra piston soğuyana kadar çalışmayacaktır.</li>
	<li>Darbeyi tutucusundan çıkarın ve yavaşça buz torbasının üzerine yerleştirin. NOT: Darbeciyi bir buz torbası üzerinde tutmak, darbecinin potansiyel şişmesini azaltmaya yardımcı olur.</li>
	<li>Sağa çevirme refleksi oluşana kadar hayvanı izleyin ve sağa doğru süreyi belgeleyin (bkz. Şekil 1M). NOT: Sağa dönük refleks, farenin eğilimli bir konuma döndüğü an olarak tanımlanır. Kafesin rahatsız edilmeden bırakılması gerekir; Kafese dokunulduğunda, hareket ettirildiğinde veya bazı seslere maruz kaldığında fare doğru olabilir.</li>
	<li>Fareleri uyanık ve uyanık olduklarında ev kafeslerine geri getirin. Genellikle, yaralanmadan sonraki 1 saat içinde, hayvanlar tamamen bilinçli ve ayaktadır. Ayrıca, kafesin dibine biraz nemli yiyecek ekleyin.</li>
</ol>4. Ameliyat sonrası bakım
<ol><li>Hayvanları ameliyat sonrası 5 gün boyunca izleyin.</li>
	<li>Kilolarını ve solunum hızı (kalitatif solunum fonksiyonu), yürüyüş, vücut ve saç ceketi durumu, yeme, içme, dışkılama ve idrara çıkma gibi fiziksel/davranışsal değişiklikleri kaydedin.</li>
	<li>Herhangi bir rahatsızlık belirtisi için fareyi ve şişlik, eksüda veya kırmızı kenarlar, ordehiscence için cerrahi yarayı gözlemleyin. Hayvan ağrı ve rahatsızlık belirtileri gösteriyorsa (seslendirmeler, hareket etmeyen, hipotermi, içmiyor veya yemiyorsa) bir veterinere başvurun.</li>
	<li>Zımbaları ameliyattan 7-10 gün sonra anestezi altında ve bir ısıtma yastığı üzerinde çıkarın. NOT: Emilemeyen dikişler kullanılıyorsa, ameliyattan 7-10 gün sonra anestezi altında alınmalıdır.</li>
</ol>5. Temizlik
<ol><li>Cerrahi alanı ve aletleri temizleyin ve sterilize edin.</li>
	<li>Her kullanımdan sonra ve günün sonunda alkol hazırlama pedleri ile prob ucunu temizleyin. NOT: Darbeci fabrikada kalibre edilir ve zaman içinde ve kullanımda kararlı olduğu bildirilir. Rutin kalibrasyona gerek yoktur. Bununla birlikte, darbeci ve stereotaksik çerçeve rutin olarak incelenmelidir. Ayrıca, olası deneysel sürüklenmeyi değerlendirmek için doğru refleks süresi, mortalite ve nöropatoloji gibi model bitiş noktası çevreleri izlenmelidir.</li>
</ol>6. Hariç tutma kriterleri
<ol><li>4 aylık bir fare için düşük kilolu <20 g, uyuşukluk ve kötü ceket durumu gibi kötü bir sağlık durumu olan ameliyattan önce hayvanları hariç tutun.</li>
	<li>Ameliyat sırasında depresif bir kafatası kırığı, ameliyatla ilgili görünür bir kanama veya kulak kanaması gibi komplikasyonları olan hayvanları hariç tutun.</li>
	<li>Aşağıdaki ameliyat sonrası semptomlarla hayvanları çalışmadan hariç tutun: yemek yememe ve / veya normal şekilde hareket etmeme, olağandışı seslendirmeler, kilo kaybı veya ameliyattan sonra yaranın normal şekilde iyileşmemesi. NOT: Bu model, hafif TBI'nın tekrarlayan bir modeli olarak kullanılabilir. Fareler ikinci ameliyatı birincisinden 24 saat ayrı olarak alırsa, zımbalar veya dikişler çıkarılabilir ve aynı kesi kafatasını açığa çıkarmak için kullanılabilir. Ameliyatlar arasında daha uzun bir süre geçmesi durumunda yeni bir kesi yapılması gerekir.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Capizzi, A., Woo, J., Verduzco-Gutierrez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traumatic+brain+injury:+An+overview+of+epidemiology,+pathophysiology,+and+medical+management.">Traumatic brain injury: An overview of epidemiology, pathophysiology, and medical management.</a> The Medical Clinics of North America. 104 (2), 213-238 (2020).</li><li>Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+review+of+closed+head+injury+models+of+mild+traumatic+brain+injury+in+mice+and+rats.">A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats.</a> Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).</li><li>Shultz, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potential+for+animal+models+to+provide+insight+into+mild+traumatic+brain+injury:+Translational+challenges+and+strategies.">The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: Translational challenges and strategies.</a> Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).</li><li>Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+traumatic+brain+injury).">Animal models of traumatic brain injury).</a> Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).</li><li>Albert-Weissenberger, C., Varrallyay, C., Raslan, F., Kleinschnitz, C., Siren, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+protocol+for+mimicking+pathomechanisms+of+traumatic+brain+injury+in+mice.">An experimental protocol for mimicking pathomechanisms of traumatic brain injury in mice.</a> Experimental and Translational Stroke Medicine. 4, 1 (2012).</li><li>Chen, Y., Constantini, S., Trembovler, V., Weinstock, M., Shohami, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+model+of+closed+head+injury+in+mice:+pathophysiology,+histopathology,+and+cognitive+deficits.">An experimental model of closed head injury in mice: pathophysiology, histopathology, and cognitive deficits.</a> Journal of Neurotrauma. 13 (10), 557-568 (1996).</li><li>Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+cortical+impact+model+of+traumatic+brain+injury+in+the+rat.">A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat.</a> Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).</li><li>Schwulst, S. J., Islam, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+model+of+controlled+cortical+impact+for+the+induction+of+traumatic+brain+injury.">Murine model of controlled cortical impact for the induction of traumatic brain injury.</a> Journal of Visualized Experiments. (150), e60027 (2019).</li><li>Cole, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Craniotomy:+True+sham+for+traumatic+brain+injury,+or+a+sham+of+a+sham.">Craniotomy: True sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham.</a> Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).</li><li>Brody, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electromagnetic+controlled+cortical+impact+device+for+precise,+graded+experimental+traumatic+brain+injury.">Electromagnetic controlled cortical impact device for precise, graded experimental traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (4), 657-673 (2007).</li><li>Webster, S. J., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Closed+head+injury+in+an+age-related+Alzheimer+mouse+model+leads+to+an+altered+neuroinflammatory+response+and+persistent+cognitive+impairment.">Closed head injury in an age-related Alzheimer mouse model leads to an altered neuroinflammatory response and persistent cognitive impairment.</a> The Journal of Neuroscience. 35 (16), 6554-6569 (2015).</li><li>Macheda, T., Roberts, K. N., Morganti, J. M., Braun, D. J., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+and+validation+of+a+modified+radial-arm+water+maze+protocol+using+a+murine+model+of+mild+closed+head+traumatic+brain+injury.">Optimization and validation of a modified radial-arm water maze protocol using a murine model of mild closed head traumatic brain injury.</a> PLoS One. 15 (8), 0232862 (2020).</li><li>Macheda, T., Snider, H. C., Watson, J. B., Roberts, K. N., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+active+avoidance+behavioral+paradigm+for+use+in+a+mild+closed+head+model+of+traumatic+brain+injury+in+mice.">An active avoidance behavioral paradigm for use in a mild closed head model of traumatic brain injury in mice.</a> Journal of Neuroscience Methods. 343, 108831 (2020).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attenuation+of+traumatic+brain+injury-induced+cognitive+impairment+in+mice+by+targeting+increased+cytokine+levels+with+a+small+molecule+experimental+therapeutic.">Attenuation of traumatic brain injury-induced cognitive impairment in mice by targeting increased cytokine levels with a small molecule experimental therapeutic.</a> Journal of Neuroinflammation. 12, 69 (2015).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+mild+closed+head+injuries+on+tauopathy+and+cognitive+deficits+in+rodents:+Primary+results+in+wild+type+and+rTg4510+mice,+and+a+systematic+review.">The effects of mild closed head injuries on tauopathy and cognitive deficits in rodents: Primary results in wild type and rTg4510 mice, and a systematic review.</a> Experimental Neurology. 326, 113180 (2020).</li><li>Lyons, D. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mild+traumatic+brain+injury+in+mice+produces+lasting+deficits+in+brain+metabolism.">A mild traumatic brain injury in mice produces lasting deficits in brain metabolism.</a> Journal of Neurotrauma. 35 (20), 2435-2447 (2018).</li><li>Yanckello, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inulin+supplementation+mitigates+gut+dysbiosis+and+brain+impairment+induced+by+mild+traumatic+brain+injury+during+chronic+phase.">Inulin supplementation mitigates gut dysbiosis and brain impairment induced by mild traumatic brain injury during chronic phase.</a> Journal of Cellular Immunology. 4 (2), 50-64 (2022).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+stage+drug+treatment+that+normalizes+proinflammatory+cytokine+production+attenuates+synaptic+dysfunction+in+a+mouse+model+that+exhibits+age-dependent+progression+of+Alzheimer's+disease-related+pathology.">Early stage drug treatment that normalizes proinflammatory cytokine production attenuates synaptic dysfunction in a mouse model that exhibits age-dependent progression of Alzheimer's disease-related pathology.</a> The Journal of Neuroscience. 32 (30), 10201-10210 (2012).</li><li>Zvejniece, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Skull+fractures+induce+neuroinflammation+and+worsen+outcomes+after+closed+head+injury+in+mice.">Skull fractures induce neuroinflammation and worsen outcomes after closed head injury in mice.</a> Journal of Neurotrauma. 37 (2), 295-304 (2020).</li><li>Flierl, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+closed+head+injury+model+induced+by+a+weight-drop+device.">Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device.</a> Nature Protocols. 4 (9), 1328-1337 (2009).</li><li>Yang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+MRI+characterization,+neurobiochemical+and+neurobehavioral+changes+in+a+mouse+repetitive+concussive+head+injury+model.">Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model.</a> Scientific Reports. 5, 11178 (2015).</li><li>Petraglia, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spectrum+of+neurobehavioral+sequelae+after+repetitive+mild+traumatic+brain+injury:+a+novel+mouse+model+of+chronic+traumatic+encephalopathy.">The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy.</a> Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).</li><li>Laskowitz, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=COG1410,+a+novel+apolipoprotein+E-based+peptide,+improves+functional+recovery+in+a+murine+model+of+traumatic+brain+injury.">COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).</li><li>Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+acute+proinflammatory+cytokine+and+chemokine+upregulation+by+post-injury+administration+of+a+novel+small+molecule+improves+long-term+neurologic+outcome+in+a+mouse+model+of+traumatic+brain+injury.">Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neuroinflammation. 5, 28 (2008).</li><li>Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+skull+cortical+thickness+changes+with+age+and+sex+from+computed+tomography+scans.">Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).</li><li>Kawakami, M., Yamamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cranial+bone+morphometric+study+among+mouse+strains.">Cranial bone morphometric study among mouse strains.</a> BMC Evolutionary Biology. 8, 73 (2008).</li></ol>

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yok.

Açıklanan modeli kullanarak tutarlı bir yaralanma modelinin yeniden oluşturulmasında birkaç adım yer almaktadır. İlk olarak, hayvanı stereotaksik çerçeveye doğru şekilde sabitlemek çok önemlidir. Hayvanın başı yanal olarak hareket edememeli ve kafatası aynı koordinatları okuyan bregma ve lambda ile tamamen düz olmalıdır. Kulak çubuklarının doğru yerleştirilmesi bu ameliyatın en zor yönüdür ve bu sadece uygulama ile öğrenilebilir. Kafatası düz değilse, CHI'yi indüklemeden önce kafa...

Travmatik beyin hasarı (TBI), genellikle düşmeler, spor yaralanmaları, fiziksel şiddet veya trafik kazaları ile ilişkili olan beyindeki dış bir kuvvetten kaynaklanır. 2014 yılında, Hastalık Kontrol ve Önleme Merkezleri, 2.53 milyon Amerikalının TBI ile ilgili kazalar için tıbbi yardım almak üzere acil servisi ziyaret ettiğini belirledi1. Hafif TBI (mTBI) TBI vakalarının çoğunluğunu temsil ettiğinden, son birkaç on yılda, ağırlık düşüşü, piston tahrikli kapalı kafa travması ve kontrollü kortikal darbe, rotasyonel yaralanma, hafif sıvı perküsyon yaralanması ve patlama yaralanması modelleri 2,3'ü içeren birden fazla mTBI modeli benimsenmiştir. MTBI modellerinin heterojenliği, insanlarda görülen mTBI ile ilişkili farklı özellikleri ele almak ve beyin hasarı ile ilişkili hücresel ve moleküler mekanizmaların değerlendirilmesine yardımcı olmak için yararlıdır.
Yaygın olarak kullanılan kapalı kafa travması modellerinden ilk ve en yaygın kullanılan modellerden biri, bir nesnenin belirli bir yükseklikten hayvanın kafasına (anestezi uygulanmış veya uyanık) düşürüldüğü ağırlık düşürme yöntemidir2,4. Ağırlık düşürme yönteminde, yaralanmanın şiddeti, yapılan veya yapılmayan, kafa sabit veya serbest ve düşen nesnenin mesafesi ve ağırlığı 2,4 dahil olmak üzere çeşitli parametrelere bağlıdır. Bu modelin bir dezavantajı, yaralanmanın şiddetindeki yüksek değişkenlik ve solunum depresyonu ile ilişkili yüksek mortalite oranıdır 5,6. Yaygın bir alternatif, doğrudan maruz kalan dura (kontrollü kortikal darbe: CCI) veya kapalı kafatası (kapalı kafa travması: CHI) üzerinde yapılabilen pnömatik veya elektromanyetik bir cihaz kullanarak etkiyi vermektir. Piston tahrikli yaralanmanın güçlü yönlerinden biri, yüksek tekrarlanabilirliği ve düşük mortalitesidir. Bununla birlikte, CCI kraniyotomi 7,8 gerektirir ve kraniyotominin kendisi inflamasyonu indükler9. Bunun yerine, CHI modelinde, kraniyotomiye gerek yoktur. Daha önce de belirtildiği gibi, her modelin sınırlamaları vardır. Bu yazıda açıklanan CHI modelinin sınırlamalarından biri, ameliyatın stereotaksik bir çerçeve kullanılarak gerçekleştirilmesi ve hayvanın başının hareketsiz hale getirilmesidir. Tam kafa immobilizasyonu tekrarlanabilirliği sağlarken, bir mTBI ile ilişkili yaralanmaya katkıda bulunabilecek darbeden sonraki hareketi hesaba katmaz.
Bu protokol, bir farede ticari olarak temin edilebilen bir elektromanyetik darbe cihazı10 ile bir CHI etkisi gerçekleştirmek için temel bir yöntemi açıklar. Bu protokol, yüksek oranda tekrarlanabilir bir yaralanma elde etmek için ilgili kesin parametreleri detaylandırır. Özellikle, araştırmacı, yaralanma şiddetini kesin olarak tanımlamak için parametreler (yaralanma derinliği, bekleme süresi ve etki hızı) üzerinde hassas kontrole sahiptir. Tarif edildiği gibi, bu CHI modeli, hem yaygın hem de mikroskobik (yani, glia, aksonal ve vasküler hasarın kronik aktivasyonu) ve davranışsal fenotipler 11,12,13,14,15 olmak üzere bilateral patoloji ile sonuçlanan bir yaralanma üretir. Ek olarak, tarif edilen model, yaralanmadan 1 yıl sonra bile MRG'ye dayalı yapısal beyin lezyonlarını veya patolojideki brüt lezyonları indüklemediği için hafif olarak kabul edilir16,17.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Applier</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- APL</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Remover</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- RMV</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- CS</td>
			<td>Surgery (Staples)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aperio ImageScope software&#160;</td>
			<td>Leica BioSystems</td>
			<td>NA&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BladeFLASK Blade Remover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-444-275</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89031-270</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitial mouse stereotaxic frame</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730D</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear bars</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51649</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EthoVision XT 11.0&#160;</td>
			<td>Noldus Information Technology</td>
			<td>NA</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Lite</td>
			<td>Dolan-Jeffer Industries</td>
			<td>UN16103-DG</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Bulb for Small Pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-21</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gemini Avoidance System</td>
			<td>San Diego Instruments</td>
			<td>NA</td>
			<td>Active avoidance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>Sunbeam&#160;</td>
			<td>732500000U</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRP conjugated goat anti-rabbit IgG&#160;</td>
			<td>Jackson Immuno Research laboratories</td>
			<td>111-065-144&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-0530XS</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>NDC: 11695-6777-2</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse gas anesthesia head holder</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51609M</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neuropactor Stereotaxic Impactor</td>
			<td>Neuroscience Tools</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NexGen Mouse 500</td>
			<td>Allentown&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Post-surgery, holding cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peanut - Professional Hair Clipper</td>
			<td>Whal</td>
			<td>8655-200&#160;</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory</td>
			<td>Ricca</td>
			<td>3955-16</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>17033-211-38</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-GFAP&#160;</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z0334</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-IBA1&#160;</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-arm Radial Arm Water Maze</td>
			<td>MazeEngineers</td>
			<td>n/a</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>OHAUS CS series</td>
			<td>BAL-101</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle #7 Solid 6.25&#34;&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9847</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v)</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SumnoSuite low-flow anesthesia system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td>BD Bard-Parker</td>
			<td>302995</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6KED8</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthetic cream</td>
			<td>L.M.X 4</td>
			<td>NDC 0496-0882-15</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple antibiotic ointment</td>
			<td>Major</td>
			<td>NDC 0904-0734-31</td>
			<td>Post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>MasterFlex</td>
			<td>96410-16</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaporizer Single Channel Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-1210S</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electromagnetic controlled closed-head model of mild traumatic brain injury in mice

İyi tanımlanmış patolojilere sahip travmatik beyin hasarının (TBI) yüksek oranda tekrarlanabilir hayvan modelleri, terapötik müdahaleleri test etmek ve bir TBI'nın beyin fonksiyonunu nasıl değiştirdiğinin mekanizmalarını anlamak için gereklidir. TBI'nın çoklu hayvan modellerinin mevcudiyeti, insanlarda görülen TBI'nın farklı yönlerini ve şiddetlerini modellemek için gereklidir. Bu makalede, hafif TBI'nın bir fare modelini geliştirmek için orta hat kapalı kafa travmasının (CHI) kullanımı açıklanmaktadır. Model hafif olarak kabul edilir, çünkü nörogörüntüleme veya brüt nöronal kayba dayalı yapısal beyin lezyonları üretmez. Bununla birlikte, tek bir etki, bilişsel bozukluğun yaralanmadan en az 1 ay sonra ölçülebilir olması için yeterli patoloji yaratır. Makalede, stereotaksik olarak yönlendirilen bir elektromanyetik darbeci kullanarak farelerde bir CHI'yi indüklemek için adım adım bir protokol tanımlanmıştır. Hafif orta hat CHI modelinin faydaları, yaralanmaya bağlı değişikliklerin düşük mortalite ile tekrarlanabilirliğini içerir. Model, nörogörüntüleme, nörokimyasal, nöropatolojik ve davranışsal değişiklikler için yaralanmadan 1 yıl sonrasına kadar geçici olarak karakterize edilmiştir. Model, aynı darbeci cihazı kullanarak kontrollü kortikal etkinin kafatası modellerini açmak için tamamlayıcıdır. Böylece, laboratuvarlar hem hafif diffüz TBI'yı hem de fokal orta-şiddetli TBI'yı aynı darbeci ile modelleyebilir.

Bu stereotaksik elektromanyetik darbeci cihaz çok yönlüdür. Hem açık kafatası kontrollü kortikal darbe (CCI) hem de kapalı kafa travması (CHI) ameliyatı için kullanılır. Ayrıca, yaralanma şiddeti, darbe hızı, bekleme süresi, darbe derinliği, darbe ucu ve yaralanma hedefi gibi yaralanma parametreleri değiştirilerek modüle edilebilir. Burada 5.0 mm'lik çelik uçlu darbeci kullanan bir CHI ameliyatı anlatılmaktadır. Bu yaralanma hafif olarak kabul edilir çünkü yapısal beyin lezyonları yoktur....

Watch this Scientific Journal Video about Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice at JoVE.com

Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Protokol, bir fare modelinde hafif travmatik beyin hasarını tanımlar. Özellikle, hafif bir orta hat kapalı kafa travmasını indüklemek için adım adım bir protokol ve hayvan modelinin karakterizasyonu tam olarak açıklanmaktadır.

Farelerde Hafif Travmatik Beyin Hasarının Elektromanyetik Kontrollü Kapalı Kafa Modeli

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

electromagnetic-controlled-closed-head-model-mild-traumatic-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.0K Görüntüleme.  University of Kentucky. Protokol, bir fare modelinde hafif travmatik beyin hasarını tanımlar. Özellikle, hafif bir orta hat kapalı kafa travmasını indüklemek için adım adım bir protokol ve hayvan modelinin karakterizasyonu tam olarak açıklanmaktadır.

Video: Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

Yanal Akışkan Perküsyon: Travmatik Beyin Hasarı Farelerde Modeli

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

Nörobilim

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Kapalı Başkanı Travmatik Beyin yaralayabilecek Bir Yöntem<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Advanced Diffusion Imaging in The Hippocampus of Rats with Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous variability and heterogeneity (age, gender, type of trauma, other possible pathologies, etc.), animal models play a key role in unraveling factors that are limitations in clinical research. They provide a standardized and controlled setting to investigate the biological mechanisms of injury and repair following TBI. However, not all animal models mimic the diffuse and subtle nature of mTBI effectively. For example, the commonly used controlled cortical impact (CCI) and lateral fluid percussion injury (LFPI) models make use of a craniotomy to expose the brain and induce widespread focal trauma, which are not commonly seen in mTBI. Therefore, these experimental models are not valid to mimic mTBI. Thus, an appropriate model should be used to investigate mTBI. The Marmarou weight drop model for rats induces similar microstructural alterations and cognitive impairments as seen in patients who sustain mild trauma; therefore, this model was selected for this protocol. Conventional computed tomography and magnetic resonance imaging (MRI) scans commonly show no damage following a mild injury, because mTBI induces often only subtle and diffuse injuries. With diffusion weighted MRI, it is possible to investigate microstructural properties of brain tissue, which can provide more insight into the microscopic alterations following mild trauma. Therefore, the goal of this study is to obtain quantitative information of a selected region-of-interest (i.e., hippocampus) to follow up disease progression after obtaining a mild and diffuse brain injury.

The overall goal of this procedure is to obtain quantitative microstructural information of the hippocampus in a rat with mild traumatic brain injury. This is done using an advanced diffusion-weighted magnetic resonance imaging protocol and region-of-interest based analysis of parametric diffusion maps.

Hafif Travmatik Beyin Hasarı Olan Sıçanların Hipokampuslarında İleri Difüzyon Görüntüleme

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous ...

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

Travmatik Beyin Hasarı İndüksiyonu için Kontrollü Kortikal Etki Murine Modeli

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

Low-intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-head Mild Traumatic Brain Injury in Rodents

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of medical visits in the United States. There are currently no FDA-approved treatments available for TBI. The increased incidence of military-related, blast-induced TBI further accentuates the urgent need for effective TBI treatments. Therefore, new preclinical TBI animal models that recapitulate aspects of human blast-related TBI will greatly advance the research efforts into the neurobiological and pathophysiological processes underlying mild to moderate TBI as well as the development of novel therapeutic strategies for TBI.
Here we present a reliable, reproducible model for the investigation of the molecular, cellular, and behavioral effects of mild to moderate blast-induced TBI. We describe a step-by-step protocol for closed-head, blast-induced mild TBI in rodents using a bench-top setup consisting of a gas-driven shock tube equipped with piezoelectric pressure sensors to ensure consistent test conditions. The benefits of the setup that we have established are its relative low-cost, ease of installation, ease of use and high-throughput capacity. Further advantages of this non-invasive TBI model include the scalability of the blast peak overpressure and the generation of controlled reproducible outcomes. The reproducibility and relevance of this TBI model has been evaluated in a number of downstream applications, including neurobiological, neuropathological, neurophysiological and behavioral analyses, supporting the use of this model for the characterization of processes underlying the etiology of mild to moderate TBI.

We present here a protocol of a blast wave model for rodents to investigate neurobiological and pathophysiological effects of mild to moderate traumatic brain injury. We established a gas-driven, bench-top setup equipped with pressure sensors allowing for reliable and reproducible generation of blast-induced mild to moderate traumatic brain injury.

Kemirgenlerde Kapalı Başlı Hafif Travmatik Beyin Hasarının Preklinik Değerlendirmesi için Düşük Yoğunluklu Patlama Dalgası Modeli

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of ...

Assessing Changes in Synaptic Plasticity Using an Awake Closed-Head Injury Model of Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of closed-head mTBI in the preclinical setting to increase translatability to the clinical population. The awake closed-headed injury (ACHI) model uses a modified controlled cortical impactor to deliver closed-headed injury, inducing clinically relevant behavioral deficits without the need for a craniotomy or the use of an anesthetic.
This technique does not normally induce fatalities, skull fractures, or brain bleeds, and is more consistent with being a mild injury. Indeed, the mild nature of the ACHI procedure makes it ideal for studies investigating repetitive mTBI (r-mTBI). Growing evidence indicates that r-mTBI can result in a cumulative injury that produces behavioral symptoms, neuropathological changes, and neurodegeneration. r-mTBI is common in youths playing sports, and these injuries occur during a period of robust synaptic reorganization and myelination, making the younger population particularly vulnerable to the long-term influences of r-mTBI.
Further, r-mTBI occurs in cases of intimate partner violence, a condition for which there are few objective screening measures. In these experiments, synaptic function was assessed in the hippocampus in juvenile rats that had experienced r-mTBI using the ACHI model. Following the injuries, a tissue slicer was utilized to make hippocampal slices to evaluate bidirectional synaptic plasticity in the hippocampus at either 1 or 7 days following the r-mTBI. Overall, the ACHI model provides researchers with an ecologically valid model to study changes in synaptic plasticity following mTBI and r-mTBI.

Here, it is demonstrated how an awake closed-head injury model can be used for examining the effects of repeated mild traumatic brain injury (r-mTBI) on synaptic plasticity in the hippocampus. The model replicates important features of r-mTBI in patients and is used in conjunction with in vitro electrophysiology.

Hafif Travmatik Beyin Hasarının Uyanık Kapalı Kafa Travması Modelini Kullanarak Sinaptik Plastisitedeki Değişikliklerin Değerlendirilmesi

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of ...

Bir mTBI Sıçan Modelinde Yaralanma Tepkisinin ve Davranışsal Değerlendirmelerin Doğrulanması

Rat Model of Closed-Head Mild Traumatic Injury and its Validation

Animal models are crucial for advancing our understanding of mild traumatic brain injury (mTBI) and guiding clinical research. To achieve meaningful insights, developing a stable and reproducible animal model is essential. In this study, we report a detailed description of a closed-head mTBI model and a representative validation method using Sprague-Dawley rats to verify the modeling effect. The model involves dropping a 550 g mass weight from a height of 100 cm directly onto the head of a rat on a destructible surface, followed by a 180-degree turn. To assess the injury, rats underwent a series of neurobehavioral assessments 10 min post-injury, including time of loss of consciousness, first seeking-behavior time, escape ability, and beam balance ability test. During the acute and subacute stages following the injury, behavioral tests were conducted to assess motor coordination ability (Beam task), anxiety (Open Field test), and learning and memory abilities (Morris Water Maze test). The closed-head mTBI model produced a consistent injury response with minimal mortality and replicated real-life situations. The validation method effectively verified the model development and ensured the stability and consistency of the model.

Yazar Spotlight: Travmatik Beyin Hasarı Araştırmalarını İlerletmek - Doğru Çoğaltma ve Hızlı Değerlendirme için Kapalı Kafa Modeli 

Here, we present a closed-head mild traumatic brain injury (mTBI) rat model and its validation exhibiting remarkable similarity to human mTBI concerning behavioral manifestations during the acute and subacute stages.

Kapalı Kafa Hafif Travmatik Yaralanmanın Sıçan Modeli ve Validasyonu

Animal models are crucial for advancing our understanding of mild traumatic brain injury (mTBI) and guiding clinical research. To achieve meaningful ...

Kapalı Kafa Travması Yöntemiyle Farelerde rmTBI İndüksiyonu

Modified Mouse Model of Repetitive Mild Traumatic Brain Injury Incorporating Thinned-Skull Window and Fluid Percussion

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models with well-defined pathologies are urgently needed for studying the mechanisms of neuropathology after mild TBI and testing therapeutics. Replicating the entire sequelae of TBI in animal models has proven to be a challenge. Therefore, the availability of multiple animal models of TBI is necessary to account for the diverse aspects and severities seen in TBI patients. CHI is one of the most common methods for fabricating rodent models of rmTBI. However, this method is susceptible to many factors, including the impact method used, the thickness and shape of the skull bone, animal apnea, and the type of head support and immobilization utilized. The aim of this protocol is to demonstrate a combination of the thinned-skull window and fluid percussion injury (FPI) methods to produce a precise mouse model of CHI-associated rmTBI. The primary objective of this protocol is to minimize factors that could impact the accuracy and consistency of CHI and FPI modeling, including skull bone thickness, shape, and head support. By utilizing a thinned-skull window method, potential inflammation due to craniotomy and FPI is minimized, resulting in an improved mouse model that replicates the clinical features observed in patients with mild TBI. Results from behavior and histological analysis using hematoxylin and eosin (HE) staining suggest that rmTBI can lead to a cumulative injury that produces changes in both behavior and gross morphology of the brain. Overall, the modified CHI-associated rmTBI presents a useful tool for researchers to explore the underlying mechanisms that contribute to focal and diffuse pathophysiological changes in rmTBI.

Yazar Spotlight: Tekrarlanan Hafif Travmatik Beyin Hasarında Mekanizmaların ve Rehabilitasyonun Araştırılması için Kemirgen Modellerinin Optimize Edilmesi

This protocol presents a modified mouse model of repetitive mild traumatic brain injury (rmTBI) induced via a closed-head injury (CHI) method. The approach features a thinned-skull window and fluid percussion to reduce the inflammation commonly caused by meninges exposure, along with improved reproducibility and accuracy in modeling rmTBI in rodents.

İnceltilmiş kafatası penceresi ve sıvı perküsyonu içeren tekrarlayan hafif travmatik beyin hasarının modifiye edilmiş fare modeli

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models ...