Name: functional and physiological methods of evaluating median nerve regeneration in the rat
Uploaded: 2020-04-18T14:00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat at JoVE.com

Diogo Casal a reçu une subvention du Programme d’éducation médicale avancée, parrainée par Fundaço Calouste Gulbenkian, Fundaço Champalimaud, Ministério da Sade e Fundaçào para a Ciência e Tecnologia, Portugal. Les auteurs sont très reconnaissants à M. Filipe Franco pour le dessin illustratif de la figure 1. Les auteurs souhaitent remercier l’aide technique de M. Alberto Severino dans le tournage et le montage de la vidéo. Enfin, les auteurs tient à remercier Mme Sara Marques pour son aide dans tous les aspects logistiques liés à l’acquisition et à l’entretien des animaux.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce document présente un protocole pour créer différents types de lésions MN et de réparation dans le rat. En outre, il illustre comment évaluer la récupération fonctionnelle de ce nerf en utilisant plusieurs tests comportementaux non invasifs et des mesures physiologiques.
Notamment, plusieurs des tests fonctionnels décrits dans ce document, à savoir l’épreuve de fonctionnement de l’échelle et le test de corde, dépendent de manière significative de la volonté du rat d’accomplir la tâche dans l’attente d’obtenir la récompense alimentaire51,52,53. Il convient de noter que certaines souches de rats sont plus agréables à la formation et l’exécution reproductible dans ce type de tests51,52,53. Par exemple, les rats Lewis obtiennent de mauvais résultats dans ces tests à la fois dans la phase d’entraînement et par la suite51,52,53.
Le logement des rats devrait permettre une grande liberté de mouvement en accord avec leur comportement exploratoire naturel, en plus de permettre aux animaux expérimentaux de se familiariser avec certains des éléments présents dans les tests fonctionnels19. Par conséquent, différentes formes de logement permettant une plus grande liberté de mouvement sont montrées. Les grandes cages sont personnalisées avec des éléments d’enrichissement qui sont ensuite utilisés dans les essais fonctionnels (p. ex., cordes et échelles).
Sans doute, ces éléments enrichissants ainsi que les cages avec des roues de course incorporées et les sphères de formation individuelles fournissent une forme de physiothérapie postopératoire similaire à celle offerte aux patients humains opérés sur le système nerveux périphérique10.
De manière significative, bien que quelques auteurs préconisent disséquer les tissus sous-cutanés et les fasciaes de muscle franchement ou par la coupe propre avec un nombre 15 scalpel, l’utilisation de la thermocauté en disséquant ces structures est recommandée pour minimiser le risque d’hématome postopératoire.
Il convient de noter que de nombreux tests ont été conçus pour tester différents aspects de la réparation périphérique des nerfs chez le rat, à savoir la régénération axonale, la réinnervation cible, et la récupération fonctionnelle, dont certains sont au-delà de la portée de cette étude29,54,55,56. Par exemple, l’analyse cinématique29,36,55 et l’évaluation histomorphométrique29,36,57 sont largement employées par plusieurs auteurs. En outre, plusieurs de ces tests impliquent des variations pour maximiser l’efficacité et /ou la reproductibilité54. Par exemple, l’algisémétrie mécanique (c.-à-d. l’évaluation des réponses aux stimuli mécaniques douloureux) peut être évaluée qualitativement à l’aide d’un filament von Frey donné, tel que décrit dans le présent article, ou semiquantitativement en utilisant successivement plus fort von Frey filaments, ou même quantitativement à l’aide d’appareils électroniques qui appliquent des pressions croissantes jusqu’à ce qu’une réponse de retrait est observée30,54.
De même, bien que plusieurs auteurs utilisent l’analyse de la piste de marche pour évaluer la réparation de nerf de membre antérieur dans le rat, d’autres auteurs soutiennent que les lésions MN simples ne produisent souvent pas des changements reproductibles dans les empreintes de pattes10,58,59. En outre, certains ont déclaré que ces changements peuvent ne pas être proportionnels à la récupération musculaire10,60. En gardant cela à l’esprit, certains chercheurs ont préconisé l’utilisation de l’analyse de la piste de marche dans la prévu principalement lors de l’évaluation de la récupération après avoir écrasé les lésions néve plutôt que après la reconstruction du nerf segmentaire10,50,61.
Le test de saisie est largement utilisé pour évaluer la récupération motrice des muscles contrôlés par le MN16,27. Pour garantir l’uniformité et la reproductibilité des données obtenues avec ce test, il est recommandé d’appliquer le test de saisie à l’aide de la méthodologie bien établie proposée par Bertelli et coll.16. Cependant, le protocole actuel diffère en ce qu’il n’immobilise pas systématiquement la patte contralatérale pour éviter un stress indu11,27. Il convient également de noter que d’autres auteurs, après avoir immobilisé la patte non blessée, évaluent quantitativement le test de saisie à l’aide d’un dynamomètre ou d’une échelle27,56. Cependant, cette évaluation quantitative peut être affectée par la force que le chercheur applique à la queue du rat26. En outre, il est difficile de distinguer entre la force générée par les muscles fléchisseurs numériques (uniquement innervated par le MN dans le rat et l’objet de l’essai de grasping9) de la force produite par les fléchisseurs du poignet, qui comprennent le carpi ulnaris fléchisseur qui reçoit son innervation du nerf ulnaire9,10,27. Afin d’essayer de contourner ces biais potentiels, ce protocole utilise une échelle ordinaire similaire à l’échelle du Conseil de recherches médicales couramment utilisé pour classer la force musculaire chez l’homme10,11,62. Alternativement, d’autres auteurs ont décrit l’évaluation détaillée de la compréhension à l’aide de l’analyse vidéo et d’un système de notation vidéo11,63.
Un inconvénient potentiel de l’utilisation du MN par rapport au nerf sciatique est qu’une plus grande quantité d’informations sont disponibles concernant ce dernier nerf. Ceci, à son tour, peut rendre la comparaison des données obtenues avec le MN avec celle des travaux expérimentaux antérieurs plus difficile46,48,64. En outre, la plus petite taille de la MN par rapport au nerf sciatique rend la manipulation chirurgicale plus difficile8,12,27,56,65.
Contrairement à la méthodologie décrite dans cet article, l’évaluation de l’électroeuromyographie peut être effectuée à l’aide d’électrodes monopolisars transcutanées placées dans le bras et les régionsthenar 51. En dépit d’être moins invasive, cette méthode comporte le risque de confusion potentielle en raison de la possibilité de costimulation du nerf ulnaire dans la région du bras9,51.
La plupart des auteurs sont d’accord pour dire que tous les tests utilisés dans le rat fournissent des résultats concordants, car la réparation périphérique des nerfs dépend d’un éventail complexe de facteurs, comprenant la survie des neurones, l’allongement axonal et l’élagage, la synaptogénèse, la récupération réussie des organes sensoriels et des unités motrices dénervables, et la plasticité du cerveau7,10,50,66,67.
Enfin, il convient de noter qu’une mise en garde significative des modèles de rongeurs est que les nerfs périphériques de rat sont beaucoup plus proches de leurs organes finaux et ont des zones transversales beaucoup plus petites que les structures humaines homologues. Cependant, cette différence de taille garantit des données expérimentales plus rapides chez les rongeurs, et de meilleurs résultats globaux chez les rats par rapport à l’homme sont à prévoir68. En effet, plusieurs auteurs avertissent que les soins doivent être utilisés lors de la tentative d’extrapoler les données expérimentales obtenues dans la réparation périphérique des nerfs en utilisant des rongeurs pour les humains7,69. Les modèles primates sont considérés comme pluscomparables 70. Néanmoins, leur utilisation est associée à des contraintes éthiques, logistiques et budgétaires71.
Même si le nerf sciatique est le nerf le plus couramment utilisé dans la recherche périphérique de nerf, le rat MN présente des avantages multiples. Par exemple, les lésions MN sont associées à une plus faible incidence de contractures articulaires et d’automutilation de la patte affectée11,12,16,56. De manière significative, l’autotomie suivant la transection sciatique de nerf affecte 11-70% des rats. Cela peut rendre impossibles les évaluations actuelles comme l’indice sciatique14. Cela, à son tour, rend l’estimation du nombre d’animaux nécessaires pour obtenir un pouvoir statistique donné encombrant15.
En outre, comme le MN est plus court que le nerf sciatique, la récupération des nerfs est observée plus tôt58,72,73,74,75,76. En outre, le MN n’est pas couvert par des masses musculaires, ce qui rend sa dissection techniquement plus facile que celle du nerf sciatique16. En outre, le MN a un chemin parallèle vers le nerf ulnaire dans le bras. Par conséquent, le nerf ulnaire peut facilement être utilisé comme greffe nerveuse pour réparer les blessures MN. Enfin, chez l’homme, la plupart des lésions nerveuses périphériques se produisent dans le membre supérieur, ce qui soutient davantage l’utilisation de ce nerf dans le rat77,78.
On peut soutenir que les rongeurs sont les animaux expérimentaux les plus couramment utilisés dans le domaine de la réparation périphérique des nerfs48,79. Comme indiqué, le rat MN est un modèle pratique de lésion et de réparation périphériques de nerf. En fait, il existe de multiples stratégies normalisées disponibles pour évaluer la récupération motrice et sensorielle, permettant une comparaison plus facile des résultats36,46,60,80,81,82. Bon nombre de ces méthodes sont non invasives, ce qui permet une évaluation quotidienne.
En outre, la physiothérapie fait partie de la norme de soins des patients se remettant de lésions nerveuses périphériques. Comme le démontre le présent document, il existe de multiples stratégies pour fournir un environnement postopératoire de physiothérapie-like aux rats soumis aux blessures de MN4,5. Par conséquent, ce modèle est particulièrement approprié pour reproduire le scénario clinique, facilitant l’extrapolation des résultats à l’espèce humaine12,27,48,56,58,83.
Comme le montre le présent document, plusieurs stratégies normalisées sont disponibles pour évaluer la récupération motrice et sensorielle du modèle MN du rat. La majorité d’entre elles sont des procédures non invasives, ce qui permet une évaluation fréquente. En outre, comme la plupart des lésions périphériques de nerf dans l’espèce humaine se produisent dans le membre supérieur, les arrangements expérimentaux mentionnés de physiothérapie peuvent plus justement imiter la récupération dans le contexte clinique. On peut soutenir que cela peut faciliter l’extrapolation des résultats à l’espèce humaine, validant davantage l’utilisation de ce nerf dans le rat.

Les lésions nerveuses périphériques se produisent régulièrement à la suite d’un traumatisme, d’une infection, d’une vasculite, d’une autoimmunité, d’une malignité et/ou d’une radiothérapie1,,2. Malheureusement, la réparation périphérique de nerf continue de présenter des résultats cliniquement imprévisibles et fréquemment décevants3,4. On s’entend largement pour dire qu’une recherche fondamentale et translationnelle considérable est encore nécessaire pour améliorer la perspective des personnes touchées4,5,6,7.
Le rat MN montre de grandes similitudes avec celle des humains8,9 (figure 1). Originaire du plexus brachial dans la région axillaire, ce nerf descend dans l’aspect médial du bras, atteignant le coude, et se ramifiant à la majorité des muscles dans le compartiment ventral de l’avant-bras. Le MN atteint la main, où il innerve les muscles thenar et les deux premiers muscles lumbrical ainsi qu’à une partie de la peau de la main du rat9 (figure 1).
En utilisant le rat MN, il est possible de reproduire adéquatement les lésions nerveuses périphériques chez l’homme10,11,12. Ce nerf a plusieurs avantages potentiels de recherche par rapport au nerf sciatique habituellement utilisé. Parce que le MN est situé dans le membre antérieur des rats (semblable aux membres supérieurs humains), il peut être endommagé expérimentalement avec un impact beaucoup plus faible sur le bien-être du rat, par rapport au nerf sciatique, qui innerve une partie substantielle des membres pelviens13. En outre, chez l’homme la plupart des lésions cliniques se produisent dans le membre supérieur, ce qui correspond à l’avant-dernier du rat10,11,12,14,15,16.
Cet article montre comment produire différents types de lésions MN dans le rat. En outre, différentes façons de simuler la physiothérapie postopératoire sont présentées. Enfin, des tests pour évaluer la récupération fonctionnelle du MN sont décrits. Il existe plusieurs stratégies normalisées disponibles pour évaluer la récupération motrice et sensorielle à l’aide d’un modèle MN de lésion et de réparation périphériques de nerf, permettant ainsi une comparaison facile des résultats. Le modèle MN est particulièrement approprié pour reproduire le scénario clinique, facilitant l’extrapolation des résultats à l’espèce humaine.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Acetaminophen</td>
			<td>Amazon</td>
			<td></td>
			<td>https://www.amazon.com/Childrens-Tylenol-grape-flavor-ages/dp/B0051VVVZG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acland clamps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00398 V</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acland Single Clamps B-1V (Pair)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>396</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biogel Surgical Gloves</td>
			<td>Medex Supply</td>
			<td>30465</td>
			<td>https://www.medexsupply.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSL Analysis</td>
			<td>BIOPAC Systems</td>
			<td></td>
			<td>https://www.biopac.com/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holders</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12565-14</td>
			<td>http://s-and-t.ne</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>CAF-4</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Constante voltage stimulator</td>
			<td>BIOPAC Systems</td>
			<td>STM200</td>
			<td>https://www.biopac.com/product/constant-voltage-stimulator-unipolar-pulse/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutasept skin disinfectant</td>
			<td>Bode Chemie</td>
			<td></td>
			<td>http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dafilon 10-0</td>
			<td></td>
			<td>G1118099</td>
			<td>http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Derf Needle Holders 12 cm TC</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>703DE12</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry heat sterilizer</td>
			<td>Quirumed</td>
			<td>2432</td>
			<td>http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dynamometer</td>
			<td>SAUTER</td>
			<td>FH5</td>
			<td>https://www.sauter.eu/shop/en/measuring-instruments/force-measurement/FH-S/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electroneuromiography setup</td>
			<td>BIOPAC Systems</td>
			<td>MP36</td>
			<td>https://www.biopac.com/product/biopac-student-lab-basic-systems/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon 5-0</td>
			<td></td>
			<td>W1618</td>
			<td>http://www.farlamedical.co.uk/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FLIR Software</td>
			<td>FLIR</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graeffe forceps 0.8 mm tips curved</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11052-10</td>
			<td>http://www.finescience.de</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graph paper</td>
			<td>Ambar</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat Lamp HL-1</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>727562</td>
			<td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sodium Solution (Heparin LEO 10000IU/ml)</td>
			<td>Universal Drugstore</td>
			<td></td>
			<td>http://www.universaldrugstore.com/medications/Heparin+LEO/10000IU%2Fml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High-Temperature Cautery</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>AA03</td>
			<td>http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Blanket System with Flexible Probe</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>507220F</td>
			<td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infrared camera</td>
			<td>FLIR</td>
			<td>E6</td>
			<td>http://www.flir.eu/instruments/e6-wifi/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>7973</td>
			<td>http://www.millermedicalsupplies.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>EA7613-11</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine hydrochloride/xylazine hydrochloride solution</td>
			<td>Sigma- Aldrich</td>
			<td>K113</td>
			<td>https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/k113?lang=pt&#38;region=PT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lacri-lube Eye Ointment 5g</td>
			<td>Express Chemist</td>
			<td>LAC101F</td>
			<td>http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>EA7652-14</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>Recropharma</td>
			<td>Mobic</td>
			<td>https://www.recropharma.com/product-pipeline/meloxicam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methylene Blue solution</td>
			<td>Sigma- Aldrich</td>
			<td></td>
			<td>https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>JF-5</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>JFA-5b</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td>http://www.finescience.de</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>67</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>D-5a.2</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monosyn 5-0</td>
			<td></td>
			<td>15423BR</td>
			<td>http://www.mcfarlanemedical.com.au/15423BR/SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal saline for irrigation</td>
			<td>Hospira, Inc.</td>
			<td>0409-6138-22</td>
			<td>http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&#38;fq=contentType%3AProducts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operating microscope</td>
			<td>Leica Surgical Microsystems</td>
			<td></td>
			<td>http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skin Skribe Surgical Skin Marker</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>31456</td>
			<td>https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/&#38;PG=CTL&#38;CS=HOM&#38;FN=ProductDetail&#38;PID=1740&#38;spx=1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Snacks</td>
			<td>Versele-Laga</td>
			<td>Complete Crock-Berry</td>
			<td>http://www.versele-laga.com/en/complete/products/complete-crock-berry</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight mosquito forcep</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91308-12</td>
			<td>http://www.finescience.de</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td>Barrier</td>
			<td>800430</td>
			<td>http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 ml</td>
			<td>Veet</td>
			<td></td>
			<td>http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/</td>
		</tr>
	</tbody>
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functional and physiological methods of evaluating median nerve regeneration in the rat

L’objectif principal de cette enquête est de montrer comment créer et réparer différents types de lésions médianes de nerf (MN) dans le rat. En outre, différentes méthodes de simulation de la physiothérapie postopératoire sont présentées. Plusieurs stratégies normalisées sont utilisées pour évaluer la récupération motrice et sensorielle à l’aide d’un modèle MN de lésion et de réparation périphériques de nerf, permettant ainsi la comparaison facile des résultats. Plusieurs options sont incluses pour fournir un environnement postopératoire de physiothérapie-comme aux rats qui ont subi des dommages de MN. Enfin, le document fournit une méthode pour évaluer la récupération du MN à l’aide de plusieurs tests non invasifs (c.-à-d., test de saisie, test de piqûre d’épingle, test de marche échelonné d’échelle, essai d’escalade de corde, et analyse de la piste de marche), et des mesures physiologiques (thermographie infrarouge, électroeuromyographie, évaluation de la résistance de flexion, et la détermination de poids musculaire de fléchille caralis). Par conséquent, ce modèle semble particulièrement approprié pour reproduire un scénario clinique, facilitant l’extrapolation des résultats à l’espèce humaine.
Bien que le nerf sciatique soit le nerf le plus étudié dans la recherche périphérique de nerf, l’analyse du rat MN présente divers avantages. Par exemple, il y a une incidence réduite des contractures communes et de l’automutilation du membre affecté dans des études de lésion de MN. En outre, le MN n’est pas couvert par des masses musculaires, ce qui rend sa dissection plus facile que celle du nerf sciatique. En outre, la récupération de MN est observée plus tôt, parce que le MN est plus court que le nerf sciatique. En outre, le MN a un chemin parallèle vers le nerf ulnaire dans le bras. Par conséquent, le nerf ulnaire peut être facilement utilisé comme greffe de nerf pour réparer les blessures MN. Enfin, le MN chez les rats est situé dans l’avant-partie, semblable au membre supérieur humain; chez l’homme, le membre supérieur est le site de la plupart des lésions nerveuses périphériques.

Un total de 34 rats ont été répartis au hasard en groupes suivants : Sham (n - 17), Excision (n - 17), et La greffe de nerf (n - 10) pour l’opération. Tous les rats ont survécu à la chirurgie et à la période postopératoire sans incident. Une semaine après la chirurgie et pendant les 100 jours suivants, tous les animaux ont subi les tests fonctionnels décrits ci-dessus une fois par semaine. Les résultats représentatifs de chacun de ces tests sont décrits ci-dessous.
Test de saisie
Le pourcentage de rats avec une réponse positive dans le test de saisie était le plus élevé pour le groupe Sham. Cette valeur a progressivement augmenté au fil du temps chez les rats des groupes Crush et Nerve Graft (figure 3).
Pin Prick Test
Les rats du groupe Sham ont eu les meilleurs scores dans le test cumulatif de piqûre d’épingle par rapport aux rats du groupe de greffe de nerf. Les deux avaient de meilleurs scores que les rats dans le groupe Excision (figure 4).
Test de course d’échelle
La vitesse des rats dans l’essai de course d’échelle était la plus élevée dans le groupe de Sham que dans les rats soumis à la lésion de MN. Parmi ces derniers, le temps de faire fonctionner l’échelle a eu tendance à diminuer au fil du temps, parallèlement à la récupération MN(figure 5).
Test de corde
Comme dans l’épreuve de course de l’échelle, le temps que les rats ont pris pour monter la corde était plus court dans le groupe Sham par rapport aux groupes dans lesquels le MN a été blessé. La vitesse des rats dans ce test a augmenté lorsque le MN a été autorisé à récupérer (figure 6).
Analyse de la piste de marche
L’analyse des pistes de marche tendait à montrer des changements dans la morphologie des empreintes de pattes(figure 7). Ces changements étaient souvent plus prononcés dans les blessures de concassage que dans les lésions de nerf segmentaire50.
Thermographie infrarouge
La thermographie a été utile lors de l’examen des différences de température entre les pattes avant dans les 30 premiers jours après la chirurgie. Les différences de température étaient plus perceptibles chez les rats atteints d’un MN plus gravement blessé, comme chez ceux du groupe Excision (figure 8 et figure 9).
Electroneuromyographie
Le tableau 1 résume l’importance biologique des mesures de l’électroneuromyographie, fournissant des résultats représentatifs pour les différents groupes expérimentaux. Divers modèles ont été observés avec l’électroeuromyographie. Un CMAP normal était typique d’un rat du groupe Sham, tandis qu’un CMAP polyphasique était associé à un degré variable de lésion du MN, comme dans le Crush et dans les groupes de greffe de nerf (figure 10). Dans le groupe Excision, aucun CMAP n’a été observé.
Force de flexion de poignet
Étant donné que la flexion du poignet dépend principalement de la MN, ce test a été utilisé pour évaluer la récupération motrice dans le territoire de ce nerf. La résistance à la flexion du poignet était plus proche de la normale lorsque la récupération était maximale (figure 11).
Poids musculaire et morphologie
Le poids et la morphologie du muscle fléchisseur carpis radialis dépendaient de la récupération de MN, car ce muscle est innervated exclusivement par le MN9,10. Ainsi, le poids normal et la morphologie ont été observés dans le groupe de Sham. Une perte de poids et de trophisme musculaire a été observée dans les groupes Crush, Nerve Graftet Excision (figure 12).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig01.jpg"> Figure 1 : Représentation schématique de l’anatomie du nerf médian du rat. (1) Origine et arrêt du nerf médian dans le cerveau de rat (zone verte - zone motrice primaire ; zone bleue - zone sensorielle primaire). (2) Section transversale de la moelle épinière au niveau du segment C7; (3) Nerf axillaire; (4) Nerf musculocutané; (5) Nerf radial; (6) Nerf médian ; (7) Nerf Ulnar; (8) Branche cutanée médiale du bras; (9) Branche cutanée médiale de l’avant-bras; (10) Artère axillaire; (11) Artère brachiale; (12) Artère médiane; (13) Artère radiale superficielle; (14) Artère Ulnar; (15) Branche moteur du nerf médian au muscle de teres de pronator ; (16) Branche moteur du nerf médian au muscle de radialis de carpis de fléchisseur ; (17) Branche moteur du nerf médian au muscle de superficialis de digitorum de flexeur ; (18) Branche moteur du nerf médian au muscle de profundus de fléchisse digitorum ; (19) Branche sensorielle du nerf médian à la région thenar ; (20) Artère de palmar commune du premier espace interosseux ; (21) Radial palmar artère numérique du premier chiffre; (22) Branche motrice du nerf médian aux muscles thenar ; (23) Arche artérielle de Palmar ; (24) Radial palmar nerf numérique du premier chiffre; (25) Ulnar palmar nerf numérique du premier chiffre; (26) Artère de palmar commune du troisième espace interosseux ; (27) Branches de moteur des divisions terminales du nerf médian aux trois premiers muscles lumbrical ; (28) Ulnar palmar nerfs numériques des deuxième, troisième et quatrième chiffres; (29) Ulnar palmar artères numériques aux quatrième et cinquième chiffres; (30) Radial palmar nerfs numériques des deuxième, troisième et quatrième chiffres; (31) Radial palmar artère numérique du cinquième chiffre; (32) Territoire de peau du nerf médian dans la forepaw (région à ombre bleue). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig01large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig02.jpg"> Figure 2 : Photographie du membre antérieur droit du rat montrant l’anatomie chirurgicale du nerf médian dans le bras et les régions axillaires. Cr, crânien; Moi, medial <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig02large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig03.jpg"> Figure 3 : Pourcentage de rats ayant subi un test positif de saisie dans le groupe expérimental différent sur une période de 100 jours après la chirurgie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig03large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig04.jpg"> Figure 4 : L’évaluation de nociception utilisant les résultats cumulatifs d’essai de piqûre d’épingle dans la prépaaw actionnée normalisée à la patte contralatérale dans les différents groupes expérimentaux. Les barres verticales représentent 95 % des intervalles de confiance. Les lignes horizontales dans la partie supérieure du chiffre indiquent des différences statistiquement significatives entre les groupes expérimentaux, le p-lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig04large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig05.jpg"> Figure 5 : Vitesse moyenne dans l’essai de fonctionnement de l’échelle dans les différents groupes expérimentaux. Les barres verticales représentent 95 % des intervalles de confiance. Les astérisques dans la partie supérieure du chiffre indiquent des différences statistiquement significatives entre les groupes, le 'p’lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig05large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig06.jpg"> Figure 6 : Vitesse d’escalade moyenne dans le test de corde dans les groupes Sham et Excision. Les barres verticales représentent 95 % des intervalles de confiance. Les astérisques dans la partie supérieure du chiffre montrent des différences statistiquement significatives entre les groupes, le 'p’lt;0.05; 0,01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig06large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig07.jpg"> Figure 7 : Paramètres de piste de marche dans les différents groupes expérimentaux. Les valeurs sur le membre opéré sont exprimées en pourcentage de moyens normalisés au membre contralatéral. (A) Facteur Stance; (B) Longueur d’impression; (C) Facteur de propagation des doigts; (D) Facteur intermédiaire de propagation du doigt; (E) Longueur de foulée; (F) Base de soutien. Les barres verticales représentent 95 % des intervalles de confiance. Les lignes horizontales dans la partie supérieure du chiffre indiquent des différences statistiquement significatives entre les groupes expérimentaux. D30, D60, D90 30, 60 et 90 jours après la chirurgie, 'p’lt;0.05; 0,01; p-lt;0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig07large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig08.jpg"> Figure 8 : Différence de température moyenne enregistrée par thermographie infrarouge. Les parcelles de boîte représentent la différence de température entre la région de palmar du nerf médian sur le côté actionné (côté droit) et le côté contralatéral (gauche) dans les groupes Sham (n - 17) et Excision (n - 17), 'p’lt;0.05; 0,01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig08large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig09.jpg"> Figure 9 : Modèle typique de thermographie infrarouge d’un animal du groupe d’excision pendant les 45 premiers jours après chirurgie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig09large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig10.jpg"> Figure 10 : Modèles typiques des potentiels d’action musculaire composé (CMAPs) d’un animal des groupes Sham et Nerve Graft 90 jours après la chirurgie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig10large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig11.jpg"> Figure 11 : Évaluation de la force de flexion de poignet sur les deux forepaws 90 jours postopératoirement dans différents groupes expérimentaux. La force de flexion de poignet a été évaluée utilisant la zone sous la courbe (AUC) sur une période de temps de 30 s et utilisant la stimulation supratétanique. Les lignes verticales indiquent 95 % d’intervalles de confiance. Les lignes horizontales dans la partie supérieure du chiffre mettent<en évidence des différences statistiquement significatives entre les groupes, le 0,01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig11large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59767/59767fig12.jpg"> Figure 12 : Poids musculaire de flépi carpi radialis et apparence macroscopique 100 jours après chirurgie. (A) Les parcelles de boîte représentant le poids musculaire fléchisseur normalisé de carpi radialis dans différents groupes expérimentaux, 'p’lt;0.01 ; p-lt;0.001. (B) Photographies des muscles sur les côtés droit et gauche dans les groupes expérimentaux Sham et Excision. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59767/59767fig12large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Paramètre</td>
			<td>Signification du paramètre</td>
			<td>Groupe De sham</td>
			<td>Groupe Excision</td>
			<td>Groupe NG</td>
		</tr>
<tr>
<td>Seuil de stimulation neurologique (%)</td>
			<td>Évaluation de la régénération nerveuse, car il ya un nombre minimal de fibres nerveuses nécessaires pour produire soit un CMAP ou une contraction musculaire visible12
</td>
			<td>281,63 à 271,65</td>
			<td>5359,98 à 3466,52</td>
			<td>2108,12 à 2115,13</td>
		</tr>
<tr>
<td>Seuil de stimulation motrice (%)</td>
			<td>Évaluation de la régénération nerveuse, car il ya un nombre minimal de fibres nerveuses nécessaires pour produire soit un CMAP ou une contraction musculaire visible12
</td>
			<td>462,52 à 118,91</td>
			<td>1694,10 à 503,24</td>
			<td>1249,50 à 503,24</td>
		</tr>
<tr>
<td>Latence (%)</td>
			<td>Évaluation de la vitesse de conduction nerveuse dans les fibres nerveuses les plus rapides, c’est-à-dire les plus grandes fibres myélinées44
</td>
			<td>113,55 à 25,04</td>
			<td>N/A</td>
			<td>132,80 à 69,95</td>
		</tr>
<tr>
<td>Vitesse de transduction neuromusculaire (%)</td>
			<td>Évaluation de la vitesse de conduction nerveuse dans les fibres nerveuses les plus rapides, c’est-à-dire les plus grandes fibres myélinées44
</td>
			<td>92.01 à 20,88</td>
			<td>N/A</td>
			<td>91,30 à 26,51</td>
		</tr>
<tr>
<td>Amplitude des CMAP (%)</td>
			<td>Évaluation du nombre d’unités motrices réinnervables34
</td>
			<td>110,63 45,66</td>
			<td>N/A</td>
			<td>41,60 à 24,84</td>
		</tr>
<tr>
<td>Durée des CMAP (%)</td>
			<td>Évaluation de la synchronisation de l’innervation musculaire, qui dépend du degré de réinnnervation musculaire et de myélinisation des fibres motrices innervassantes44,45
</td>
			<td>101,12 à 23,92</td>
			<td>N/A</td>
			<td>151,06 à 54,52</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">
NG, greffe de nerf CMAPs, potentiel d’action musculaire composé. N/A, non applicable Tous les paramètres sont exprimés en pourcentage des valeurs contralatérales moyennes. Les variables numériques sont exprimées en moyenne et en écart standard.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : Évaluation électroeuromyographique à la fin de l’expérience.

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Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat

Présenté est un protocole pour produire différents types de lésions médianes de nerf (MN) et de réparation dans le rat. En outre, le protocole montre comment évaluer la récupération fonctionnelle du nerf à l’aide de plusieurs tests comportementaux non invasifs et des mesures physiologiques.

Méthodes fonctionnelles et physiologiques d’évaluation de la régénération médiane du nerf chez le rat

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different ...

En utilisant le nerf médian du rat, il est possible de reproduire adéquatement les lésions nerveuses périphériques chez l’homme. Cliniquement, la plupart de ces lésions se produisent, dans l’extrémité supérieure qui prête le soutien à l’utilisation de ce modèle expérimental. Dans cet article, nous allons montrer, comment produire différents types de lésions nerveuses médianes chez le rat.En outre, nous allons illustrer, comment évaluer la récupération fonctionnelle de ce nerf à l’aide de plusieurs tests. Le nerf médian provient des segments de la moelle épinière C6 à T1. Le nerf médian est mis en évidence en vert. Dans cette vidéo, les rideaux chirurgicaux ne sont pas utilisés à des fins de démonstration.S’il vous plaît inclure un drapé lors de l’exécution de la chirurgie. La peau dans l’aspect médial du bras droit et de la région pectorale est incisée jusqu’au plan profond des fascias. Les vaisseaux qui saignent sont soigneusement ligatés.Ensuite, le fascia brachial est soigneusement coupé, en prenant soin de ne pas endommager les structures vasculaires et nerveuses, dans l’aspect médial du bras. Une paire de ciseaux est ouverte sans ambages en dessous, l’insertion terminale du muscle pectoralis majeur, afin de taquiner ce muscle, loin de l’artère et de la veine axillaires sous-jacentes, ainsi que des branches terminales du plexus brachial. L’insertion de pectoralis muscle majeur, est ensuite divisé avec une cautérisation électrique.Le muscle mineur pectoralis est ensuite exposé et coupé. Le nerf médial est alors disséqué sans ambages des vaisseaux brachiaux et du nerf ulnaire jusqu’à la région du coude. Il est maintenant possible d’observer les différentes branches terminales du plexus brachial, à savoir le Terre-Plein central, l’Ulnar, le Radial, l’Axillaire et les nerfs musculocutanés.Avec le nerf médian exposé et isolé différentes blessures mécaniques peuvent être induites. Un groupe Sham peut être créé, en disséquant seulement le nerf médian. Dans le groupe d’écrasement, le nerf médian est comprimé, utilisant des forceps de microchirurgie pendant 15 secondes.Le groupe d’excision résulte de l’enlèvement d’un segment de 10 millimètres de long du nerf médian. La souche proximale du nerf médian est ligated avec le 8-0 suture en nylon pour prévenir la croissance axonale. Alternativement, il est possible de faire pivoter le segment excisé à 180 degrés et de l’utiliser comme greffe nerveuse autologue.Dans ce cas, les souches proximales et distales de la section dans le nerf média sont suturées à la greffe nerveuse à l’aide de points de nylon 10-0. La physiothérapie fait partie de la norme de soins des patients qui se rétablissent de lésions nerveuses périphériques. Il existe de multiples stratégies pour fournir la physiothérapie postopératoire aux rats, qui ont été soumis à des lésions nerveuses médianes.Il est important de choisir de jeunes rats et de leur permettre d’avoir des contacts avec les instruments de physiothérapie avant la chirurgie. Ceux-ci assurent une adaptation plus facile et plus rapide aux paramètres d’exercice. En outre, les instruments de physiothérapie devraient permettre aux rats d’avoir un certain degré de liberté et idéalement leur permettre d’effectuer de beaux mouvements avec les scies avant.Il existe plusieurs façons d’effectuer la physiothérapie. Par exemple, des sphères individuelles peuvent être utilisées. Mettez le rat à l’intérieur de la sphère, puis placez-le dans une pièce avec peu d’obstacles.Laissez-le explorer la pièce pendant une demi-heure. Fais ça une fois par jour. Les rats peuvent également être logés dans des cages individuelles.Avec roues de course incorporées. De cette façon, les rats peuvent faire de l’exercice, autant qu’ils le veulent et quand ils le veulent. Une autre possibilité est accommodante, les rats en groupes dans de plus grandes cages.Personnalisez les cages à l’aide de cuirs, de cordes, de roues de course et d’autres éléments d’enrichissement environnemental. Cela leur permet une grande liberté de mouvement, en accord avec leur comportement exploratoire naturel et permet aux rats de se familiariser, avec certains des éléments présents, dans les tests fonctionnels. Avant d’effectuer les tests fonctionnels, familiarisez les rats avec les gâteries alimentaires que vous avez choisi d’utiliser comme renforcement positif.Effectuer les tests dans la soirée, lorsque les rats sont naturellement plus actifs. Commencez par un test grasping. Placez le rat sur la grille et soulevez-le par sa queue en le laissant saisir la grille.Lorsque le rat est capable d’attraper la grille, avec une force similaire avec les deux scies avant. Cela signifie que le nerf médian fonctionne et que le test de saisie est considéré comme positif. S’il ne peut pas saisir la grille avec la patte blessée, le test grasping est considéré comme négatif.Pour le test pin prick, placez le rat sur la plate-forme et attendez quelques minutes jusqu’à ce que les activités exploratoires et majeures de toilettage disparaissent. Commencez lorsque le rat est immobile et debout sur les scies avant. À l’aide du miroir, insérez les cheveux von Frey à travers le maillage pour percer l’aspect palmaire de la scie avant.Répétez cette répétition cinq fois sur chaque scie avant, alternativement, en attendant quelques secondes après chaque évaluation. Marquer la réponse retirer comme suit, zéro pour aucune réponse de retrait, si le rat enlève lentement la patte du filament et deux si le rat répond rapidement au stimulus et enlève la patte ou lèche la patte. Placez le rat au bas de l’échelle et touchez doucement la queue du rat.Démarrez la écrocheuse une fois que le rat commence à marcher et arrêtez-le une fois que ses museaux traversent l’entrée des boîtes. Enregistrez l’heure et répétez le test trois fois. Placez le rat au bas de la corde et persuadez-le de l’escalader en touchant doucement sa queue.Considérez le test valide si l’animal ne le fait pas, hésitez pendant la tâche ou cesse d’grimper. Démarrez la écrocheuse une fois que l’animal amorce l’escalade et arrêtez-la dès que le museau du rat franchit l’entrée de la plate-forme. Donnez au rat une collation après l’exécution, les tâches correctement et laissez-le, quelques minutes de repos avant de le répéter.Placez un morceau de papier graphique sur le plancher des couloirs. Ensuite, prenez le rat par sa queue et laissez-le tenir le pinceau de peinture, imprégné de bleu méthylène. Placez-le à l’entrée du couloir pour le faire marcher à l’intérieur de la boîte.Retirez le papier graphique du plancher des couloirs et répétez les tests jusqu’à ce que vous obteniez une bonne impression représentative des deux scies avant. À partir des tirages obtenus, sélectionnez-en un avec une bonne impression des pattes avant successives et mesurez les paramètres suivants. Longueur d’impression, écart de doigt, écart intermédiaire de doigt et facteur de position.Enfin mesurer la distance entre le deuxième doigt de deux tirages successifs, la longueur stride. Pour effectuer l’évaluation thermographique, placez un morceau de colle latérale double sur l’éponge. Placez le rat dessus et collez les scies avant comme indiqué.Attendez une minute pour dissiper l’échange de chaleur de la manipulation des pattes du rat. Prenez la caméra à un angle de 90 degrés et à environ 30 centimètres des rats. Faites deux acquisitions.Tout d’abord, un thermogramme complet du corps, puis, se rapportant à la caméra au haut du corps du rat, faire le second. À partir du thermogramme obtenu, nous trouvons une région d’intérêt correspondant à la zone palmaire des scies avant. Mesurez les valeurs moyennes, minimales et maximales de température de cette zone sur les deux pattes et calculez les différences de température.Pour effectuer l’évaluation suivante, exposer le nerf médian des deux côtés comme expliqué auparavant. Commencez par placer le rat sur son dos et mettez l’électrode juste montrée dans la peau. Les électrodes au sol sur la cuisse du rat et les électrodes stimulation et enregistrement, sur le membre supérieur gauche.Mettez une électrode d’enregistrement, sur le ventre de muscle de digitorum de Flexorum, et les électrodes de stimulation, approximativement dans le nerf médian. Commencez l’acquisition avec une amplitude stimulus de 10 millivolts et augmentez-la progressivement, en étapes de 10 millivolt jusqu’à atteindre deux volts. Lors de l’acquisition, enregistrez l’amplitude Stimulus pour la première flexion visible des doigts.C’est le seuil de stimulation motrice. L’amplitude minimale de stimulus, exigée pour obtenir un potentiel composé d’action de muscle, C.M.A.P.is un seuil neurologique de stimulation. Enfin, sélectionnez un représentant C.M.A.P, en réponse à un stimulus supramaximal et mesurez les paramètres suivants, Latence, Amplitude et Durée.Pour effectuer l’évaluation de la résistance flexion, passez d’abord une boucle de suture de soie de cinq ou six à travers la zone palmaire de chaque scie avant et laissez-la avec cinq centimètres de longueur. Placez le rat sur son dos. Commencez par la scie avant gauche, accrochez la ligne de suture dans le crochet dynamomètre et alignez la scie avant avec le dynamomètre, sans mettre trop de pression sur le crochet.Tenez les électrodes stimulantes, approximativement dans le nerf médian. Réglez l’amplitude stimulus à 1,5 volts et enregistrez la force instantanée pendant 30 secondes. À partir de la parcelle obtenue, analyser les valeurs de force maximales, minimales et moyennes et la zone sous la courbe.Le flexor carpi radialis, qui est innervated par le nerf médian, est enlevé bilatéralement et pesé dans une échelle de précision. En ce qui concerne certains résultats représentatifs, dans le test de saisie, le pourcentage de rats avec une réponse positive, est le plus élevé dans le groupe Sham et il augmente progressivement au fil du temps, chez les rats du groupe nerve graft. Les résultats des tests pin prick sont plus élevés, dans le groupe Sham par rapport à ceux des groupes Graft ou Excision.La vitesse du rat dans le test ladder running.est la plus élevée du groupe Sham que celle du rat soumise à la lésion médiale du labo. Parmi les plus légers, le temps de faire fonctionner l’échelle, tend à diminuer au fil du temps parant la récupération du nerf médian. Analogue à ce qui est observé dans le test ladder running, le temps que les rats prennent pour grimper à la corde, est inférieur dans le groupe Sham, par rapport aux groupes dans lesquels le nerf médian est blessé.La vitesse du rat, dans ce test, augmente chez les rats, dans lequel un nerf médian est autorisé à récupérer. Comme le montrent ces graphiques à barres, l’analyse des rats qui marchent, tend à montrer des changements dans la morphologie des empreintes de pattes. Ces changements sont souvent plus prononcés, dans les blessures écrasantes que dans les lésions nerveuses segmentales.Ce graphique montre que la thermographie semble être, un outil utile pour rechercher les différences de température, entre les scies avant dans les 30 premiers jours après la chirurgie. Ces différences de température sont plus visibles, chez les rats avec le nerf médian plus gravement blessé, comme dans ceux du groupe Excision. La force de flexion du rat est directement corrélée, avec le degré de récupération nerveuse.Être le plus proche de la normale lorsque la récupération est maximale, comme on peut le voir dans ces graphiques à barres comparant la force, dans les deux pattes dans Excision et les groupes de greffe nerveuse. En ce qui concerne l’électroeuromyographie, différents modèles peuvent être observés. Un potentiel normal de C.M.A.P., est typique d’un rat du groupe Sham.Tandis que le C.M.A.P.is associé, avec un degré variable de lésion du nerf médian, comme se produit dans l’écrasement et dans les groupes de greffe de nerf. Dans le groupe Excision, il n’y a pas de C.M.A.P.L’onde et la morphologie des radialis flexor carpi dépendent de la récupération médiane du nerf. Ces deux images montrent ces muscles, dans les groupes Sham et Excision.Comme montré dans cet article, le nerf médian de rat est un modèle commode de lésion et de réparation périphériques de nerf. Plusieurs stratégies normalisées sont disponibles pour évaluer la récupération motrice et sensorielle. Bon nombre d’entre elles ne sont pas invasives, ce qui permet une évaluation quotidienne.Enfin, les milieux expérimentaux de physiothérapie peuvent simuler le rétablissement dans le contexte clinique, facilitant la stipulation des résultats pour l’espèce humaine.

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