Name: dynamic imaging of chimeric antigen receptor t cells with [18f]tetrafluoroborate positron emission tomography/computed tomography
Uploaded: 2022-02-17T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Dynamic Imaging of Chimeric Antigen Receptor T Cells with [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography at JoVE.com

Ce travail a été en partie soutenu par le pipeline K2R de la Mayo Clinic (SSK), le Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (SSK) et la Predolin Foundation (RS). Les figures 1, 2 et 4 ont été créées avec BioRender.com.

Le protocole suit les lignes directrices du comité d’examen institutionnel de la clinique Mayo, du comité de biosécurité institutionnel et du comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de la clinique Mayo.
1. Production de cellules NIS+ BCMA-CAR T
REMARQUE : Ce protocole suit les lignes directrices du Comité d’examen institutionnel de la Mayo Clinic (CISR 17-008762) et du Comité de biosécurité institutionnelle (IBC Bios000000...

Cet article décrit une méthodologie pour incorporer le NIS dans les cellules CAR T et l’imagerie des cellules CAR T perfusées in vivo par [18F]TFB-PET. Comme preuve de concept, les cellules NIS+BCMA-CAR T ont été générées par double transduction. Nous avons récemment signalé que l’incorporation de NIS dans les cellules CAR-T n’altère pas les fonctions et l’efficacité des cellules CAR-T in vivo et permet le trafic et l’expansion des cellules C...

La thérapie cellulaire par récepteur T de l’antigène chimérique (CAR T) est une approche émergente et potentiellement curative dans les hémopathies malignes1,2,3,4,5,6. Des résultats cliniques extraordinaires ont été rapportés après une thérapie par cellules CAR T (CART19) dirigée par CD19 ou par antigène de maturation des cellules B (BCMA)2. Cela a conduit à l’approbation par la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis des cellules CART19 pour le lymphome agressif à cellules B (axicabtagene ciloleucel (Axi-Cel)4, tisagenlecleucel (Tisa-Cel)3 et lisocabtagene maraleucel)7, la leucémie lymphoblastique aiguë (Tisa-Cel)5,8, le lymphome à cellules du manteau (brexucabtagene autoleuce)9 et le lymphome folliculaire (Axi-Cel)10 . Plus récemment, la FDA a approuvé la thérapie cellulaire CAR-T dirigée par BCMA chez les patients atteints de myélome multiple (MM) (idecabtagene vicleucel)11. De plus, la thérapie par cellules CAR-T pour la leucémie lymphoïde chronique (LLC) est à un stade avancé de développement clinique et devrait recevoir l’approbation de la FDA au cours des trois prochaines années1.
Malgré les résultats sans précédent de la thérapie par cellules CAR-T, son utilisation généralisée est limitée par 1) une expansion insuffisante in vivo des cellules CAR-T ou un mauvais trafic vers les sites tumoraux, ce qui entraîne des taux plus faibles de réponse durable12,13 et 2) le développement d’événements indésirables potentiellement mortels, y compris le syndrome de libération de cytokines (SRC)14,15 . Les caractéristiques du SRC comprennent non seulement l’activation immunitaire entraînant des niveaux élevés de cytokines inflammatoires / chimiokines, mais aussi la prolifération massive des lymphocytes T après perfusion de cellules CAR-T15,16. Ainsi, le développement d’une stratégie validée de qualité clinique pour imager les cellules CAR T in vivo permettrait 1) le suivi des cellules CAR T en temps réel in vivo pour surveiller leur trafic vers les sites tumoraux et découvrir les mécanismes potentiels de résistance, et 2) la surveillance de l’expansion des cellules CAR T et potentiellement prédire leurs toxicités telles que le développement de CRS.
Les caractéristiques cliniques d’un SRC léger sont une forte fièvre, de la fatigue, des maux de tête, des éruptions cutanées, de la diarrhée, de l’arthralgie, de la myalgie et un malaise. Dans les CAS plus sévères, les patients peuvent développer une tachycardie/hypotension, une fuite capillaire, un dysfonctionnement cardiaque, une insuffisance rénale/hépatique et une coagulation intravasculaire disséminée17,18. En général, il a été démontré que le degré d’élévation des cytokines, y compris l’interféron-gamma, le facteur de stimulation des colonies de granulocytes-macrophages, l’interleukine (IL)-10 et l’IL-6, est en corrélation avec la gravité des symptômes cliniques17,19. Cependant, l’application étendue de la surveillance des cytokines sériques « en temps réel » pour prédire le SRC est difficile en raison du coût élevé et de la disponibilité limitée. Pour exploiter les caractéristiques bénéfiques de la thérapie par cellules CAR-T, l’imagerie non invasive des lymphocytes T adoptifs peut être potentiellement utilisée pour prédire l’efficacité, les toxicités et la rechute après perfusion de cellules CAR-T.
Plusieurs chercheurs ont mis au point des stratégies pour utiliser l’imagerie à base de radionucléides avec la tomographie par émission de positons (TEP) ou la tomodensitométrie par émission monophotonique (TEMP), qui fournit une haute résolution et une sensibilité élevées20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30 pour le visualisation et surveillance in vivo du trafic de cellules CAR-T. Parmi ces stratégies d’imagerie à base de radionucléides, le symporteur d’iodure de sodium (NIS) a été développé comme une modalité sensible aux cellules d’imagerie et aux virus à l’aide de TEP31,32. L’imagerie des cellules NIS+CAR T avec [18F]TFB-PET est une technologie sensible, efficace et pratique pour évaluer et diagnostiquer l’expansion, le trafic et la toxicité des cellules CAR-T30. Ce protocole décrit 1) le développement de cellules NIS+CAR T par double transduction avec une grande efficacité et 2) une méthodologie d’imagerie des cellules NIS+CAR T avec [18F]TFB-PET scan. Les cellules BCMA-CAR T pour MM sont utilisées comme modèle de preuve de concept pour décrire NIS en tant que rapporteur pour l’imagerie des cellules CAR T. Cependant, ces méthodologies peuvent être appliquées à toute autre thérapie cellulaire CAR-T.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>22 Gauge needle</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8881250206</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>28 gauge insulin syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>329461</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96 well plate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3595</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-human (ETNL) NIS</td>
			<td>Imanis</td>
			<td>REA009</td>
			<td>ETNL antibody binds the cytosolic C-terminus of NIS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-human BCMA, clone 19F2, PE-Cy7</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>357507</td>
			<td>Flow antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-human CD45, clone HI30, BV421</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>304032</td>
			<td>Flow antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-mouse CD45, clone 30-F11, APC-Cy7</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>103116</td>
			<td>Flow antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-rabbit IgG</td>
			<td>R&#38;D</td>
			<td>F0110</td>
			<td>Secondary antibody for NIS staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BCMA-CAR construct, second generation</td>
			<td>IDT, Coralville, IA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD&#160;Cytofix/Cytoperm Fixation/Permeabilization Solution Kit</td>
			<td>BD</td>
			<td>554714</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD3 Monoclonal Antibody (OKT3), PE, eBioscience</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>12-0037-42</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CTS (Cell Therapy Systems) Dynabeads CD3/CD28</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>40203D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CytoFLEX System&#160; B5-R3-V5</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>C04652</td>
			<td>flow cytometer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>D2650-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Syringes with Luer-Lok Tips</td>
			<td>BD</td>
			<td>309646</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Luciferin, Potassium Salt</td>
			<td>Gold Biotechnology</td>
			<td>LUCK-1G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-PBS (Dulbecco&#39;s phosphate-buffered saline)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Phosphate-Buffered Saline</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dynabeads MPC-S (Magnetic Particle Concentrator)</td>
			<td>Applied Biosystems</td>
			<td>A13346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Easy 50 EasySep Magnet</td>
			<td>STEMCELL Technologies</td>
			<td>18002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EasySep Human T Cell Isolation Kit</td>
			<td>STEMCELL Technologies</td>
			<td>17951</td>
			<td>negative selection magnetic beads; 17951RF includes tips and buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>F8067</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A-21235</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inveon Multiple Modality PET/CT scanner</td>
			<td>Siemens Medical Solutions USA, Inc.</td>
			<td>10506989 VFT 000 03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane liquid</td>
			<td>Piramal Critical Care</td>
			<td>66794-017-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Lumina S5 Imaging System</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td>CLS148588</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS&#174; Spectrum In Vivo Imaging System</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td>&#160;124262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipofectamine 3000 Transfection Reagent</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>L3000075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>L34966</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lymphoprep</td>
			<td>STEMCELL Technologies</td>
			<td>07851</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.22 uM, sterile</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>450-0020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.45 uM, sterile</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>450-0045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NOD.Cg-Prkdcscid&#160;Il2rgtm1Wjl/SzJ</td>
			<td>Jackson laboratory</td>
			<td>05557</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPM-2</td>
			<td>DSMZ</td>
			<td>CRL-3273</td>
			<td>multiple myeloma cell line</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pBMN(CMV-copGFP-Luc2-Puro)</td>
			<td>Addgene</td>
			<td>80389</td>
			<td>lentiviral vector encoding luciferase-GFP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10378-016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PMOD software</td>
			<td>PMOD</td>
			<td>PBAS and P3D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pooled Human AB Serum Plasma Derived</td>
			<td>Innovative Research</td>
			<td>IPLA-SERAB-H-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puromycin Dihydrochloride</td>
			<td>MP Biomedicals, Inc.</td>
			<td>0210055210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RoboSep-S</td>
			<td>STEMCELL Technologies</td>
			<td>21000</td>
			<td>Fully Automated Cell Separator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI (Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21870-076</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SepMate-50 (IVD)</td>
			<td>STEMCELL Technologies</td>
			<td>85450</td>
			<td>density gradient separation tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Azide, 5% (w/v)</td>
			<td>Ricca Chemical</td>
			<td>7144.8-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T175 flask</td>
			<td>Corning</td>
			<td>353112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Terrell (isoflurane, USP)</td>
			<td>Piramal Critical Care Inc</td>
			<td>66794-019-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Webcol Alcohol Prep</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>6818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>04-418Q</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dynamic imaging of chimeric antigen receptor t cells with [18f]tetrafluoroborate positron emission tomography/computed tomography

Les lymphocytes T génétiquement modifiés pour exprimer les récepteurs de l’antigène chimérique (CAR) ont montré des résultats sans précédent dans des essais cliniques pivots chez des patients atteints de tumeurs malignes à cellules B ou de myélome multiple (MM). Cependant, de nombreux obstacles limitent l’efficacité et interdisent l’utilisation généralisée des thérapies à base de cellules CAR-T en raison d’un mauvais trafic et d’une infiltration dans les sites tumoraux ainsi que d’un manque de persistance in vivo. De plus, les toxicités potentiellement mortelles, telles que le syndrome de libération de cytokines ou la neurotoxicité, sont des préoccupations majeures. L’imagerie et le suivi efficaces et sensibles des cellules CAR-T permettent l’évaluation du trafic, de l’expansion et de la caractérisation in vivo des lymphocytes T et permettent le développement de stratégies pour surmonter les limites actuelles de la thérapie cellulaire CAR-T. Cet article décrit la méthodologie pour incorporer le symporteur d’iodure de sodium (NIS) dans les cellules CAR T et pour l’imagerie des cellules CAR T en utilisant la tomographie par émission de tétrafluoroborate-positron [18F] ([18F]TFB-PET) dans des modèles précliniques. Les méthodes décrites dans ce protocole peuvent être appliquées à d’autres constructions CAR et gènes cibles en plus de ceux utilisés pour cette étude.

La figure 1 représente les étapes de génération des cellules NIS+BCMA-CAR T. Le jour 0, isolez les PBMC, puis isolez les lymphocytes T par sélection négative. Ensuite, stimulez les lymphocytes T avec des billes anti-CD3/CD28. Le jour 1, transduire les lymphocytes T avec les lentivirus NIS et BCMA-CAR. Aux jours 3, 4 et 5, comptez les lymphocytes T et nourrissez-les avec un milieu pour ajuster la concentration à 1,0 × 106/mL. Pour les lymphocytes T transduites pa...

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Dynamic Imaging of Chimeric Antigen Receptor T Cells with [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography

Ce protocole décrit la méthodologie de suivi non invasif des lymphocytes T génétiquement modifiés pour exprimer les récepteurs d’antigènes chimériques in vivo avec une plate-forme cliniquement disponible.

Imagerie dynamique des lymphocytes T récepteurs de l’antigène chimérique avec [18F]Tomographie par émission de positons tétrafluoroborates/Tomodensitométrie

T cells genetically engineered to express chimeric antigen receptors (CAR) have shown unprecedented results in pivotal clinical trials for patients with B ...

Il n’existe à ce jour aucune plateforme d’imagerie des lymphocytes T du récepteur de l’antigène chimérique validée cliniquement. Le symporteur d’iodure de sodium représente un rapporteur sensible et cliniquement pertinent pour imager les cellules Car T par TEP. L’imagerie TEP TLP des cellules CAR T NIS permet aux chercheurs de suivre de manière non invasive les cellules infusées in vivo et a le potentiel de prédire l’efficacité et la toxicité de la thérapie par cellules CAR-T.L’imagerie efficace des cellules CAR-T permet l’évaluation du trafic et de l’expansion des cellules T et permet le développement de stratégies pour surmonter les limites. La méthode décrite dans ce protocole est simple et peut être appliquée à d’autres constructions CAR au-delà de celles présentées dans cette étude. Commencez par isoler les cellules mononucléaires du sang périphérique ou les PBMC de l’échantillon de sang en utilisant la technique du gradient de densité standard.Pour ce faire, ajoutez doucement 15 millilitres de milieu de gradient de densité à un tube de séparation de gradient de densité de 50 millilitres évitant la formation de bulles. Pour éviter le piégeage cellulaire, diluer l’échantillon de sang avec du PBS contenant 2% de FBS à un rapport de volume de un pour un et transférer doucement le sang dilué sur le milieu de gradient de densité sans rompre l’interface entre les deux. Ensuite, centrifugez le tube de séparation à 1 200 fois G pendant 10 minutes à température ambiante.Recueillir le surnageant dans un tube conique frais de 50 millilitres, laver les cellules avec du PBS contenant 2% de FBS en remplissant le tube jusqu’à 50 millilitres et en centrifugant le tube à 300 fois G pendant huit minutes à température ambiante. Aspirer le surnageant avant de remettre en suspension les cellules granulées dans 50 millilitres de PBS contenant 2% de FBS. Remettre en suspension les PBMC granulés dans des PBS contenant 2% de FBS à une concentration de 50 fois 10 à la sixième cellule par millilitre.Répétez le lavage dans un tube frais de 50 millilitres. Comptez le nombre de cellules, puis centrifugez la suspension cellulaire à 300 fois G pendant huit minutes à température ambiante. Pour l’isolement des lymphocytes T, transférez les PBMC isolés dans un tube inférieur rond en polystyrène de 14 millilitres.Utilisez ensuite un kit de billes magnétiques à sélection négative pour isoler les lymphocytes T en plaçant les PBMC dans un cocktail d’anticorps à sélection négative dans un séparateur de cellules entièrement automatisé. Après l’isolement des lymphocytes T, comptez les cellules et cultivez les cellules dans un milieu d’expansion des lymphocytes T ou MTC à une concentration de deux fois 10 à la sixième cellule par millilitre. Ensuite, mélangez le flacon contenant les billes anti-CD3/CD28 en faisant tourbillonner et pipettez le volume requis de perles dans un tube de microcentrifugation stérile de 1,5 millilitre.Pour le lavage, remettez en suspension les billes dans un millilitre de MTC avant de placer le tube sur un aimant pendant une minute et aspirez le surnageant. Après avoir retiré le tube de l’aimant, remettez en suspension les billes lavées dans un millilitre de MTC et répétez le lavage deux fois. Remettre en suspension les billes lavées dans un millilitre de MTC pour les transférer dans la culture de lymphocytes T, puis diluer la suspension de billes de lymphocytes T avec de la MTC à une concentration de 1,0 fois 10 à la sixième cellule par millilitre avant de la transférer dans une plaque de six puits traitée par culture tissulaire.Incuber la plaque du puits à 37 degrés Celsius et 5% de dioxyde de carbone. Pour progresser dans la transduction des lentivirus, décongeler les lentivirus congelés dans des récepteurs d’antigènes chimériques ou un symporteur d’iodure de sodium à quatre degrés Celsius. Après 24 à 48 heures de stimulation des lymphocytes T, mélangez les lymphocytes T pour briser les grappes et ajoutez le lentivirus fraîchement décongelé aux cellules à une multiplicité d’infection de cinq.Incuber les lymphocytes T transductés à 37 degrés Celsius et 5% de dioxyde de carbone. Les troisième, quatrième et cinquième jours d’incubation, comptez les lymphocytes T transductés et ajustez la concentration cellulaire à 1,0 fois 10 à la sixième cellule par millilitre en ajoutant de la MTC fraîche préchauffée. Pour les lymphocytes T transduites par le NIS porteurs du gène de résistance à la puromycine, traitez les cellules avec un microgramme par millilitre de dichlorhydrate de puromycine aux troisième, quatrième et cinquième jours.Le sixième jour, divisez les amas de lymphocytes T et retirez les billes anti-CD3/CD28 des lymphocytes T transductés en plaçant la plaque sur un aimant pendant une minute. Replacez ensuite les cellules collectées dans la culture à une concentration de 1,0 fois 10 à la sixième cellule par millilitre. Laver une aliquote de la culture de lymphocytes T contenant 50 000 cellules avec tampon d’écoulement et remettre en suspension les cellules avec 50 microlitres de tampon d’écoulement.Pour détecter l’expression de la CAR, colorez les lymphocytes T avec un microlitre d’anticorps anti-souris de chèvre. Pour exclure les cellules mortes, ajoutez 0,3 microlitre d’Aqua LIVE/DEAD. Incuber les cellules colorées dans l’obscurité à température ambiante.Après 15 minutes, lavez les cellules avec 150 microlitres de tampon d’écoulement à 650 fois G pendant trois minutes à quatre degrés Celsius. Pour fixer et perméabiliser les cellules colorées, incuber les cellules avec 100 microlitres de milieu de fixation pendant 20 minutes à quatre degrés Celsius. Ensuite, lavez les cellules deux fois avec 100 microlitres d’un tampon contenant un agent de perméabilisation cellulaire tel que la saponine et la centrifugeuse.Après le lavage, remettre en suspension les cellules perméabilisées dans 50 microlitres d’un tampon perméabilisant. Ajoutez ensuite 0,3 nanogramme d’anticorps anti-humain ETNL NIS et incubez à quatre degrés Celsius. Après une heure d’incubation, lavez les cellules en ajoutant 150 microlitres de tampon d’écoulement et de centrifugeuse comme démontré.Ensuite, incubez les cellules avec 50 microlitres de tampon d’écoulement contenant 2,5 microlitres d’anticorps secondaires anti-lapin pendant 30 minutes à quatre degrés Celsius. Après avoir lavé les lymphocytes T comme démontré, remettez les cellules en suspension dans 200 microlitres de tampon d’écoulement pour effectuer une cytométrie en flux. Déterminez ensuite l’efficacité de transduction des cellules.Le huitième jour, comptez et faites tourner les lymphocytes T à 300 fois G pendant huit minutes à quatre degrés Celsius avant de réutiliser la pastille cellulaire avec un milieu de congélation à une concentration de 10 fois 10 à la sixième cellule par millilitre. Transférer un millilitre de la suspension cellulaire dans chaque flacon cryogénique étiqueté pour le conserver au congélateur à moins 80 degrés Celsius pendant 48 heures. Après 48 heures, transférer les lymphocytes T dans de l’azote liquide.Préparez les souris auxquelles on a injecté des cellules CAR T BCMA POSITIVES AU NIS pour l’imagerie TEP/TDM en pesant les souris et en retirant les étiquettes d’oreille en métal. Injecter ensuite 9,25 mégabecquerels de tétrafluoroborate F18 fraîchement préparé dans la souris par voie intraveineuse par injection de veine caudale. Après 45 minutes de période d’absorption, procédez à l’acquisition d’images PET statiques d’une souris anesthésiée pendant 15 minutes, suivies d’une acquisition d’images CT pendant cinq minutes avec une rotation à 360 degrés et 180 projections.Dans cette analyse représentative, la co-transduction de deux virus dans les lymphocytes T a généré des cellules CAR T BCMA POSITIVES au SNI où plus de 90 % des cellules étaient positives au SNI. L’analyse de la cinétique de croissance des lymphocytes T de zéro à huit jours a révélé que l’incorporation de BCMA CAR et de NIS n’avait pas d’impact significatif sur l’expansion des lymphocytes T par rapport aux cellules non transduites. Dans l’analyse cytométrique en flux d’OPM-2, les cellules transduites avec le lentivirus représentaient l’expression de GFP lors du traitement par puromycine.Les souris recevant des cellules OPM-2 positives à la luciférase BCMA ont été soumises à une imagerie par bioluminescence pour confirmer la greffe de cellules OPM-2. L’imagerie TEP de la souris administrée au tétrafluoroborate F18 a révélé une distribution de cellules CAR T BCMA POSITIVE AU SNIS dans les différents organes et la moelle osseuse. De plus, les cellules de moelle osseuse prélevées sur la souris présentaient la greffe de cellules OPM-2 et l’administration des cellules CAR T BCMA POSITIVES au NIS dans la moelle osseuse.Pour une imagerie de haute qualité des cellules CAR-T infusées, il est important de suivre les étapes du protocole de génération de cellules CAR T NIS et de confirmer la présence de fractions positives NIS et CAR doubles.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Dynamic Imaging of Chimeric Antigen Receptor T Cells with [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography

Live Imaging to Study Microtubule Dynamic Instability in Taxane-resistant Breast Cancers

Imagerie en direct pour l&#39;étude microtubules Instabilité dynamique dans les cancers du sein taxane-résistantes

Taxanes such as docetaxel belong to a group of microtubule-targeting agents (MTAs) that are commonly relied upon to treat cancer. However, taxane ...

Recherche

Recherche en cancérologie

Utilizing 18F-FDG PET/CT Imaging and Quantitative Histology to Measure Dynamic Changes in the Glucose Metabolism in Mouse Models of Lung Cancer

Utilizing 18F-FDG PET/CT Imaging and Quantitative Histology to Measure Dynamic Changes in the Glucose Metabolism in Mouse Models of Lung Cancer

Utilisant l’imagerie 18F-FDG TEP/CT et histologie Quantitative pour mesurer des changements dynamiques dans le métabolisme du Glucose dans des modèles murins de cancer du poumon

A hallmark of advanced tumors is a switch to aerobic glycolysis that is readily measured by [18F]-2-fluoro-2-deoxy-D-glucose positron emission tomography ...

Fluorescence Molecular Tomography for In Vivo Imaging of Glioblastoma Xenografts

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Fluorescence moléculaire tomographie pour l’imagerie In Vivo des xénogreffes de glioblastome

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Multimodal Bioluminescent and Positronic-emission Tomography/Computational Tomography Imaging of Multiple Myeloma Bone Marrow Xenografts in NOG Mice

Multimodal bioluminescentes et émission positronique tomographie/Computational imagerie par tomographie des xénogreffes de moelle osseuse de myélome Multiple chez les souris NOG

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Manufacturing Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cells for Adoptive Immunotherapy

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Fabrication de cellules T de récepteur d'antigène chimérique (CAR) pour l'immunothérapie adoptive

Adoptive immunotherapy holds promise for the treatment of cancer and infectious disease. We describe a simple approach to transduce primary human T cells ...

Using Human Induced Pluripotent Stem Cells for the Generation of Tumor Antigen-specific T Cells

Utilisation de cellules souches pluripotentes induites par l'homme pour la génération de lymphocytes T spécifiques à l'antigène tumoral

The generation and expansion of functional T cells in vitro can lead to a broad range of clinical applications. One such use is for the treatment of ...

Management of Respiratory Motion Artefacts in 18F-fluorodeoxyglucose Positron Emission Tomography using an Amplitude-Based Optimal Respiratory Gating Algorithm

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Gestion des artefacts de mouvement respiratoire dans 18tomographie par émission de positron de F-fluorodeoxyglucose à l’aide d’un algorithme optimal de gating respiratoire basé sur l’amplitude

Positron emission tomography (PET) combined with X-ray computed tomography (CT) is an important molecular imaging platform that is required for accurate ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Analyse pathologique des métastases pulmonaires après injection latérale de cellules tumorales dans la veine caudale

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Positron Emission Tomography-based Dose Painting Radiation Therapy in a Glioblastoma Rat Model using the Small Animal Radiation Research Platform

Radiothérapie par peinture de dose basée sur la tomographie par émission de positons dans un modèle de rat de glioblastome à l’aide de la plate-forme de recherche sur les rayonnements de petits animaux

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