Name: biomechanical testing of murine tendons
Uploaded: 2019-10-15T14:30:00
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Die Studie wurde vom NIH / NIAMS (R01 AR055580, R01 AR057836) unterstützt.

Tierstudien wurden vom Columbia University Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt. Mäuse, die in dieser Studie verwendet wurden, hatten einen C57BL/6J-Hintergrund und wurden vom Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) gekauft. Sie wurden unter pathogenfreien Barrierebedingungen untergebracht und mit Nahrung und Wasser ad libitum versorgt.
1. Entwicklung von kundenspezifischen 3D-gedruckten Vorrichtungen zum Greifen von Knochen
<ol><li>Knochenbildaufnahme und 3D-Knochenmodell...

<ol>
	<li>Girish, N., Ramachandra, K., Arun, G. M., Asha, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+Musculoskeletal+Disorders+Among+Cashew+Factory+Workers.">Prevalence of Musculoskeletal Disorders Among Cashew Factory Workers.</a> Archives of Environmental &amp; Occupational Health. 67, 37-42 (2012).</li><li>Thomopoulos, S., Parks, W. C., Rifkin, D. B., Derwin, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+tendon+injury+and+repair.">Mechanisms of tendon injury and repair.</a> Journal of Orthopaedic Research. 33, 832-839 (2016).</li><li>Scott, A., Ashe, M. 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S., Connizzo, B. K., Soslowsky, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collagen+fiber+re-alignment+in+a+neonatal+developmental+mouse+supraspinatus+tendon+model.">Collagen fiber re-alignment in a neonatal developmental mouse supraspinatus tendon model.</a> Annals of Biomedical Engineering. 40, 1102-1110 (2012).</li><li>Cong, G. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+the+role+of+subacromial+impingement+in+rotator+cuff+tendinopathy:+Development+and+analysis+of+a+novel+murine+model.">Evaluating the role of subacromial impingement in rotator cuff tendinopathy: Development and analysis of a novel murine model.</a> Journal of Orthopaedic Research. 36, 2780-2788 (2018).</li><li>Thomopoulos, S., Birman, V., Genin, G. 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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+testing+angle+on+the+biomechanical+properties+of+the+rat+supraspinatus+tendon.">The influence of testing angle on the biomechanical properties of the rat supraspinatus tendon.</a> Journal of Biomechanics. 49, 4159-4163 (2016).</li><li>Schwartz, A. G., Lipner, J. H., Pasteris, J. D., Genin, G. M., Thomopoulos, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+loading+is+necessary+for+the+formation+of+a+functional+tendon+enthesis.">Muscle loading is necessary for the formation of a functional tendon enthesis.</a> Bone. 55, 44-51 (2014).</li><li>Gimbel, J. A., Van Kleunen, J. P., Williams, G. R., Thomopoulos, S., Soslowsky, L. 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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multiscale+structural+and+mechanical+effects+of+mouse+supraspinatus+muscle+unloading+on+the+mature+enthesis.">The multiscale structural and mechanical effects of mouse supraspinatus muscle unloading on the mature enthesis.</a> Acta Biomaterialia. 83, 302-313 (2019).</li><li>Killian, M. L., Thomopoulos, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scleraxis+is+required+for+the+development+of+a+functional+tendon+enthesis.">Scleraxis is required for the development of a functional tendon enthesis.</a> FASEB Journal. 30, 301-311 (2016).</li><li>Schwartz, A. G., Long, F., Thomopoulos, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enthesis+fibrocartilage+cells+originate+from+a+population+of+Hedgehog-responsive+cells+modulated+by+the+loading+environment.">Enthesis fibrocartilage cells originate from a population of Hedgehog-responsive cells modulated by the loading environment.</a> Development. 142, 196-206 (2015).</li><li>Bell, R., Taub, P., Cagle, P., Flatow, E. L., Andarawis-Puri, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+mouse+model+of+supraspinatus+tendon+insertion+site+healing.">Development of a mouse model of supraspinatus tendon insertion site healing.</a> Journal of Orthopaedic Research. 33, 25-32 (2014).</li><li>Connizzo, B. K., Bhatt, P. R., Liechty, K. W., Soslowsky, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diabetes+Alters+Mechanical+Properties+and+Collagen+Fiber+Re-Alignment+in+Multiple+Mouse+Tendons.">Diabetes Alters Mechanical Properties and Collagen Fiber Re-Alignment in Multiple Mouse Tendons.</a> Annals of Biomedical Engineering. 42, 1880-1888 (2014).</li><li>Eekhoff, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functionally+Distinct+Tendons+From+Elastin+Haploinsufficient+Mice+Exhibit+Mild+Stiffening+and+Tendon-Specific+Structural+Alteration.">Functionally Distinct Tendons From Elastin Haploinsufficient Mice Exhibit Mild Stiffening and Tendon-Specific Structural Alteration.</a> Journal of Biomechanical Engineering. 139, 111003 (2017).</li><li>Mikic, B., Bierwert, L., Tsou, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Achilles+tendon+characterization+in+GDF-7+deficient+mice.">Achilles tendon characterization in GDF-7 deficient mice.</a> Journal of Orthopaedic Research. 24, 831-841 (2006).</li><li>Sikes, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Knockout+of+hyaluronan+synthase+1,+but+not+3,+impairs+formation+of+the+retrocalcaneal+bursa.">Knockout of hyaluronan synthase 1, but not 3, impairs formation of the retrocalcaneal bursa.</a> Journal of Orthopaedic Research. 36, 2622-2632 (2018).</li><li>Wang, V. M., Banack, T. M., Tsai, C. W., Flatow, E. L., Jepsen, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variability+in+tendon+and+knee+joint+biomechanics+among+inbred+mouse+strains.">Variability in tendon and knee joint biomechanics among inbred mouse strains.</a> Journal of Orthopaedic Research. 24, 1200-1207 (2006).</li><li>Wang, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+tendon+function+is+adversely+affected+by+aggrecan+accumulation+due+to+the+knockout+of+ADAMTS5.">Murine tendon function is adversely affected by aggrecan accumulation due to the knockout of ADAMTS5.</a> Journal of Orthopaedic Research. 30, 620-626 (2011).</li><li>Zhang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tendon+mineralization+is+progressive+and+associated+with+deterioration+of+tendon+biomechanical+properties,+and+requires+BMP-Smad+signaling+in+the+mouse+Achilles+tendon+injury+model.">Tendon mineralization is progressive and associated with deterioration of tendon biomechanical properties, and requires BMP-Smad signaling in the mouse Achilles tendon injury model.</a> Matrix Biology. 52-54, 315-324 (2016).</li><li>Rooney, S. 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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+differences+in+tendon+structure+and+function.">Sex differences in tendon structure and function.</a> Journal of Orthopaedic Research. 35, 2117-2126 (2017).</li><li>Razmjou, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disability+and+satisfaction+after+Rotator+Cuff+decompression+or+repair:+A+sex+and+gender+analysis.">Disability and satisfaction after Rotator Cuff decompression or repair: A sex and gender analysis.</a> BMC Musculoskeletal Disorders. 12, 66 (2011).</li></ol>

Murine Tiermodelle werden häufig verwendet, um Sehnenstörungen zu studieren, aber die Charakterisierung ihrer mechanischen Eigenschaften ist eine Herausforderung und in der Literatur ungewöhnlich. Der Zweck dieses Protokolls ist es, eine zeiteffiziente und reproduzierbare Methode zur Zugprüfung von murinen Sehnen zu beschreiben. Die neuen Methoden reduzierten die Zeit, die zum Testen einer Probe erforderlich war, von Stunden auf Minuten und eliminierten ein wichtiges Greifartefakt, das in früheren Methoden ein häuf...

Sehnenerkrankungen sind häufig und weit verbreitet unter den alternden, athletischen und aktiven Populationen1,2,3. In den Vereinigten Staaten werden jährlich 16,4 Millionen Bindegewebsverletzungen gemeldet4 und machen 30 % aller verletzungsbedingten Arztbesuche3,5,6,7, 8. Die am häufigsten betroffenen Stellen sind die Rotatormanschette, Achillessehne und Patellasehne9. Obwohl eine Vielzahl von nicht-operativen und operativen Behandlungen erforscht wurden, einschließlich entzündungshemmender Medikamente, Rehabilitation und chirurgische Reparatur, die Ergebnisse bleiben schlecht, mit begrenzter Rückkehr zur Funktion und hohe Ausfallraten5, 6. Diese schlechten klinischen Ergebnisse haben grundlegende und translationale Studien motiviert, die darauf abzielen, die Teninopathie zu verstehen und neue Behandlungsansätze zu entwickeln.
Zug-biomechanische Eigenschaften sind die primären quantitativen Ergebnisse, die die Sehnenfunktion definieren. Daher muss die Laborcharakterisierung der Tendinopathie und die Wirksamkeit der Behandlung eine strenge Prüfung der Sehnenzugeigenschaften umfassen. Zahlreiche Studien haben Methoden beschrieben, um die biomechanischen Eigenschaften von Sehnen von Tiermodellen wie Ratten, Schafe, Hunde und Kaninchen10,11,12zu bestimmen. Jedoch, wenige Studien haben die biomechanischen Eigenschaften der murinen Sehnen getestet, vor allem aufgrund der Schwierigkeiten beim Greifen der kleinen Gewebe für Zugtests. Da murine Modelle zahlreiche Vorteile für die mechanistische Untersuchung der Tendinopathie haben, einschließlich genetischer Manipulation, umfangreiche Reagenzoptionen und kostengünstiger Kosten, ist die Entwicklung präziser und effizienter Methoden zur biomechanischen Prüfung von murinen Geweben erforderlich.
Um die mechanischen Eigenschaften von Sehnen richtig zu testen, muss das Gewebe effektiv gegriffen werden, ohne zu rutschen oder Artefakt an der Griffschnittstelle zu reißen oder die Wachstumsplatte zu zerbrechen. In vielen Fällen, insbesondere bei kurzen Sehnen, wird der Knochen an einem Ende und die Sehne am anderen Ende gegriffen. Knochen werden in der Regel durch Einbettung in Materialien wie Epoxidharz13 und Polymethylmethacrylat14,15gesichert. Sehnen werden oft zwischen zwei Schichten Schleifpapier platziert, mit Cyanoacrylat geklebt und mit Kompressionsklemmen gesichert (wenn der Querschnitt flach ist) oder in einem gefrorenen Medium (wenn der Querschnitt groß ist)15,16,17 . Diese Methoden wurden auf biomechanisch getestetmurine Sehnen angewendet, aber Herausforderungen entstehen aufgrund der geringen Größe der Proben und der Übereinstimmung der Wachstumsplatte, die nie ossifies18. Zum Beispiel beträgt der Durchmesser des murinen Humeralkopfes nur wenige Millimeter, was das Greifen des Knochens erschwert. Insbesondere führt die Zugprüfung von murinen supraspinatus Sehnen-Knochen-Proben oft zu einem Versagen an der Wachstumsplatte und nicht an der Sehne oder an der Sehnenenenthese. Ebenso ist die biomechanische Prüfung der Achillessehne eine Herausforderung. Obwohl die Achillessehne größer ist als andere murine Sehnen, ist der Calcaneus klein, was das Greifen dieses Knochens erschwert. Der Knochen kann entfernt werden, gefolgt von Greifer der beiden Sehnenenden; Dies schließt jedoch die Prüfung der Sehnen-Knochen-Befestigung aus. Andere Gruppen berichten, dass der Kalkknochen mit maßgefertigten Vorrichtungen19,20, Verankerung durch Klemmen21, Fixierung in selbsthärtenden Kunststoffzement22 oder mit einem konischen Formschlitz22, aber diese Frühere Methoden bleiben durch geringe Reproduzierbarkeit, hohe Greiffehlerraten und mühsame Vorbereitungsanforderungen begrenzt.
Ziel der aktuellen Studie war es, eine genaue und effiziente Methode zur zugfesten biomechanischen Prüfung von murinen Sehnen zu entwickeln, wobei der Schwerpunkt auf den Supraspinatus- und Achillessehnen als Beispiel lag. Mit einer Kombination aus 3D-Rekonstruktionen aus nativer Knochenanatomie, Solid-Modellierung und additiver Fertigung wurde eine neuartige Methode entwickelt, um die Knochen zu greifen. Diese Vorrichtungen sicherten effektiv die Knochen, verhinderten Wachstumsplattenversagen, verkürzten die Probenvorbereitungszeit und erhöhten die Reproduzierbarkeit der Tests. Die neue Methode ist leicht anpassbar, um andere murine Sehnen sowie Sehnen bei Ratten und anderen Tieren zu testen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Agarose</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >BP160-100</td>
			<td >Dissovle 1g in 100 ml ultrapure water to make 1% agarose&#160;</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bruker microCT&#160;</td>
			<td >Bruker BioSpin Corp</td>
			<td >Skyscan 1272&#160;</td>
			<td>Used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >ElectroForce&#160;</td>
			<td >TA Instruments</td>
			<td >3200</td>
			<td>Testing platform</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Ethanol 200 Proof</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >A4094</td>
			<td>Dilute to 70% and use as suggested in protocol</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Fixture to attach grips</td>
			<td >Custom made</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Kimwipes</td>
			<td >Kimberly-Clark</td>
			<td >&#160;S-8115</td>
			<td>As suggested in protocol</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >MicroCT CT-Analyser (Ctan)</td>
			<td >Bruker BioSpin Corp</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors for visualizing and analyzing micro-CT scans&#160;</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >MilliQ water (Ultrapure water)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>QGARD00R1 (or related purifier)</td>
			<td>100 ml&#160;</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Meshmixer</td>
			<td >Autodesk</td>
			<td >http://www.meshmixer.com/</td>
			<td >Free engineering software used by authors to refine mesh</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Objet EDEN 260VS&#160;</td>
			<td >Stratasys LTD</td>
			<td ></td>
			<td>Precision Prototyping</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Objet Studio</td>
			<td >Stratasys LTD</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors with 3D printer</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >PBS - Phosphate-Buffered Saline</td>
			<td >ThermoFisher Scientific</td>
			<td >10010031</td>
			<td >2.5 L of 10% PBS&#160;</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >S&#38;T Forceps</td>
			<td >Fine Science Tools</td>
			<td >00108-11</td>
			<td>Used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Scalpel Blade - #11</td>
			<td >Fine Science Tools</td>
			<td >10011-00</td>
			<td>Used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Scalpel Handle - #3</td>
			<td >Fine Science Tools</td>
			<td >10003-12</td>
			<td>Used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >SkyScan 1272</td>
			<td >Bruker BioSpin Corp</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors for visualizing and analyzing micro-CT scans&#160;</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Skyscan CT-Vox</td>
			<td >Bruker BioSpin Corp</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors for visualizing and analyzing micro-CT scans&#160;</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >SkyScan NRecon</td>
			<td >Bruker BioSpin Corp</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors for visualizing and analyzing micro-CT scans&#160;</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >SolidWorks CAD</td>
			<td >Dassault Syst&#232;mes</td>
			<td >SolidWorks Research Subsription</td>
			<td>Solid modeling computer-aided design used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >SuperGlue</td>
			<td >Loctite</td>
			<td >234790</td>
			<td>As suggested in protocol</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Testing bath</td>
			<td >Custom made</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Thin film grips&#160;</td>
			<td >Custom made</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >VeroWhitePlus</td>
			<td >Stratasys LTD</td>
			<td >NA</td>
			<td>3D printing material used by authors</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >WinTest&#160;</td>
			<td >WinTest Software</td>
			<td ></td>
			<td>Used by authors to collect data</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

biomechanical testing of murine tendons

Sehnenerkrankungen sind häufig, betreffen Menschen jeden Alters und sind oft schwächend. Standardbehandlungen, wie entzündungshemmende Medikamente, Rehabilitation und chirurgische Reparatur, scheitern oft. Um die Sehnenfunktion zu definieren und die Wirksamkeit neuer Behandlungen nachzuweisen, müssen die mechanischen Eigenschaften von Sehnen aus Tiermodellen genau bestimmt werden. Murine Tiermodelle sind heute weit verbreitet, um Sehnenerkrankungen zu studieren und neuartige Behandlungen für Tendinopathien zu bewerten; Die Bestimmung der mechanischen Eigenschaften von Maussehnen war jedoch eine Herausforderung. In dieser Studie wurde ein neues System für die mechanische Nehneprüfung entwickelt, das 3D-gedruckte Vorrichtungen enthält, die genau mit den Anatomien des Humerus und calcaneus übereinstimmen, um supraspinatus Sehnen bzw. Achillessehnen mechanisch zu testen. Diese Vorrichtungen wurden mit 3D-Rekonstruktionen der nativen Knochenanatomie, Feststoffmodellierung und additiver Fertigung entwickelt. Der neue Ansatz eliminierte artefaktische Greiffehler (z. B. Versagen am Ausfall der Wachstumsplatte anstelle der Sehne), verringerte die Gesamttestzeit und erhöhte Reproduzierbarkeit. Darüber hinaus ist diese neue Methode leicht anpassbar, um andere murine Sehnen und Sehnen von anderen Tieren zu testen.

3D-gedruckte Vorrichtungen wurden verwendet, um 8 Wochen alte murine supraspinatus und Achillessehnen zu testen. Alle mechanisch getesteten Proben scheiterten an der Enthese, die durch MikroCT-Scans, visuelle Inspektion und Videoanalyse nach Zugversuchen gekennzeichnet ist. Abbildung 3zeigt einen 1:1-Vergleich der bisherigen und aktuellen Methoden zur supraspinatus-Sehnenprüfung in unserem Labor . Bei der vorherigen Methode28,29<sup...

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Biomechanical Testing of Murine Tendons

Das Protokoll beschreibt effiziente und reproduzierbare zahnfeste biomechanische Prüfverfahren für murine Sehnen durch die Verwendung von kundenspezifischen 3D-gedruckten Vorrichtungen.

Biomechanische Prüfung von Murine tendons

Tendon disorders are common, affect people of all ages, and are often debilitating. Standard treatments, such as anti-inflammatory drugs, rehabilitation, ...

Das Protokoll beschreibt ein effizientes und reproduzierbares Verfahren zur biomechanischen Prüfung von Maussehnen durch wiederverwendbare, kundenspezifische 3D-gedruckte Vorrichtungen. Die neuen Methoden reduzieren die Zeit, die erforderlich ist, um die Probe von Stunden auf Minuten zu testen, und eliminieren ein wichtiges Greifartefakt, das in früheren Methoden ein häufiges Problem war. Diese Methode ist nicht auf die Supraspinatus- und Achillessehnen beschränkt.Es kann leicht angepasst werden, um andere Maussehnen und Sehnen von größeren Tieren zu testen. Um die Reproduzierbarkeit und Effizienz des Ansatzes zu gewährleisten, können mehrere Zyklen des Design-Prototypings und der Validierung für Vorrichtungen erforderlich sein, die hier nicht beschrieben sind. Führen Sie zunächst einen mikrocomputed Tomographie-Scan des gesamten Knochens im Agarose-Gel durch.Wählen Sie nach der Rekonstruktion in Querschnittsbilder den Befehl Datei öffnen aus, um das Datei-Dataset zu öffnen. Öffnen Sie die Dialogdateieinstellungen, und wählen Sie die Registerkarte Erweitert aus. Verwenden Sie den adaptiven Renderingalgorithmus, um die 3D-Modelle zu erstellen, die glattere Oberflächendetails bieten.Verwenden Sie 10 als Lokalitätsparameter, der den Abstand in Pixeln zum benachbarten Punkt definiert, der zum Suchen des Objektrahmens verwendet wird. Minimieren Sie die Toleranz auf 0,1, um die Dateigröße zu verringern. Um das Volumen des Interesses anzugeben, wählen Sie manuell zwei Bilder aus, die als Ober- und Unterseite des ausgewählten VOI-Bereichs festgelegt werden sollen, und wechseln Sie dann zur zweiten Seite, Region of Interest.Wählen Sie den Interessenbereich manuell für ein einzelnes Querschnittsbild aus. Wiederholen Sie die Auswahl des ROI für alle 10 bis 15 Querschnittsbilder. Wechseln Sie als Nächstes zur dritten Seite, Binärauswahl.Klicken Sie im Menü Histogramm auf Von Dataset, um die Histogrammverteilung der Helligkeit aus allen Bildern des Datasets anzuzeigen. Klicken Sie auch im Menü Histogramm auf das Menü 3D-Modelldatei erstellen. Speichern Sie ein 3D-Modell des Bones im STL-Dateiformat.Importieren Sie in der Meshmixer-Software Mesh und wählen Sie Alle zum Bearbeiten aus. Wählen Sie Aus dem Werkzeugsatz bearbeiten produzieren aus, und wählen Sie dann Triangle Budget aus dem Werkzeugsatz Ziel reduzieren aus. Reduzieren Sie die Tricount- und akzeptieren Sie Änderungen.Speichern Sie die neu reduzierte Datei im STL-Format, indem Sie Export As.To entwerfen Sie einen supraspinatus Sehnenhumeralknochen, verwenden Sie ein computergestütztes Designprogramm mit Solid-Modellierung, um ein maßgeschneidertes Modell für Humerus-Greifvorrichtungen zu erstellen. Öffnen Sie die STL-Formatdatei des Humerusknochens in einem Solid-Model-Programm und speichern Sie sie als Teiledatei im SLDPRT-Format. Öffnen Sie dann die Bauteildatei, um manuell drei anatomisch relevante Ebenen zu erstellen, z. B. sagittal, koronal und quer.Klicken Sie auf Datei Neu, um das Volumenblockkomponententeil zu erstellen. Klicken Sie auf Datei neu, um ein Baugruppenmodell mit zwei Komponenten zu erstellen, dem Volumenkörperblock und dem rechten oder linken Humerusknochen. Definieren Sie die Ausrichtung des Knochens innerhalb des Blocks, um sicherzustellen, dass der Winkel zwischen Sehne und Knochen 180 Grad beträgt.Stellen Sie sicher, dass das gesamte Knochenvolumen in den Block passt. Wählen Sie im Fenster Baugruppe den Block aus, und klicken Sie auf der Symbolleiste Baugruppe auf Komponente bearbeiten. Klicken Sie auf Einfügen, Features, Hohlraum.Wählen Sie Uniform Scaling aus, und geben Sie 0% als Wert ein, der in alle Richtungen skaliert werden soll. Unterdrücken Sie das Bone-Teil, und speichern Sie die Baugruppe als Teil. Öffnen Sie den Zylinder mit einem Hohlraumteil.Erstellen Sie eine Skizze, stellen Sie sicher, dass sie nur 0,5 Millimeter über dem Humeralkopf bleibt. Wählen Sie unter Features Extrudierter Schnitt aus. Schneiden Sie die Baugruppe entlang der sagittalen Ebene, um zwei symmetrische Komponenten zu erstellen, die anterior und nachträvoll in den Knochen passen.Schneiden Sie das Baugruppenteil entlang der sagittalen Ebene, um zwei symmetrische Komponenten zu erstellen, die anterior und nachträvoll in den Knochen passen. Es ist wichtig, den Humeralkopf sicherzustellen, um wachstumsplattenversagen zu verhindern und einen engen Abstand zu definieren, der verhindert, dass der Humerus während des Tests vom Modell abweicht. Gehen Sie wie im Manuskript beschrieben, um die hintere Komponente und die vordere Komponente zu beenden.Speichern Sie beide Komponenten als separate Teiledateien. Drücken Sie nun Muster einfügen, Spiegeln, und wählen Sie Spiegeln aus, um 3D-Spiegelmodelle für jede Komponente der Halterung für die gegenüberliegende Extremität zu erstellen. Wählen Sie die Vorderseite als Spiegelfläche glatt aus.Wählen Sie das Teil als zu spiegelnden Körper aus. Wählen Sie die Spiegelebene aus, und erstellen Sie eine Skizze, die das gesamte Material enthält. Wählen Sie unter Features Extrudierte Steile aus, um das Originalteil zu entfernen und nur gespiegeltes Teil beizubehalten.Klicken Sie auf die Unterseite des Teils und verwenden Sie als Ebene, um eine Skizze zu erstellen. Klicken Sie auf Skizzentext und fügen Sie L oder R hinzu. Dies fügt eine Ätze auf der Unterseite der Vorrichtungen hinzu, um zwischen der linken und rechten Seite zu unterscheiden. Speichern Sie alle Befestigungsteile im STL-Standarddateiformat zur Vorbereitung auf den 3D-Druck.Um die supraspinatus Muskel-Tendon, Humerus Knochen Probe zu dissektieren, positionieren Sie zuerst die eingeschläferte Maus in einer anfälligen Position und machen einen Schnitt in der Haut von oben der Ellbogen der Vorderpfote in Richtung der Schulter. Verwenden Sie Zangen, um die Haut mit stumpfer Sektion vorsichtig zu entfernen, so dass die Muskulatur der Schulter sichtbar ist. Entfernen Sie das Gewebe, das den Humerus umgibt, bis der Knochen freigelegt ist.Halten Sie den Humerus mit Derpalle und entfernen Sie vorsichtig die Deltoid- und Trapezmuskeln, um den korakokomromialen Bogen freizulegen. Identifizieren Sie das AC-Gelenk und trennen Sie vorsichtig das Schlüsselbein vom Akromion mit einer Skalpellklinge. Achten Sie darauf, die supraspinatus Sehne und ihre knöcherne Befestigung nicht zu beschädigen, entfernen Sie den Muskel aus seiner skapitulären Befestigung mit einem Skalpellklinge.Lösen Sie den Humeralkopf vom Glenoid und schnüren Sie die Gelenkkapsel und die Infraspinatus subscapularis und teres kleine Sehnen. Disarticulate das Ellenbogengelenk, um den Humerus von der Ulna und Radius zu trennen. Isolieren Sie die Humerus-Supraspinatus-Sehnenmuskelprobe und reinigen Sie überschüssiges Weichgewebe am Humerus und Humeralkopf.Um die Achillessehne, den Calcaneus-Knochen, zu sezieren, positionieren Sie eine eingeschläferte Maus in einer anfälligen Position. Achten Sie darauf, die Achillessehne und ihre knöcherne Anhaftung nicht zu beschädigen, entfernen Sie die Haut mit stumpfer Sektion, so dass die Muskulatur um die Knöchel- und Kniegelenke freigelegt wird. Mit einer Skalpellklinge, beginnend an der Achillessehnen-Calcaneus-Anhaftung, lösen Sie den Magen-Darm-Muskel vorsichtig von seinen proximalen Anhaftungen.Die Calcaneus vorsichtig von den verschiedenen angrenzenden Knochen zu entfernen und die Achillessehnen-Calcaneus-Probe zu isolieren und überschüssiges Weichgewebe zu reinigen. Um den Querschnittsbereich der Sehne zu bestimmen, legen Sie den Knochen kopfüber ein, um die Probe in das mit Agarose-Gel gefüllte Kryotube mit dem Knochen im Agarose-Gel und der Sehne und dem Muskel draußen zu suspendieren. Nach dem Scan mit Mikrocomputertomographie, entfernen Sie vorsichtig den Muskel von der Sehne mit einem Skalpellklinge.Legen Sie den Knochen in die 3D-gedruckte Leuchte ein und befestigen Sie sie an den Testrastern. Setzen und kleben Sie die Sehne zwischen ein gefaltetes dünnes Gewebepapier und klemmen Sie sie mit dünnen Foliengriffen. Legen Sie die Probe und die Griffe bei 37 Grad Celsius in ein PBS-Prüfbad ein und führen Sie einen mechanischen Test durch.In dieser Studie wurde die Probenvorbereitungszeit mit wiederverwendbaren 3D-gedruckten Vorrichtungen zum Greifen von Knochen von Stunden auf Minuten verkürzt. Repräsentative Lastverformungskurven für Zugversuche von Supraspinatussehne mit aktuellen Methoden eliminierten größere Greifartefakte wie Wachstumsplattenversagen. Die mechanischen Eigenschaften von Supraspinatus und Achillessehnen zeigen eine signifikante Wirkung des Geschlechts basierend auf ungepaarten T-Tests mit einem P-Wert von weniger als 0,05.Micro CT hat erfolgreich den Querschnittsbereich entlang der Länge der Supraspinatussehne entlang der Achillessehne länge gemessen. Es ist wichtig, sich daran zu erinnern, dass jede anatomische Stelle spezifische Designkriterien hat, die für ein effektives Greifen erforderlich sind. Daher sollte das Design für jede Leuchte entsprechend angepasst werden.Zusätzlich zu zugfesten Biszum-Fehler können diese Vorrichtungen auch für zyklische Belastungstests verwendet werden, die Informationen über Sehnenermüdung und viskoeleaste Eigenschaften liefern. Die Charakterisierung der mechanischen Eigenschaften von murinen Sehnen ist in der Literatur aus einer Reihe von Gründen ungewöhnlich, einschließlich der Schwierigkeit, diese kleinen Gewebe zu greifen, mühsame und zeitaufwändige Probenvorbereitungsmethoden und Wachstumsplattenfrakturen. Dieses Protokoll stellt eine zeiteffiziente und reproduzierbare Methode zum Testen von Maussehnen dar, die Artefaktgrifffehler eliminiert und die Anzahl der Proben verdreifacht hat, die an einem Tag getestet werden können.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Directed Cellular Self-Assembly to Fabricate Cell-Derived Tissue Rings for Biomechanical Analysis and Tissue Engineering

Each year, hundreds of thousands of patients undergo coronary artery bypass surgery in the United States.1 Approximately one third of these patients do not have suitable autologous donor vessels due to disease progression or previous harvest. The aim of vascular tissue engineering is to develop a suitable alternative source for these bypass grafts. In addition, engineered vascular tissue may prove valuable as living vascular models to study cardiovascular diseases. Several promising approaches to engineering blood vessels have been explored, with many recent studies focusing on development and analysis of cell-based methods.2-5 Herein, we present a method to rapidly self-assemble cells into 3D tissue rings that can be used in vitro to model vascular tissues.
To do this, suspensions of smooth muscle cells are seeded into round-bottomed annular agarose wells. The non-adhesive properties of the agarose allow the cells to settle, aggregate and contract around a post at the center of the well to form a cohesive tissue ring.6,7 These rings can be cultured for several days prior to harvesting for mechanical, physiological, biochemical, or histological analysis. We have shown that these cell-derived tissue rings yield at 100-500 kPa ultimate tensile strength8 which exceeds the value reported for other tissue engineered vascular constructs cultured for similar durations (&lt;30 kPa).9,10 Our results demonstrate that robust cell-derived vascular tissue ring generation can be achieved within a short time period, and offers the opportunity for direct and quantitative assessment of the contributions of cells and cell-derived matrix (CDM) to vascular tissue structure and function.

This article outlines a versatile method to create cell-derived tissue rings by cellular self-assembly. Smooth muscle cells seeded into ring-shaped agarose wells aggregate and contract to form robust three-dimensional (3D) tissues within 7 days. Millimeter-scale tissue rings are conducive to mechanical testing and serve as building blocks for tissue assembly.

Directed Cellular Self-Assembly to Cell-Derived Tissue Ringe für biomechanische Analyse und Tissue Engineering Fabricate

Each year, hundreds of thousands of patients undergo coronary artery bypass surgery in the United States.1 Approximately one third of these patients do ...

Forschung

Biotechnik

Determination of the Transport Rate of Xenobiotics and Nanomaterials Across the Placenta using the ex vivo Human Placental Perfusion Model

Decades ago the human placenta was thought to be an impenetrable barrier between mother and unborn child. However, the discovery of thalidomide-induced birth defects and many later studies afterwards proved the opposite. Today several harmful xenobiotics like nicotine, heroin, methadone or drugs as well as environmental pollutants were described to overcome this barrier. With the growing use of nanotechnology, the placenta is likely to come into contact with novel nanoparticles either accidentally through exposure or intentionally in the case of potential nanomedical applications. Data from animal experiments cannot be extrapolated to humans because the placenta is the most species-specific mammalian organ 1. Therefore, the ex vivo dual recirculating human placental perfusion, developed by Panigel et al. in 1967 2 and continuously modified by Schneider et al. in 1972 3, can serve as an excellent model to study the transfer of xenobiotics or particles.
Here, we focus on the ex vivo dual recirculating human placental perfusion protocol and its further development to acquire reproducible results.
The placentae were obtained after informed consent of the mothers from uncomplicated term pregnancies undergoing caesarean delivery. The fetal and maternal vessels of an intact cotyledon were cannulated and perfused at least for five hours. As a model particle fluorescently labelled polystyrene particles with sizes of 80 and 500 nm in diameter were added to the maternal circuit. The 80 nm particles were able to cross the placental barrier and provide a perfect example for a substance which is transferred across the placenta to the fetus while the 500 nm particles were retained in the placental tissue or maternal circuit. The ex vivo human placental perfusion model is one of few models providing reliable information about the transport behavior of xenobiotics at an important tissue barrier which delivers predictive and clinical relevant data.

Determination of the Transport Rate of Xenobiotics and Nanomaterials Across the Placenta using the ex vivo Human Placental Perfusion Model

The ex vivo dual recirculating human placental perfusion model can be used to investigate the transfer of xenobiotics and nanoparticles across the human placenta. In this video protocol we describe the equipment and techniques required for a successful execution of a placenta perfusion.

Bestimmung der Transport von Xenobiotika und Nanomaterialien über die Plazenta mit dem<em&gt; Ex vivo</em&gt; Menschliche Plazentaperfusion Modell

Decades ago the human placenta was thought to be an impenetrable barrier between mother and unborn child. However, the discovery of thalidomide-induced ...

Biomechanical Characterization of Human Soft Tissues Using Indentation and Tensile Testing

Regenerative medicine aims to engineer materials to replace or restore damaged or diseased organs. The mechanical properties of such materials should mimic the human tissues they are aiming to replace; to provide the required anatomical shape, the materials must be able to sustain the mechanical forces they will experience when implanted at the defect site. Although the mechanical properties of tissue-engineered scaffolds are of great importance, many human tissues that undergo restoration with engineered materials have not been fully biomechanically characterized. Several compressive and tensile protocols are reported for evaluating materials, but with large variability it is difficult to compare results between studies. Further complicating the studies is the often destructive nature of mechanical testing. Whilst an understanding of tissue failure is important, it is also important to have knowledge of the elastic and viscoelastic properties under more physiological loading conditions.
This report aims to provide a minimally destructive protocol to evaluate the compressive and tensile properties of human soft tissues. As examples of this technique, the tensile testing of skin and the compressive testing of cartilage are described. These protocols can also be directly applied to synthetic materials to ensure that the mechanical properties are similar to the native tissue. Protocols to assess the mechanical properties of human native tissue will allow a benchmark by which to create suitable tissue-engineered substitutes.

Tissue biomechanics is important for maintaining cell shape and function and for determining phenotype. This report demonstrates non-destructive mechanical protocols for characterizing elastic and viscoelastic properties of human soft tissues, which can be directly applied to tissue-engineered substrates to allow a close matching of engineered materials to native tissue.

Biomechanische Charakterisierung humaner Weichgewebeproben mit Einrückungen und Zugprüfung

Regenerative medicine aims to engineer materials to replace or restore damaged or diseased organs. The mechanical properties of such materials should ...

An Experimental and Finite Element Protocol to Investigate the Transport of Neutral and Charged Solutes across Articular Cartilage

Osteoarthritis (OA) is a debilitating disease that is associated with degeneration of articular cartilage and subchondral bone. Degeneration of articular cartilage impairs its load-bearing function substantially as it experiences tremendous chemical degradation, i.e. proteoglycan loss and collagen fibril disruption. One promising way to investigate chemical damage mechanisms during OA is to expose the cartilage specimens to an external solute and monitor the diffusion of the molecules. The degree of cartilage damage (i.e. concentration and configuration of essential macromolecules) is associated with collisional energy loss of external solutes while moving across articular cartilage creates different diffusion characteristics compared to healthy cartilage. In this study, we introduce a protocol, which consists of several steps and is based on previously developed experimental micro-Computed Tomography (micro-CT) and finite element modeling. The transport of charged and uncharged iodinated molecules is first recorded using micro-CT, which is followed by applying biphasic-solute and multiphasic finite element models to obtain diffusion coefficients and fixed charge densities across cartilage zones.

We propose a protocol to investigate the transport of charged and uncharged molecules across articular cartilage with the aid of recently developed experimental and numerical methods.

Eine experimentelle und Finite-Elemente-Protokoll den Transport von neutralen und geladenen gelösten Stoffen durch Gelenkknorpel zur Untersuchung

Osteoarthritis (OA) is a debilitating disease that is associated with degeneration of articular cartilage and subchondral bone. Degeneration of articular ...

A Test Bed to Examine Helmet Fit and Retention and Biomechanical Measures of Head and Neck Injury in Simulated Impact

Conventional wisdom and the language in international helmet testing and certification standards suggest that appropriate helmet fit and retention during an impact are important factors in protecting the helmet wearer from impact-induced injury. This manuscript aims to investigate impact-induced injury mechanisms in different helmet fit scenarios through analysis of simulated helmeted impacts with an anthropometric test device (ATD), an array of headform acceleration transducers and neck force/moment transducers, a dual high speed camera system, and helmet-fit force sensors developed in our research group based on Bragg gratings in optical fiber. To simulate impacts, an instrumented headform and flexible neck fall along a linear guide rail onto an anvil. The test bed allows simulation of head impact at speeds up to 8.3 m/s, onto impact surfaces that are both flat and angled. The headform is fit with a crash helmet and several fit scenarios can be simulated by making context specific adjustments to the helmet position index and/or helmet size. To quantify helmet retention, the movement of the helmet on the head is quantified using post-hoc image analysis. To quantify head and neck injury potential, biomechanical measures based on headform acceleration and neck force/moment are measured. These biomechanical measures, through comparison with established human tolerance curves, can estimate the risk of severe life threatening and/or mild diffuse brain injury and osteoligamentous neck injury. To our knowledge, the presented test-bed is the first developed specifically to assess biomechanical effects on head and neck injury relative to helmet fit and retention.

Using an anthropometric head and neck, optical fiber-based fit force transducers, an array of head acceleration and neck force/moment transducers, and a dual high speed camera system, we present a test bed to study helmet retention and effects on biomechanical measures of head and neck injury secondary to head impact.

Ein Prüfstand Helm Passform und Retention und biomechanischen Maßnahmen von Kopf- und Nackenverletzungen in simulierten Auswirkungen prüfen

Conventional wisdom and the language in international helmet testing and certification standards suggest that appropriate helmet fit and retention during ...

Methods for In Vivo Biomechanical Testing on Brachial Plexus in Neonatal Piglets

Neonatal brachial plexus palsy (NBPP) is a stretch injury that occurs during the birthing process in nerve complexes located in the neck and shoulder regions, collectively referred to as the brachial plexus (BP). Despite recent advances in obstetrical care, the problem of NBPP continues to be a global health burden with an incidence of 1.5 cases per 1,000 live births. More severe types of this injury can cause permanent paralysis of the arm from the shoulder down. Prevention and treatment of NBPP warrants an understanding of the biomechanical and physiological responses of newborn BP nerves when subjected to stretch. Current knowledge of the newborn BP is extrapolated from adult animal or cadaveric BP tissue instead of in vivo neonatal BP tissue. This study describes an in vivo mechanical testing device and procedure to conduct in vivo biomechanical testing in neonatal piglets. The device consists of a clamp, actuator, load cell, and camera system that apply and monitor in vivo strains and loads until failure. The camera system also allows monitoring of the failure location during rupture. Overall, the presented method allows for a detailed biomechanical characterization of neonatal BP when subjected to stretch.

Methods for In Vivo Biomechanical Testing on Brachial Plexus in Neonatal Piglets

Presented here are methods to perform in vivo biomechanical testing on brachial plexus in a neonatal piglet model.

Methoden zur biomechanischen Prüfung von BrachialPlexus in In Vivo bei neonatalen Ferkeln

Neonatal brachial plexus palsy (NBPP) is a stretch injury that occurs during the birthing process in nerve complexes located in the neck and shoulder ...

Biaxial Basal Tone and Passive Testing of the Murine Reproductive System Using a Pressure Myograph

The female reproductive organs, specifically the vagina and cervix, are composed of various cellular components and a unique extracellular matrix (ECM). Smooth muscle cells exhibit a contractile function within the vaginal and cervical walls. Depending on the biochemical environment and the mechanical distension of the organ walls, the smooth muscle cells alter the contractile conditions. The contribution of the smooth muscle cells under baseline physiological conditions is classified as a basal tone. More specifically, a basal tone is the baseline partial constriction of smooth muscle cells in the absence of hormonal and neural stimulation. Furthermore, the ECM provides structural support for the organ walls and functions as a reservoir for biochemical cues. These biochemical cues are vital to various organ functions, such as inciting growth and maintaining homeostasis. The ECM of each organ is composed primarily of collagen fibers (mostly collagen types I, III, and V), elastic fibers, and glycosaminoglycans/proteoglycans. The composition and organization of the ECM dictate the mechanical properties of each organ. A change in ECM composition may lead to the development of reproductive pathologies, such as pelvic organ prolapse or premature cervical remodeling. Furthermore, changes in ECM microstructure and stiffness may alter smooth muscle cell activity and phenotype, thus resulting in the loss of the contractile force.
In this work, the reported protocols are used to assess the basal tone and passive mechanical properties of the nonpregnant murine vagina and cervix at 4-6 months of age in estrus. The organs were mounted in a commercially available pressure myograph and both pressure-diameter and force-length tests were performed. Sample data and data analysis techniques for the mechanical characterization of the reproductive organs are included. Such information may be useful for constructing mathematical models and rationally designing therapeutic interventions for women&#8217;s health pathologies.

This protocol utilized a commercially available pressure myograph system to perform pressure myograph testing on the murine vagina and cervix. Utilizing media with and without calcium, the contributions of the smooth muscle cells (SMC) basal tone and passive extracellular matrix (ECM) were isolated for the organs under estimated physiological conditions.

Biaxialer Basalton und passive Tests des Murine Reproduktionssystems mit einem Druckmyographen

The female reproductive organs, specifically the vagina and cervix, are composed of various cellular components and a unique extracellular matrix (ECM). ...

The Quantification of Injectability by Mechanical Testing

Injectable biomaterials are becoming increasingly popular for the minimally invasive delivery of drugs and cells. These materials are typically more viscous than traditional aqueous injections and may be semi-solid, therefore, their injectability cannot be assumed. This protocol describes a method to objectively assess the injectability of these materials using a standard mechanical tester. The syringe plunger is compressed by the crosshead at a set rate, and the force is measured. The maximum or plateau force value can then be used for comparison between samples, or to an absolute force limit. This protocol can be used with any material, and any syringe and needle size or geometry. The results obtained may be used to make decisions about formulations, syringe and needle sizes early in the translational process. Further, the effects of altering formulations on injectability may be quantified, and the optimum time to inject temporally changing materials determined. This method is also suitable as a reproducible way to examine the effects of injection on a material, to study phenomena such as self-healing and filter pressing or study the effects of injection on cells. This protocol is faster and more directly applicable to injectability than rotational rheology, and requires minimal post processing to obtain key values for direct comparisons.

Presented here is a protocol for quantitatively evaluating the injectability of a material through a syringe-needle system using a standard mechanical testing rig.

Quantifizierung der Injekbarkeit durch mechanische Prüfung

Injectable biomaterials are becoming increasingly popular for the minimally invasive delivery of drugs and cells. These materials are typically more ...

Optical Coherence Tomography Based Biomechanical Fluid-Structure Interaction Analysis of Coronary Atherosclerosis Progression

In this paper, we present a complete workflow for the biomechanical analysis of atherosclerotic plaque in the coronary vasculature. With atherosclerosis as one of the leading causes of global death, morbidity and economic burden, novel ways of analyzing and predicting its progression are needed. One such computational method is the use of fluid-structure interaction (FSI) to analyze the interaction between the blood flow and artery/plaque domains. Coupled with in vivo imaging, this approach could be tailored to each patient, assisting in differentiating between stable and unstable plaques. We outline the three-dimensional reconstruction process, making use of intravascular Optical Coherence Tomography (OCT) and invasive coronary angiography (ICA). The extraction of boundary conditions for the simulation, including replicating the three-dimensional motion of the artery, is discussed before the setup and analysis is conducted in a commercial finite element solver. The procedure for describing the highly nonlinear hyperelastic properties of the artery wall and the pulsatile blood velocity/pressure is outlined along with setting up the system coupling between the two domains. We demonstrate the procedure by analyzing a non-culprit, mildly stenotic, lipid-rich plaque in a patient following myocardial infarction. Established and emerging markers related to atherosclerotic plaque progression, such as wall shear stress and local normalized helicity, respectively, are discussed and related to the structural response in the artery wall and plaque. Finally, we translate the results to potential clinical relevance, discuss limitations, and outline areas for further development. The method described in this paper shows promise for aiding in the determination of sites at risk of atherosclerotic progression and, hence, could assist in managing the significant death, morbidity, and economic burden of atherosclerosis.

There is a need to determine which atherosclerotic lesions will progress in the coronary vasculature to guide intervention before myocardial infarction occurs. This article outlines the biomechanical modeling of arteries from Optical Coherence Tomography using fluid-structure interaction techniques in a commercial finite element solver to help predict this progression.

Optische Kohärenztomographie basierte biomechanische Fluid-Struktur-Interaktionsanalyse der koronaren Atherosklerose Progression

In this paper, we present a complete workflow for the biomechanical analysis of atherosclerotic plaque in the coronary vasculature. With atherosclerosis ...

Construction of a Human Aorta Smooth Muscle Cell Organ-On-A-Chip Model for Recapitulating Biomechanical Strain in the Aortic Wall

Conventional two-dimensional cell culture techniques and animal models have been used in the study of human thoracic aortic aneurysm and dissection (TAAD). However, human TAAD sometimes cannot be characterized by animal models. There is an apparent species gap between clinical human studies and animal experiments that may hinder the discovery of therapeutic drugs. In contrast, the conventional cell culture model is unable to simulate in vivo biomechanical stimuli. To this end, microfabrication and microfluidic techniques have developed greatly in recent years, providing novel techniques for establishing organoids-on-a-chip models that replicate the biomechanical microenvironment. In this study, a human aorta smooth muscle cell organ-on-a-chip (HASMC-OOC) model was developed to simulate the pathophysiological parameters of aortic biomechanics, including the amplitude and frequency of cyclic strain experienced by human aortic smooth muscle cells (HASMCs) that play a vital role in TAAD. In this model, the morphology of HASMCs became elongated in shape, aligned perpendicularly to the strain direction, and presented a more contractile phenotype under strain conditions than under static conventional conditions. This was consistent with the cell orientation and phenotype in native human aortic walls. Additionally, using bicuspid aortic valve-related TAAD (BAV-TAAD) and tricuspid aortic valve-related TAAD (TAV-TAAD) patient-derived primary HASMCs, we established BAV-TAAD and TAV-TAAD disease models, which replicate HASMC characteristics in TAAD. The HASMC-OOC model provides a novel in vitro platform that is complementary to animal models for further exploring the pathogenesis of TAAD and discovering therapeutic targets.

Here, we developed a human aorta smooth muscle cell organ-on-a-chip model to replicate the in vivo biomechanical strain of smooth muscle cells in the human aortic wall.

Konstruktion eines Organ-on-A-Chip-Modells für glatte Muskelzellen der menschlichen Aorta zur Rekapitulation biomechanischer Dehnungen in der Aortenwand

Conventional two-dimensional cell culture techniques and animal models have been used in the study of human thoracic aortic aneurysm and dissection ...