この研究の一部は、国立衛生研究所によって、賞番号R01NS120882、RF1NS119165、およびR01NS103785および国防総省の賞番号AZ190017でサポートされました。内容は著者の責任であり、国立衛生研究所または国防総省の公式見解を表すものではありません。

実施された実験は、ケンタッキー大学の施設動物管理および使用委員会(IACUC)によって承認され、研究中はARRIVEと実験動物の世話と使用のためのガイドの両方のガイドラインに従いました。
1.手術のセットアップ
注:マウスは4〜5 /ケージのグループで飼育され、収容室の湿度は43%〜47%に維持され、温度は22〜23°Cに維持されます。マウスは食物と水への 自由 アクセスを与えられ、12時間/ 12時間の明暗サイクル(午前7時/午後7時)にさらされます。
<ol><li>フードや専用の手術室などの指定された手術エリアを使用して、動物の手術を行います。</li>
	<li>手術領域に、加熱パッド、電磁インパクターを備えた定位固定フレーム、およびイソフルランガスを投与するように設計された麻酔マスクが含まれていることを確認してください( 図1Aを参照)。</li>
	<li>外科医または手術に関与する担当者が、清潔な白衣、フェイスマスク、手袋、および手術用キャップを着用していることを確認してください。</li>
	<li>滅菌手術器具、滅菌綿先端アプリケーター、およびガーゼパッドを使用してください。ホットビーズ滅菌器を使用して、手術日中にマウス間の器具を滅菌します。</li>
	<li>麻酔導入室を使用して、手術前の領域での手術のためにマウスを準備します。</li>
	<li>加熱パッドを使用して動物の体温を維持し、術後のマウス保持ケージを清掃し、タイマーを使用して手術後のマウスの直進反射を記録します。</li>
</ol>2.手術前の手順
<ol><li>ヘッドサポート装置を準備します( 図1Bを参照)。<ol><li>1 mLラテックスピペットバルブ(インフレータブルエンド)からロールエンドリッジを取り外します( 図1Cを参照)。</li>
		<li>パラフィルムを使用して電球をチューブに取り付けます( 図1Cを参照)。</li>
		<li>活栓を使用してチューブを10 mLシリンジに接続します。シリンジに水を入れます( 図1Cを参照)。 注意: 1mLのラテックスピペットバルブをマウスの頭の下に置き、衝撃力を耳から遠ざけます。使用前に電球からできるだけ多くの空気を取り除いて、電球が空気ではなく主に水で満たされるようにしてください。</li>
	</ol></li>
	<li>インパクターのセットアップ。<ol><li>5 mmのプローブ先端を選択し、アクチュエータの下部中央(大きい方のシリンダーの内側)のピストンにねじ込み、過度の力を加えずにプローブをゆっくりと締めます。衝撃の合間に先端を締め直します( 図1Bを参照)。</li>
		<li>インパクターをオンにする前に、延長/リトラクトスイッチが中央のオフの位置にあることを確認してください。次に、アクチュエータのケーブルをインパクターコントロールボックスのフロントパネルのジャックに接続し、センサーケーブルをフロントパネルのジャックに接続します。次に、背面パネルの電源スイッチをオンにします( 図1Dを参照)。 注意: 延長/リトラクトトグルスイッチは、使用しないときは中央のオフの位置のままにしておく必要があります。</li>
		<li>ディスプレイに5.0 ± 0.2 m / sが表示されるまで、コントロールボックスの左側にある大きなノブを回して、衝撃速度を設定します( 図1Dを参照)。</li>
		<li>ドウェルが0.01を示すまでダイヤルを回して、ドウェルカウンタを100ミリ秒に設定します( 図1Dを参照)。 注意: ドウェルは、自動リトラクションが発生する前の接触時間です。</li>
		<li>インパクタアクチュエータをアイスパックの上に置いて、プラスチックシリンダーが膨張するのを防ぎ、シリンダーを所定の位置にロックして、シリンダーの動きと将来の衝撃を防ぎます( 図1Eを参照)。</li>
	</ol></li>
	<li>手術のためにマウスを準備します。<ol><li>手術前にマウスを目視検査し、次のいずれかの状態が観察された場合は、マウスを研究から除外します:コート状態の悪さ、嗜眠、または生後4か月のマウスの体重不良(<20 g)。</li>
		<li>加熱パッド上に1〜2分間置いた誘導チャンバーを使用して、100%酸素中の4%〜5%イソフルランでマウスを麻酔する。</li>
		<li>電動バリカンを使用して手術部位の毛皮を剃ります。</li>
		<li>滅菌アルコール準備パッドで頭をきれいにし、手術開始の少なくとも15分前に剃毛した頭皮に局所麻酔薬を適用します。</li>
		<li>手術前にマウスを清潔な保持ケージに戻します。少なくとも15分の局所麻酔薬塗布(誘導時間)後に手術を開始します。 注:麻酔の時間は、手順で使用される麻酔薬によって異なる場合があります。</li>
	</ol></li>
	<li>固定装置用フレーム、インパクタ、およびデジタル定位固定装置ディスプレイ( 図1Fを参照)を使用する準備ができていることをもう一度確認します。</li>
	<li>マウスを100%酸素中の4%〜5%イソフルランを含むイソフルラン誘導チャンバーに約3分間戻します。</li>
	<li>マウスをヘッドステージに固定します。</li>
</ol>3.外科的処置
<ol><li>軽量のアセタール樹脂テーパーポイントイヤーバー、バイトバー、およびマウス麻酔マスクを使用して、マウスを定位固定装置フレームに固定します( 図1G、Hを参照)。イソフルランガスは、室内空気中で2%〜3%で100〜200 mL / minで供給されます。マウスの呼吸を注意深く監視して麻酔の深さを確認し、必要に応じてガスのレベルを調整します。</li>
	<li>角膜の乾燥を防ぐために、滅菌眼潤滑剤を目に塗布します。</li>
	<li>ポビドンヨード綿棒と滅菌アルコールパッドで頭皮を3回滅菌します。</li>
	<li>つま先のつまみ反応がないことを確認して、マウスが深く麻酔されていることを確認します。</li>
	<li>メスを使用して目と首の間の約1cmの正中線頭皮切開を行い、頭蓋骨を露出させます( 図1Iを参照)。</li>
	<li>頭蓋骨を1〜2分間乾かします。</li>
	<li>ブレグマ(冠状縫合糸と矢状縫合糸の交点)とラムダ(矢状縫合糸とラムドイド縫合糸の交点)を特定します( 図1Jを参照)。 注:マウスの脳アトラスを参考にすることができます。</li>
	<li>ヘッドサポート装置を頭の下に置き、マウスの頭の底を押すが、頭をバイトバーから持ち上げないように、電球を水で膨らませます。 注:この手順は、CHIから起こりうる耳の問題を減らすために不可欠です。 耳のバーから耳に損傷を与え、転がりや出血を引き起こした動物は、研究から除外し、安楽死させる必要があります。</li>
	<li>インパクターを動物の頭の上の所定の位置に移動します。</li>
	<li>延長 /リトラクト トグルスイッチ(インパクターコントロールボックス上)を[延長]に配置して、インパクターを 延長します。 注意: 先端を引き下げて、先端が完全に伸びていることを確認してください。</li>
	<li>インパクタがブレグマの中央に来るまで合わせます( 図1Kを参照)。</li>
	<li>固定装置リーダーのデジタル固定装置x座標とy座標を0にリセットします(タッチスクリーンコントロール上)</li>
	<li>プローブをブレグマからターゲット座標(内側-外側= 0.0 mm、前後= -1.6 mm)に移動して、プローブを衝撃位置に合わせます。</li>
	<li>接触センサーを動物の耳にクリップで留めます。<ol><li>表面との最初の接触が行われるまで、拡張プローブでプローブチップをゆっくりと下げます。ビープ音で停止します。</li>
		<li>定位固定装置リーダーのデジタル定位固定装置の z 座標を 0 にリセットします。</li>
	</ol></li>
	<li>先端が頭蓋骨と同じ高さであるかどうかを注意深く調べます(内側外側および前後面)。 注意: プローブの先端を配置することは、頭蓋骨の骨折や耳の損傷を防ぐためのこのプロセスの最も重要なステップです。</li>
	<li>コントロールボックスのトグルスイッチをリトラクト位置に配置して、インパクターをリトラクトします。先端は引っ込み、衝撃の時まで動物の頭と接触しなくなります。</li>
	<li>背腹の深さを-1.2 mmに調整して、衝撃の深さを設定します。 注意: 衝撃の深さは、怪我の重症度に影響します。深さは、マウスのさまざまな年齢、体重、および系統について、所望の傷害の重症度まで力価を付ける必要があります。深さは、一貫した怪我の重症度を維持するために、時間の経過とともに調整/再滴定する必要がある場合があります。重症度は、神経病理学的に評価することができます:ミクログリアとアストロサイト(IHC)、そして行動的に:放射状腕の水迷路と能動的回避テスト。</li>
	<li>マウスの呼吸を注意深く監視して麻酔深度を確保し、必要に応じてガスレベルを調整します。 注:多くの場合、イソフルランガスの割合は、衝撃の前に10〜20秒間下げるか遮断する必要があります。呼吸がわずかに加速するのを注意深く見てください。衝撃時に呼吸が遅すぎる場合、動物は無呼吸による衝撃後の最初の60秒以内に死亡する可能性があります。これは、衝撃の数秒前に麻酔の深さを調整することで防ぐことができます。</li>
	<li>右のトグルスイッチを押して 衝撃を誘発します。プローブの先端は表示された速度で下降し、設定された滞留時間の間下がったままになり、後退します。 注意: 偽マウスはCHIマウスと同じ処理を受けますが、衝撃は提供されません。</li>
	<li>CHI衝撃が照射された直後にタイマーを開始して、右傾時間(横位置から腹臥位に戻る時間)を記録するか、偽マウスの脳定位からマウスを離したときにタイマーを開始します。平均右投開時間は5〜15分です。 注意: 右反射時間は、マウスの系統と年齢によって異なる場合があります。</li>
	<li>目に見える頭蓋骨骨折、出血、無呼吸についてマウスを評価します。頭蓋骨骨折または目に見える出血のあるマウスを研究から除外します。 注:頭蓋骨骨折には段階的なレベルがあります。骨が脳組織に観察可能に押し込まれている減圧頭蓋骨骨折を有する動物は安楽死させる(最初にCO2 、および二次的な方法として斬首を使用する)。インパクターチップが正しく設定されていれば、これらのタイプの頭蓋骨骨折は非常にまれです。頭蓋骨骨折が発生した場合、より一般的な症状は、頭蓋骨上の少量の血液と頭蓋骨のわずかな触覚荒れであり、多くの場合、鼻骨の後端を接続する縫合糸に沿っています。これらのマウスは、記録に頭蓋骨骨折の可能性があると記載されていますが、通常は研究から除外されていません。</li>
	<li>脳定位固定装置フレームから動物を取り外します。</li>
	<li>皮膚を一緒にホチキス止めして頭皮を閉じます。 注:吸収性または非吸収性の縫合糸は、ステープルの代わりに頭皮を閉じるために使用できます。</li>
	<li>閉じた切開部に滅菌綿先端アプリケーターでトリプル抗生物質軟膏を塗布します。</li>
	<li>回復のためにマウスを清潔な保持ケージに戻します。回復ケージの半分は加熱パッド(低設定)にあり、覚醒時に熱から離れ、意識がないときに動物の体温を維持する機能を提供します( 図1Lを参照)。 メモ: マウスはリカバリケージ内で横向きに置かれます。窒息を防ぐために、寝具のない回復ケージに動物を置き、寝具がケージに入っている場合はティッシュの上に置きます。</li>
	<li>延長/ 格納 トグルスイッチを センター/オフ の位置に戻します。 注意: スイッチが伸長位置または収縮位置のままになっている場合、電流は流れ続け、ピストンが膨らみます。インパクターは、ピストンが冷えるまで機能しません。</li>
	<li>インパクターをホルダーから取り外し、アイスパックの上にそっと置きます。 注意: インパクターをアイスパックの上に置いておくと、インパクターの潜在的な腫れを減らすのに役立ちます。</li>
	<li>右折反射が発生するまで動物を監視し、右に戻るまでの時間を記録します( 図1Mを参照)。 注意: 右反射は、マウスが腹臥位に戻った瞬間として定義されます。ケージは邪魔されないままにしておく必要があります。ケージに触れたり、動かしたり、ノイズにさらされたりすると、マウスは右に動く可能性があります。</li>
	<li>マウスが目を覚まして警戒しているときに、マウスをホームケージに戻します。通常、損傷後1時間以内に、動物は完全に意識があり、歩行しています。また、ケージの底に湿った食べ物を追加します。</li>
</ol>4.術後のケア
<ol><li>手術後5日間動物を監視します。</li>
	<li>体重と、呼吸数(定性的呼吸機能)、歩行、体と髪のコートの状態、飲食、排便、排尿などの身体的/行動的変化を記録します。</li>
	<li>マウスに不快感の兆候がないか観察し、外科的創傷に腫れ、滲出液または赤いエッジ、裂開がないか観察します。動物が痛みや不快感の兆候を示している場合は、獣医師に連絡してください(発声、動かない、低体温、飲んだり食べたりしない)。</li>
	<li>手術後7〜10日で、麻酔下および加熱パッドでステープルを取り外します。 注:非吸収性縫合糸を使用する場合は、麻酔下で手術後7〜10日で抜去する必要があります。</li>
</ol>5.クリーニング
<ol><li>手術領域とツールを洗浄して滅菌します。</li>
	<li>プローブの先端は、使用するたびに、そして一日の終わりにアルコール準備パッドで清掃してください。 注意: インパクターは工場で校正されており、時間の経過とともに安定していることが報告されています。定期的な校正は必要ありません。ただし、インパクターと定位固定フレームは定期的に検査する必要があります。また、反射時間、死亡率、神経病理学などのモデルエンドポイントの境界を監視して、実験的ドリフトの可能性を評価する必要があります。</li>
</ol>6. 除外基準
<ol><li>生後4か月のマウスの体重<20 g、嗜眠、コートの状態が悪いなど、健康状態が悪い手術前の動物を除外します。</li>
	<li>頭蓋骨の落ち込み骨折、手術に関連する目に見える出血、耳の出血など、手術中に合併症のある動物を除外します。</li>
	<li>次の手術後の症状を持つ動物を研究から除外します:食事および/または正常に動くことができない、異常な発声、体重減少、または手術後の創傷が正常に治癒しない。 注:このモデルは、軽度のTBIの反復モデルとして使用できます。マウスが最初の手術から24時間離れて2回目の手術を受けた場合、ステープルまたは縫合糸を取り除き、同じ切開を使用して頭蓋骨を露出させることができます。手術の間隔が長くなる場合は、新しい切開を行う必要があります。</li>
</ol>

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著者は開示するものは何もありません。

記述されたモデルを使用して一貫した傷害モデルを再現するには、いくつかのステップが含まれます。第一に、動物を定位固定装置フレームに正しく固定することが重要です。動物の頭は横方向に動くことができないようにし、頭蓋骨は完全に平らで、ブレグマとラムダが同じ座標を読み取る必要があります。イヤーバーを正しく配置することは、この手術の最も難しい側面であり、これは?...

外傷性脳損傷(TBI)は、脳への外力によって引き起こされ、多くの場合、転倒、スポーツ傷害、身体的暴力、または交通事故に関連しています。2014年、疾病管理予防センターは、253万人のアメリカ人がTBI関連の事故の治療支援を求めるために救急科を訪れたと判断しました1。軽度TBI(mTBI)がTBI症例の大部分を占めるため、過去数十年にわたって、体重減少、ピストン駆動閉鎖性頭部損傷および制御された皮質衝撃、回転損傷、軽度の流体パーカッション損傷、および爆風損傷モデルを含むmTBIの複数のモデルが採用されてきました2,3。mTBIモデルの異質性は、人に見られるmTBIに関連するさまざまな特徴に対処し、脳損傷に関連する細胞および分子メカニズムを評価するのに役立ちます。
閉鎖性頭部外傷の一般的に使用されるモデルのうち、最初で最も広く使用されているモデルの1つは、物体を特定の高さから動物の頭に落とす(麻酔または覚醒)重量減少法です2,4。体重減少法では、傷害の重症度は、開頭術が行われるか否か、頭部固定または自由、ならびに落下物の距離および重量を含むいくつかのパラメータに依存する2,4。このモデルの欠点の1つは、損傷の重症度の高い変動性と呼吸抑制に関連する高い死亡率です5,6。一般的な代替手段は、空気圧または電磁装置を使用して衝撃を与えることであり、これは露出した硬膜(制御された皮質衝撃:CCI)または閉じた頭蓋骨(閉鎖性頭部外傷:CHI)に直接行うことができます。ピストン駆動の損傷の強みの1つは、その高い再現性と低い死亡率です。しかし、CCIは開頭術7,8を必要とし、開頭術自体が炎症を誘発します9。代わりに、CHIモデルでは、開頭術は必要ありません。すでに述べたように、各モデルには制限があります。この論文に記載されているCHIモデルの限界の1つは、手術が脳定位固定フレームを使用して行われ、動物の頭部が固定されていることです。頭部全体の固定は再現性を保証しますが、mTBIに関連する損傷に寄与する可能性のある衝撃後の動きを考慮していません。
このプロトコルは、市販の電磁インパクタ装置10を用いてマウスでCHI衝撃を行う基本的な方法を記載する。このプロトコルは、再現性の高い損傷を達成するために関連する正確なパラメータを詳述しています。特に、研究者はパラメータ(損傷の深さ、滞留時間、衝撃の速度)を正確に制御して、損傷の重症度を正確に定義できます。記載されたように、このCHIモデルは、びまん性および顕微鏡的の両方の両側病理(すなわち、グリアの慢性活性化、軸索および血管損傷)、ならびに行動表現型11、12、13、14、15をもたらす傷害を生じる。さらに、記載されたモデルは、損傷後1年でもMRIに基づく構造的脳病変または病理学上の肉眼的病変を誘発しないため、軽度と見なされます16,17。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Applier</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- APL</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Remover</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- RMV</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- CS</td>
			<td>Surgery (Staples)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aperio ImageScope software&#160;</td>
			<td>Leica BioSystems</td>
			<td>NA&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BladeFLASK Blade Remover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-444-275</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89031-270</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitial mouse stereotaxic frame</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730D</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear bars</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51649</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EthoVision XT 11.0&#160;</td>
			<td>Noldus Information Technology</td>
			<td>NA</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Lite</td>
			<td>Dolan-Jeffer Industries</td>
			<td>UN16103-DG</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Bulb for Small Pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-21</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gemini Avoidance System</td>
			<td>San Diego Instruments</td>
			<td>NA</td>
			<td>Active avoidance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>Sunbeam&#160;</td>
			<td>732500000U</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRP conjugated goat anti-rabbit IgG&#160;</td>
			<td>Jackson Immuno Research laboratories</td>
			<td>111-065-144&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-0530XS</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>NDC: 11695-6777-2</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse gas anesthesia head holder</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51609M</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neuropactor Stereotaxic Impactor</td>
			<td>Neuroscience Tools</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NexGen Mouse 500</td>
			<td>Allentown&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Post-surgery, holding cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peanut - Professional Hair Clipper</td>
			<td>Whal</td>
			<td>8655-200&#160;</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory</td>
			<td>Ricca</td>
			<td>3955-16</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>17033-211-38</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-GFAP&#160;</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z0334</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-IBA1&#160;</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-arm Radial Arm Water Maze</td>
			<td>MazeEngineers</td>
			<td>n/a</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>OHAUS CS series</td>
			<td>BAL-101</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle #7 Solid 6.25&#34;&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9847</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v)</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SumnoSuite low-flow anesthesia system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td>BD Bard-Parker</td>
			<td>302995</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6KED8</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthetic cream</td>
			<td>L.M.X 4</td>
			<td>NDC 0496-0882-15</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple antibiotic ointment</td>
			<td>Major</td>
			<td>NDC 0904-0734-31</td>
			<td>Post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>MasterFlex</td>
			<td>96410-16</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaporizer Single Channel Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-1210S</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electromagnetic controlled closed-head model of mild traumatic brain injury in mice

治療的介入をテストし、TBIが脳機能をどのように変化させるかのメカニズムを理解するには、明確に定義された病状を持つ外傷性脳損傷(TBI)の再現性の高い動物モデルが必要です。TBIの複数の動物モデルが利用可能であることは、人々に見られるTBIのさまざまな側面と重症度をモデル化するために必要です。この原稿では、軽度のTBIのマウスモデルを開発するための正中線閉鎖性頭部外傷(CHI)の使用について説明しています。このモデルは、ニューロイメージングや肉眼的ニューロン喪失に基づく構造的な脳病変を引き起こさないため、軽度と見なされます。しかし、単一の衝撃は、認知障害が損傷後少なくとも1か月で測定可能であるのに十分な病状を作成します。定位固定誘導電磁インパクターを使用してマウスにCHIを誘導するための段階的なプロトコルが論文で定義されています。軽度の正中線CHIモデルの利点には、死亡率が低い傷害誘発性変化の再現性が含まれます。このモデルは、神経イメージング、神経化学的、神経病理学的、および行動的変化について、損傷後1年までの時間的に特徴付けられています。このモデルは、同じインパクターデバイスを使用して制御された皮質衝撃のオープンスカルモデルを補完するものです。したがって、ラボは、同じインパクターを使用して、軽度のびまん性TBIと焦点の中程度から重度のTBIの両方をモデル化できます。

この定位固定装置電磁インパクター装置は汎用性があります。これは、開いた頭蓋骨制御皮質衝撃(CCI)または閉鎖性頭部外傷(CHI)手術の両方に使用されます。さらに、傷害の重症度は、衝撃速度、滞留時間、衝撃の深さ、インパクターチップ、および傷害標的などの傷害パラメータを変更することによって調節することができる。本明細書では、5.0 mm鋼製先端インパクターを用いたCHI手術につ...

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Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

プロトコルは、マウスモデルにおける軽度の外傷性脳損傷について説明しています。特に、軽度の正中線閉鎖頭部外傷を誘発するための段階的なプロトコルおよび動物モデルの特徴付けが完全に説明されている。

マウスにおける軽度外傷性脳損傷の電磁制御クローズドヘッドモデル

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

electromagnetic-controlled-closed-head-model-mild-traumatic-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.0K ビュー.  University of Kentucky. プロトコルは、マウスモデルにおける軽度の外傷性脳損傷について説明しています。特に、軽度の正中線閉鎖頭部外傷を誘発するための段階的なプロトコルおよび動物モデルの特徴付けが完全に説明されている。

ビデオ: Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

横方向の流体のパーカッション：マウスにおける外傷性脳損傷のモデル

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

神経科学

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

で閉鎖性頭部外傷性脳損傷を負わせる方法<em&gt;ショウジョウバエ</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Advanced Diffusion Imaging in The Hippocampus of Rats with Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous variability and heterogeneity (age, gender, type of trauma, other possible pathologies, etc.), animal models play a key role in unraveling factors that are limitations in clinical research. They provide a standardized and controlled setting to investigate the biological mechanisms of injury and repair following TBI. However, not all animal models mimic the diffuse and subtle nature of mTBI effectively. For example, the commonly used controlled cortical impact (CCI) and lateral fluid percussion injury (LFPI) models make use of a craniotomy to expose the brain and induce widespread focal trauma, which are not commonly seen in mTBI. Therefore, these experimental models are not valid to mimic mTBI. Thus, an appropriate model should be used to investigate mTBI. The Marmarou weight drop model for rats induces similar microstructural alterations and cognitive impairments as seen in patients who sustain mild trauma; therefore, this model was selected for this protocol. Conventional computed tomography and magnetic resonance imaging (MRI) scans commonly show no damage following a mild injury, because mTBI induces often only subtle and diffuse injuries. With diffusion weighted MRI, it is possible to investigate microstructural properties of brain tissue, which can provide more insight into the microscopic alterations following mild trauma. Therefore, the goal of this study is to obtain quantitative information of a selected region-of-interest (i.e., hippocampus) to follow up disease progression after obtaining a mild and diffuse brain injury.

The overall goal of this procedure is to obtain quantitative microstructural information of the hippocampus in a rat with mild traumatic brain injury. This is done using an advanced diffusion-weighted magnetic resonance imaging protocol and region-of-interest based analysis of parametric diffusion maps.

軽度の外傷性脳損傷を有するラットの海馬における高度な拡散イメージング

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous ...

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

外傷性脳損傷の誘導に対する制御された皮質影響のマウスモデル

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

Low-intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-head Mild Traumatic Brain Injury in Rodents

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of medical visits in the United States. There are currently no FDA-approved treatments available for TBI. The increased incidence of military-related, blast-induced TBI further accentuates the urgent need for effective TBI treatments. Therefore, new preclinical TBI animal models that recapitulate aspects of human blast-related TBI will greatly advance the research efforts into the neurobiological and pathophysiological processes underlying mild to moderate TBI as well as the development of novel therapeutic strategies for TBI.
Here we present a reliable, reproducible model for the investigation of the molecular, cellular, and behavioral effects of mild to moderate blast-induced TBI. We describe a step-by-step protocol for closed-head, blast-induced mild TBI in rodents using a bench-top setup consisting of a gas-driven shock tube equipped with piezoelectric pressure sensors to ensure consistent test conditions. The benefits of the setup that we have established are its relative low-cost, ease of installation, ease of use and high-throughput capacity. Further advantages of this non-invasive TBI model include the scalability of the blast peak overpressure and the generation of controlled reproducible outcomes. The reproducibility and relevance of this TBI model has been evaluated in a number of downstream applications, including neurobiological, neuropathological, neurophysiological and behavioral analyses, supporting the use of this model for the characterization of processes underlying the etiology of mild to moderate TBI.

We present here a protocol of a blast wave model for rodents to investigate neurobiological and pathophysiological effects of mild to moderate traumatic brain injury. We established a gas-driven, bench-top setup equipped with pressure sensors allowing for reliable and reproducible generation of blast-induced mild to moderate traumatic brain injury.

げっ歯類における閉鎖性軽度外傷性脳損傷の前臨床評価のための低強度ブラスト波モデル

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of ...

Assessing Changes in Synaptic Plasticity Using an Awake Closed-Head Injury Model of Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of closed-head mTBI in the preclinical setting to increase translatability to the clinical population. The awake closed-headed injury (ACHI) model uses a modified controlled cortical impactor to deliver closed-headed injury, inducing clinically relevant behavioral deficits without the need for a craniotomy or the use of an anesthetic.
This technique does not normally induce fatalities, skull fractures, or brain bleeds, and is more consistent with being a mild injury. Indeed, the mild nature of the ACHI procedure makes it ideal for studies investigating repetitive mTBI (r-mTBI). Growing evidence indicates that r-mTBI can result in a cumulative injury that produces behavioral symptoms, neuropathological changes, and neurodegeneration. r-mTBI is common in youths playing sports, and these injuries occur during a period of robust synaptic reorganization and myelination, making the younger population particularly vulnerable to the long-term influences of r-mTBI.
Further, r-mTBI occurs in cases of intimate partner violence, a condition for which there are few objective screening measures. In these experiments, synaptic function was assessed in the hippocampus in juvenile rats that had experienced r-mTBI using the ACHI model. Following the injuries, a tissue slicer was utilized to make hippocampal slices to evaluate bidirectional synaptic plasticity in the hippocampus at either 1 or 7 days following the r-mTBI. Overall, the ACHI model provides researchers with an ecologically valid model to study changes in synaptic plasticity following mTBI and r-mTBI.

Here, it is demonstrated how an awake closed-head injury model can be used for examining the effects of repeated mild traumatic brain injury (r-mTBI) on synaptic plasticity in the hippocampus. The model replicates important features of r-mTBI in patients and is used in conjunction with in vitro electrophysiology.

軽度外傷性脳損傷の覚醒閉鎖頭部損傷モデルを用いたシナプス可塑性変化の評価

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of ...

mTBIラットモデルにおける傷害反応と行動評価の検証

Rat Model of Closed-Head Mild Traumatic Injury and its Validation

Animal models are crucial for advancing our understanding of mild traumatic brain injury (mTBI) and guiding clinical research. To achieve meaningful insights, developing a stable and reproducible animal model is essential. In this study, we report a detailed description of a closed-head mTBI model and a representative validation method using Sprague-Dawley rats to verify the modeling effect. The model involves dropping a 550 g mass weight from a height of 100 cm directly onto the head of a rat on a destructible surface, followed by a 180-degree turn. To assess the injury, rats underwent a series of neurobehavioral assessments 10 min post-injury, including time of loss of consciousness, first seeking-behavior time, escape ability, and beam balance ability test. During the acute and subacute stages following the injury, behavioral tests were conducted to assess motor coordination ability (Beam task), anxiety (Open Field test), and learning and memory abilities (Morris Water Maze test). The closed-head mTBI model produced a consistent injury response with minimal mortality and replicated real-life situations. The validation method effectively verified the model development and ensured the stability and consistency of the model.

著者スポットライト:外傷性脳損傷研究の進歩 - 正確な複製と迅速な評価のためのクローズドヘッドモデル 

Here, we present a closed-head mild traumatic brain injury (mTBI) rat model and its validation exhibiting remarkable similarity to human mTBI concerning behavioral manifestations during the acute and subacute stages.

閉鎖性軽度外傷のラットモデルとその検証

Animal models are crucial for advancing our understanding of mild traumatic brain injury (mTBI) and guiding clinical research. To achieve meaningful ...

クローズドヘッドケガ法によるマウスのrmTBI導入

Modified Mouse Model of Repetitive Mild Traumatic Brain Injury Incorporating Thinned-Skull Window and Fluid Percussion

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models with well-defined pathologies are urgently needed for studying the mechanisms of neuropathology after mild TBI and testing therapeutics. Replicating the entire sequelae of TBI in animal models has proven to be a challenge. Therefore, the availability of multiple animal models of TBI is necessary to account for the diverse aspects and severities seen in TBI patients. CHI is one of the most common methods for fabricating rodent models of rmTBI. However, this method is susceptible to many factors, including the impact method used, the thickness and shape of the skull bone, animal apnea, and the type of head support and immobilization utilized. The aim of this protocol is to demonstrate a combination of the thinned-skull window and fluid percussion injury (FPI) methods to produce a precise mouse model of CHI-associated rmTBI. The primary objective of this protocol is to minimize factors that could impact the accuracy and consistency of CHI and FPI modeling, including skull bone thickness, shape, and head support. By utilizing a thinned-skull window method, potential inflammation due to craniotomy and FPI is minimized, resulting in an improved mouse model that replicates the clinical features observed in patients with mild TBI. Results from behavior and histological analysis using hematoxylin and eosin (HE) staining suggest that rmTBI can lead to a cumulative injury that produces changes in both behavior and gross morphology of the brain. Overall, the modified CHI-associated rmTBI presents a useful tool for researchers to explore the underlying mechanisms that contribute to focal and diffuse pathophysiological changes in rmTBI.

著者スポットライト:軽度外傷性脳損傷の繰り返しにおけるメカニズムとリハビリテーションを調査するためのげっ歯類モデルの最適化

This protocol presents a modified mouse model of repetitive mild traumatic brain injury (rmTBI) induced via a closed-head injury (CHI) method. The approach features a thinned-skull window and fluid percussion to reduce the inflammation commonly caused by meninges exposure, along with improved reproducibility and accuracy in modeling rmTBI in rodents.

間伐頭蓋窓と流体パーカッションを組み込んだ反復性軽度外傷性脳損傷の改良マウスモデル

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models ...