Name: genotyping of sea anemone during early development
Uploaded: 2019-05-13T14:30:00
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Nous remercions les critiques anonymes pour les commentaires sur la version antérieure du manuscrit, qui a amélioré le manuscrit. Ce travail a été soutenu par des fonds de l'Université de l'Arkansas.

1. Induction du frai, de la fécondation in vitro et de la dégelée
<ol><li>Maintenir Nematostella vectensis dans l'eau de mer avec une salinité de 12 parties par millier (ppt) dans l'obscurité à 16 oC, alimentant Artemia tous les jours.</li>
	<li>La veille de l'induction du frai, placez les animaux dans un incubateur à température et à lumière. Programmez l'incubateur de sorte que les animaux soient exposés à 8 h de lumière à 25 oC. Facultatif : Nourrissez un petit morceau</...

<ol>
	<li>Medina, M., Collins, A. G., Silberman, J. D., Sogin, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+hypotheses+of+basal+animal+phylogeny+using+complete+sequences+of+large+and+small+subunit+rRNA.">Evaluating hypotheses of basal animal phylogeny using complete sequences of large and small subunit rRNA.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (17), 9707-9712 (2001).</li><li>Erwin, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Cambrian+Conundrum:+Early+Divergence+and+Later+Ecological+Success+in+the+Early+History+of+Animals.">The Cambrian Conundrum: Early Divergence and Later Ecological Success in the Early History of Animals.</a> Science. 334 (6059), 1091-1097 (2011).</li><li>Putnam, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sea+anemone+genome+reveals+ancestral+eumetazoan+gene+repertoire+and+genomic+organization.">Sea anemone genome reveals ancestral eumetazoan gene repertoire and genomic organization.</a> Science. 317 (5834), 86-94 (2007).</li><li>Magie, C. R., Daly, M., Martindale, M. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gastrulation+in+the+cnidarian+Nematostella+vectensis+occurs+via+invagination+not+ingression.">Gastrulation in the cnidarian Nematostella vectensis occurs via invagination not ingression.</a> Developmental Biology. 305 (2), 483-497 (2007).</li><li>Nakanishi, N., Martindale, M. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR+knockouts+reveal+an+endogenous+role+for+ancient+neuropeptides+in+regulating+developmental+timing+in+a+sea+anemone.">CRISPR knockouts reveal an endogenous role for ancient neuropeptides in regulating developmental timing in a sea anemone.</a> eLife. 7, e39742 (2018).</li><li>He, S. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+axial+Hox+code+controls+tissue+segmentation+and+body+patterning+in+Nematostella+vectensis.">An axial Hox code controls tissue segmentation and body patterning in Nematostella vectensis.</a> Science. 361 (6409), 1377 (2018).</li><li>Ikmi, A., McKinney, S. A., Delventhal, K. M., Gibson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TALEN+and+CRISPR/Cas9-mediated+genome+editing+in+the+early-branching+metazoan+Nematostella+vectensis.">TALEN and CRISPR/Cas9-mediated genome editing in the early-branching metazoan Nematostella vectensis.</a> Nature Communications. 5, 5486 (2014).</li><li>Servetnick, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cas9-mediated+excision+of+Nematostella+brachyury+disrupts+endoderm+development,+pharynx+formation+and+oral-aboral+patterning.">Cas9-mediated excision of Nematostella brachyury disrupts endoderm development, pharynx formation and oral-aboral patterning.</a> Development. 144 (16), 2951-2960 (2017).</li><li>Kraus, Y., Aman, A., Technau, U., Genikhovich, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pre-bilaterian+origin+of+the+blastoporal+axial+organizer.">Pre-bilaterian origin of the blastoporal axial organizer.</a> Nature Communications. 7, 11694 (2016).</li><li>Fritzenwanker, J. H., Genikhovich, G., Kraus, Y., Technau, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+development+and+axis+specification+in+the+sea+anemone+Nematostella+vectensis.">Early development and axis specification in the sea anemone Nematostella vectensis.</a> Developmental Biology. 310 (2), 264-279 (2007).</li><li>Lee, P. N., Kumburegama, S., Marlow, H. Q., Martindale, M. Q., Wikramanayake, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Asymmetric+developmental+potential+along+the+animal-vegetal+axis+in+the+anthozoan+cnidarian,+Nematostella+vectensis,+is+mediated+by+Dishevelled.">Asymmetric developmental potential along the animal-vegetal axis in the anthozoan cnidarian, Nematostella vectensis, is mediated by Dishevelled.</a> Developmental Biology. 310 (1), 169-186 (2007).</li><li>Shinzato, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+the+Acropora+digitifera+genome+to+understand+coral+responses+to+environmental+change.">Using the Acropora digitifera genome to understand coral responses to environmental change.</a> Nature (London). 476 (7360), 320-323 (2011).</li><li>Gold, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genome+of+the+jellyfish+Aurelia+and+the+evolution+of+animal+complexity.">The genome of the jellyfish Aurelia and the evolution of animal complexity.</a> Nature Ecology &#38; Evolution. 3 (1), 96-104 (2019).</li><li>Clevesa, P. A., Strader, M. E., Bay, L. K., Pringle, J. R., Matz, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR/Cas9-mediated+genome+editing+in+a+reef-building+coral.">CRISPR/Cas9-mediated genome editing in a reef-building coral.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (20), 5235-5240 (2018).</li><li>Momose, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+doses+of+CRISPR/Cas9+ribonucleoprotein+efficiently+induce+gene+knockout+with+low+mosaicism+in+the+hydrozoan+Clytia+hemisphaerica+through+microhomology-mediated+deletion.">High doses of CRISPR/Cas9 ribonucleoprotein efficiently induce gene knockout with low mosaicism in the hydrozoan Clytia hemisphaerica through microhomology-mediated deletion.</a> Scientific Reports. 8, 11734 (2018).</li><li>Artigas, G. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+gonad-expressed+opsin+mediates+light-induced+spawning+in+the+jellyfish+Clytia.">A gonad-expressed opsin mediates light-induced spawning in the jellyfish Clytia.</a> eLife. 7, e29555 (2018).</li></ol>

Décrit ici un protocole basé sur PCR pour génotyper un seul embryon d'anémone de mer sans sacrifier l'animal. Après le frai et la dégelée, les œufs fécondés sont autorisés à se développer en gastrulae. La région aboral de chaque embryon de gastrula est enlevée chirurgicalement, et le tissu aboral isolé est employé pour l'extraction génomique suivante d'ADN, tandis que les embryons post-chirurgicaux restants guérissent et continuent le développement. Les extraits de gDNA sont ensuite utilisés pour un ...

Les Cnidariens représentent un groupe diversifié d'animaux qui comprennent les méduses, les coraux et les anémones de mer. Ce sont des diploblastes, composés d'ectoderm et d'endoderm qui sont séparés par une matrice extracellulaire (mesoglea). Cnidaria est un groupe sœur pour spécifier Bilateria, à laquelle les modèles animaux traditionnels tels que Drosophila et Mus appartiennent1. En outre, on pense que la divergence Cnidaria-Bilateria s'est produite dans la période précambrienne2. En tant que tel, les études comparatives des cnidaires et des bilateriens sont essentielles pour obtenir des perspicacités dans la biologie de leur ancêtre commun le plus récent. Récemment, la génomique comparative a révélé que les cnidaires et les bilateriens partagent de nombreux gènes de boîte à outils de développement tels que l'encoche et la bHLH, ce qui implique que leur ancêtre commun avait déjà ces gènes3. Cependant, le rôle de ces gènes de boîte à outils développementales dans le dernier ancêtre commun de Cnidaria et De Bilateria est comparativement moins bien compris. Pour résoudre ce problème, il est essentiel d'étudier comment ces gènes profondément conservés fonctionnent chez les cnidaires.
L'un des nouveaux modèles génétiques cnidaires est l'anthozoan Nematostella vectensis. Son génome a été séquencé3, et une variété d'outils génétiques, y compris le knockdown de gène morpholino-négocié, la transgenèse meganuclease-négociée, et LES knockins et knockouts de gène CRISPR-Cas9-négociés, sont maintenant disponibles pour l'usage dans cet animal. En outre, le développement de Nematostella est relativement bien compris. Pendant l'embryogenèse, la gastrulation se produit par invagination4, et l'embryon se développe en une larve de planula de nage libre. La planule se transforme ensuite en polype sessile avec une bouche et des tentacules circonraux. Le polype grandit alors et atteint la maturité sexuelle.
CRISPR-Cas9-mediated mutagenesis ciblé est maintenant couramment utilisé pour étudier la fonction génique dans Nematostella vectensis5,6,7,8,9. Pour générer des mutants knock-out dans Nematostella, un cocktail contenant locus-spécifique RNA mono-guide et la protéine Cas9 endodocléuale est d'abord injecté dans les œufs non fécondés ou fécondés pour produire des animaux fondateurs F0 qui montrent généralement mosaïsme. Les animaux F0 sont ensuite élevés à maturité sexuelle et croisés les uns avec les autres pour produire une population de F1, dont un sous-ensemble peut être ko en état de mutation6. Alternativement, les animaux F0 sexuellement matures peuvent être croisés avec des animaux de type sauvage pour générer des animaux hétérozygotes F1, et les hétérozygotes F1 qui portent un allèle knock-out dans le lieu d'intérêt peuvent alors être croisés les uns avec les autres pour produire la progéniture F2, un quart dont on s'attend à ce qu'il s'agit de mutants knock-out5. Les deux approches nécessitent une méthode pour identifier les mutants knock-out d'une population génétiquement hétérogène. Les tentacules de polype peuvent être employéspour extraire l'ADN génomique pour le génotypage 6,7. Cependant, dans les cas où la fonction développementale du gène d'intérêt est étudiée et où les embryons mutants n'atteignent pas le stade du polype (c.-à-d. en raison de la létalité larvaire associée à la mutation), les mutants knock-out doivent être identifiés tôt dans l'ontogéne. Décrit ici est un protocole PCR-basé pour génotyper des animaux individuels au stade de gastrula sans sacrifier l'animal, qui permet d'identifier des mutants knock-out d'une population génétiquement hétérogène d'embryons. La durée de l'ensemble du processus de génotypage dépend du nombre d'embryons à dépister, mais il nécessite un minimum de 4-5 h.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Drosophila Peltier Refrigerated Incubator</td>
			<td>Shellab</td>
			<td>SRI6PF</td>
			<td>Used for spawning induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instant ocean sea salt</td>
			<td>Instant ocean</td>
			<td>138510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brine shrimp cysts</td>
			<td>Aquatic Eco-Systems, Inc.</td>
			<td>BS90</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Cysteine Hydrochloride</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>C7352</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard Orbital Shaker, Model 3500</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89032-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TRIS-HCl, 1M, pH8.0</td>
			<td>QUALITY BIOLOGICAL</td>
			<td>351-007-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BDH9258</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA, 0.5M pH8</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BDH7830-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P9416</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nonidet-P40 Substitute</td>
			<td>US Biological</td>
			<td>N3500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Proteinase K solution (20 mg/mL), RNA grade</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>25530049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>VWR</td>
			<td>710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Dissecting needle holder</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten dissecting needle</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCR Eppendorf Mastercycler Thermal Cyclers</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>E6336000024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phusion High-Fidelity DNA polymerase</td>
			<td>New England BioLabs</td>
			<td>M0530L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dNTP mix</td>
			<td>New England BioLabs</td>
			<td>N0447L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GLWamide universal forward primer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>5&#8217;- CATGCGGAGACCAAGCGCAAGGC-3&#8217;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reverse primer specific to glw-a</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>5&#8217;-CCAGATGCCTGGTGATAC-3&#8217;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reverse primer specific to glw-c </td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>5&#8217;- CGGCCGGCGCATATATAG-3&#8217;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

genotyping of sea anemone during early development

Décrit ici est un protocole PCR-basé pour génotype l'embryon de stade de gastrula du vectensis cnidaire anthozoan nematostella sans sacrifier la vie de l'animal. Après la fécondation in vitro et la dégelée, les zygotes sont autorisés à se développer pendant 24 h à température ambiante pour atteindre le stade précoce à moyen-gastrula. Les embryons de gastrula sont ensuite placés sur un lit de gel d'agarose dans un plat Petri contenant de l'eau de mer. Sous le microscope disséquant, une aiguille de tungstène est utilisée pour séparer chirurgicalement un fragment de tissu aboral de chaque embryon. Les embryons post-chirurgical sont ensuite autorisés à guérir et à poursuivre leur développement. L'ADN génomique est extrait du fragment de tissu isolé et utilisé comme modèle pour le PCR spécifique au locus. Le génotype peut être déterminé en fonction de la taille des produits PCR ou de la présence ou de l'absence de produits PCR spécifiques à l'allèle. Les embryons post-chirurgical sont ensuite triés en fonction du génotype. La durée de l'ensemble du processus de génotypage dépend du nombre d'embryons à dépister, mais il faut au minimum 4 à 5 h. Cette méthode peut être utilisée pour identifier les mutants knock-out d'une population génétiquement hétérogène d'embryons et permet d'analyser les phénotypes au cours du développement.

Le génome de Nematostella a un locus unique qui code une protéine précurseur pour le gLWamide neuropeptide. Trois alleles mutants knock-out à ce locus (glw-a, glw-b, et glw-c) ont été précédemment signalés5. Quatre mâles hétérozygotes portant un allèle de type sauvage (en) et allèle à élimination bée-c-cau locus gLWamide (génotype : ' ' ''' ' ' ' ' ...

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Genotyping of Sea Anemone during Early Development

Génotypage de l'anémone de mer pendant le développement précoce

Le but de ce protocole est de génotype de l'anémone de mer Nematostella vectensis pendant la gastrulation sans sacrifier l'embryon.

Described here is a PCR-based protocol to genotype the gastrula stage embryo of the anthozoan cnidarian Nematostella vectensis without sacrificing the ...

Ce protocole permet à un chercheur d’identifier les anémones de mer mutantes au cours de l’embryogenèse précoce afin que le phénotype développemental post-embryonnaire puisse être analysé. Le principal avantage de cette technique est qu’elle peut être utilisée pour génotyper les anémones de mer individuelles au début de l’ontogenèse sans sacrifier la vie de l’animal. Miguel Silva, un étudiant diplômé de mon laboratoire, démontrera cette procédure.La veille de l’induction du frai, placez l’anémone nematostella vectensis dans un incubateur à température et à commande lumineuse, programmant l’incubateur de sorte que les animaux soient exposés à huit heures de lumière à 25 degrés Celsius. Le lendemain, retirez les animaux de l’incubateur et laissez-les sur un banc à température ambiante avec la lumière allumée pour permettre le frai, qui se produira dans les une heure et demie à deux heures suivantes. Utilisez une pipette de transfert dont la pointe est coupée pour agrandir l’ouverture pour placer les paquets d’ovules du récipient femelle dans un récipient mâle contenant du sperme et les laisser dans le récipient masculin pendant au moins 15 minutes pour permettre la fécondation.Après la fécondation, pour dejelly les paquets d’oeufs, placez-les dans l’eau de mer contenant 3% de cystéine sur une boîte en verre de Petri et agitez doucement sur un shaker pendant 12 minutes. Ensuite, briser les touffes avec une pipette en plastique et continuer à agiter pendant encore deux à trois minutes jusqu’à ce que complètement dejellied. Gardez les œufs fécondés sur le même plat à 16 degrés Celsius ou à température ambiante.Le lendemain, préparez un tampon d’extraction d’ADN tel que décrit dans le manuscrit, mélangez bien par vortex, et aliquot dans les tubes PCR en ajoutant 20 microlitres à chaque tube. Dissoudre 1% d’agarose dans l’eau de mer, la verser dans une boîte de Pétri pour couvrir le fond, et refroidir sur un dessus de banc pour faire un lit de gel. Couvrir le lit de gel d’eau de mer fraîche.Transférer des embryons post-fécondation 24 heures sur 24 à l’aide d’une pipette dans la boîte de Pétri contenant du gel d’agarose. Insérez une aiguille de tungstène dans un support de besoin et stérilisez en plongeant sa pointe dans l’alcool et en la plaçant en flammes pour brûler l’alcool. Sous un microscope disséquant, faire une dépression sur l’agarose en utilisant l’aiguille de tungstène pour enlever un morceau de surface agarose sur la taille d’un embryon à manipuler.Ensuite, à l’aide de l’aiguille de tungstène, placez l’embryon dans la dépression avec son côté latéral orienté vers le bas afin de limiter le mouvement de l’embryon pour la microchirurgie. Afin d’effectuer une chirurgie réussie, il est essentiel de restreindre le mouvement de l’embryon. Avec l’aiguille de tungstène, enlever chirurgicalement un morceau de tissu aboral le long de l’axe aboral oral, situé en face de l’ouverture blastoporale orale.À l’aide d’une pipette P20, transférer le tissu aboral isolé dans un tube PCR contenant 20 microlitres de tampon d’extraction d’ADN. Transférer l’embryon post-chirurgie dans un puits d’une plaque de 24 puits contenant au moins 500 microlitres d’eau de mer fraîche. Et placez la plaque contenant des embryons post-chirurgie dans un incubateur à 16 degrés Celsius jusqu’à ce que le génotypage soit terminé.Pour extraire l’ADN génomique d’embryons simples, faites d’abord brièvement tourner les tubes PCR contenant le tampon d’extraction de l’ADN et les tissus embryonnaires isolés à l’aide d’une mini centrifugeuse. Puis incuber les tubes à 55 degrés Celsius pendant trois heures tout en tourbillonnant pendant 30 secondes toutes les 30 minutes pour assurer la rupture des touffes cellulaires et améliorer la lyse cellulaire. Après avoir inactivé proteinase K à 95 degrés Celsius pendant quatre minutes, mettre en place une réaction PCR en utilisant l’ADN génomique extrait comme un modèle pour amplifier le lieu d’intérêt.Concevoir les amorces désirées telles que décrites dans le manuscrit. Configurer une réaction PCR de 20 microlitres. Après avoir terminé pcr, exécuter électrophoresis gel agarose pour déterminer la taille et la présence ou l’absence de produits PCR, en s’assurant d’ajuster l’état de gel agarose électrophoresis en fonction de la taille prévue des produits PCR.Utilisez les résultats pcr concernant la taille et la présence ou l’absence ou les produits PCR pour attribuer un génotype à chaque embryon post-chirurgical, puis trier les embryons en fonction de leur génotype. Le génome de la nématostella a un seul locus qui code une protéine précurseur pour le neuropeptide, GLWamide. Trois allèles mutants knockout au locus ont été précédemment rapportés.Les résultats de PCR des embryons aléatoirement échantillonnés parmi la progéniture d’un croisement de F1 entre une femelle hétérozygote portant un allèle de KO d’A et les mâles hétérozygotes portant un allèle de KO de C montrent différents génotypes. Les embryons un et deux montrent une seule bande PCR correspondant à la taille prévue d’un allèle knockout. Embryons trois et six montrent deux bandes PCR avec les tailles prévues pour les allèles KO A et C.Embryos quatre, sept et huit montrent une seule bande PCR correspondant à la taille prévue de C knockout allèle.L’embryon 5 ne montre aucune bandes, suggérant l’absence de liaison d’amorce. Pour écarter la possibilité d’une défaillance de l’extraction de l’ADN génomique, un autre PCR a été exécuté à l’aide d’une amorce inverse qui peut se lier à la séquence de type sauvage. Lorsqu’un produit PCR d’une taille prévue a été détecté, l’extraction de l’ADN génomique a été couronnée de succès.Alors qu’aucun produit n’a suggéré une défaillance dans l’extraction. Bien que ce protocole soit conçu pour les embryons d’anémone marine, il sera certainement possible d’appliquer cette méthode à d’autres cnidaires, tels que les coraux et les méduses, où l’information génomique et les embryons sont accessibles. Après cette procédure, les mutants identifiés sont utilisés pour évaluer le phénotype développemental.Par exemple, des techniques histologiques telles que l’immunostaining peuvent être employées pour évaluer des défauts dans la morphologie, alors que l’hybridation in situ, le RT-PCR quantitatif en temps réel, et le RNA-seq peuvent être utilisés pour évaluer des défauts dans l’expression de gène. En outre, l’imagerie vivante peut être utilisée pour évaluer les défauts de comportement pendant le développement post-embryonnaire, comme chez les larves ou dans les polypes précoces.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Protocols for Obtaining Zygotic and Somatic Embryos for Studying the Regulation of Early Embryo Development in the Model Legume Medicago truncatula

Protocols for Obtaining Zygotic and Somatic Embryos for Studying the Regulation of Early Embryo Development in the Model Legume Medicago truncatula

Protocoles pour l&#39;obtention Zygotic et embryons somatiques pour l&#39;étude de la réglementation de développement précoce de l&#39;embryon dans la légumineuse modèle<em&gt; Medicago truncatula</em

Early embryogenesis starting from a single cell zygote goes through rapid cell division and morphogenesis, and is morphologically characterized by ...

Recherche

Biologie du développement

Transcriptome Profiling of In-Vivo Produced Bovine Pre-implantation Embryos Using Two-color Microarray Platform

Transcriptome Profiling of In-Vivo Produced Bovine Pre-implantation Embryos Using Two-color Microarray Platform

Transcriptome profilage des<em&gt; In-Vivo</em&gt; embryons de bovins pré-implantation à l&#39;aide de deux couleurs Microarray Plate-forme

Early embryonic loss is a large contributor to infertility in cattle. Moreover, bovine becomes an interesting model to study human preimplantation embryo ...

Studying Wnt Signaling During Patterning of Conducting Airways

Étude Wnt Signaling Pendant Patterning de Conduite Airways

Wnt signaling pathways play critical roles during development of the respiratory tract. Defining precise mechanisms of differentiation and morphogenesis ...

Inducing Complete Polyp Regeneration from the Aboral Physa of the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis

Inducing Complete Polyp Regeneration from the Aboral Physa of the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis

Induire complète Polyp Régénération du aboral Physa de la mer Anémone Starlet<em&gt; Nematostella vectensis</em

Cnidarians, and specifically Hydra, were the first animals shown to regenerate damaged or severed structures, and indeed such studies arguably launched ...

The Power of Simplicity: Sea Urchin Embryos as in Vivo Developmental Models for Studying Complex Cell-to-cell Signaling Network Interactions

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La puissance de la simplicité: Sea Urchin Embryons comme<em&gt; In Vivo</em&gt; Modèles de développement pour l&#39;étude de la cellule cellule-à-Complex de signalisation réseau Interactions

Remarkably few cell-to-cell signal transduction pathways are necessary during embryonic development to generate the large variety of cell types and ...

Light-mediated Reversible Modulation of the Mitogen-activated Protein Kinase Pathway during Cell Differentiation and Xenopus Embryonic Development

Light-mediated Reversible Modulation of the Mitogen-activated Protein Kinase Pathway during Cell Differentiation and Xenopus Embryonic Development

Modulation réversible médiée par la lumière du pathogène protéinique Kinase activé par Mitogen pendant la différenciation cellulaire et<em&gt; Xenopus</em&gt; Développement embryonnaire

Kinase activity is crucial for a plethora of cellular functions, including cell proliferation, differentiation, migration, and apoptosis. During early ...

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