Name: optogenetic phase transition of tdp-43 in spinal motor neurons of zebrafish larvae
Uploaded: 2022-02-25T12:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Optogenetic Phase Transition of TDP-43 in Spinal Motor Neurons of Zebrafish Larvae at JoVE.com

Diese Arbeit wurde von SERIKA FUND (KA), KAKENHI Grant Nummern JP19K06933 (KA) und JP20H05345 (KA) unterstützt.

Alle Fischarbeiten wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren des Institutional Animal Care and Use Committee (Zulassungskennnummer 24-2) des National Institute of Genetics (Japan) durchgeführt, das eine Tierschutzgarantie (Assurance-Nummer A5561-01) beim Office of Laboratory Animal Welfare der National Institutes of Health (NIH, USA).
1. Aufbau von BACs zur Expression des optogenetischen TDP-43-Gens aus dem mnr2b-Promotor</stro...

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	<li>Brangwynne, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+transitions+and+size+scaling+of+membrane-less+organelles.">Phase transitions and size scaling of membrane-less organelles.</a> Journal of Cell Biology. 203 (6), 875-881 (2013).</li><li>Hyman, A. A., Weber, C. A., Julicher, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liquid-liquid+phase+separation+in+biology.">Liquid-liquid phase separation in biology.</a> Annual Review of Cell and Developmental Biology. 30, 39-58 (2014).</li><li>Lennox, A. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+Binding+Antagonizes+Neurotoxic+Phase+Transitions+of+TDP-43.">RNA Binding Antagonizes Neurotoxic Phase Transitions of TDP-43.</a> Neuron. 102 (2), 321-338 (2019).</li><li>Asakawa, K., Handa, H., Kawakami, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+modulation+of+TDP-43+oligomerization+accelerates+ALS-related+pathologies+in+the+spinal+motor+neurons.">Optogenetic modulation of TDP-43 oligomerization accelerates ALS-related pathologies in the spinal motor neurons.</a> Nature Communications. 11 (1), 1004 (2020).</li><li>Otte, C. 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Die mnr2b-BAC-vermittelte Expression von opTDP-43h und EGFP-TDP-43z im Zebrafisch bietet eine einzigartige Möglichkeit für die Live-Bildgebung des TDP-43-Phasenübergangs in den spinalen Motoneuronen. Die optische Transparenz des Körpergewebes von Zebrafischlarven ermöglicht die einfache und nichtinvasive optogenetische Stimulation von opTDP-43h. Vergleiche zwischen einzelnen spinalen Motoneuronen im Laufe der Zeit zeigten, dass die lichtabhängige Oligomerisierung von opTDP-43h seine zytoplasmatische Cluste...

Ribonukleoprotein (RNP)-Granula steuern eine Vielzahl von zellulären Aktivitäten im Zellkern und Zytoplasma, indem sie membranlose Trennwände über Flüssig-Flüssig-Phasentrennung (LLPS) zusammensetzen, ein Phänomen, bei dem eine homogene Flüssigkeit in zwei verschiedene flüssige Phasen zerlegt1,2. Das dysregulierte LLPS von RNA-bindenden Proteinen, die normalerweise als RNP-Granulatkomponenten fungieren, fördert einen abnormalen Phasenübergang, der zur Proteinaggregation führt. Dieser Prozess wurde mit neurologischen Entwicklungs- und neurodegenerativen Erkrankungen in Verbindung gebracht3,4,5. Die genaue Bewertung eines kausalen Zusammenhangs zwischen aberrantem LLPS von RNA-bindenden Proteinen und der Krankheitspathogenese ist entscheidend dafür, ob und wie LLPS als wirksames therapeutisches Ziel genutzt werden kann. LLPS von RNA-bindenden Proteinen ist relativ einfach in vitro und in einzelligen Modellen zu untersuchen, ist aber in mehrzelligen Organismen, insbesondere bei Wirbeltieren, schwierig. Eine kritische Voraussetzung für die Analyse eines solchen LLPS in einzelnen Zellen innerhalb einer Gewebeumgebung besteht darin, eine Sonde für die Bildgebung und Manipulation von LLPS in einem krankheitsgefährdeten Zelltyp von Interesse stabil auszudrücken.
Die Amyotrophe Lateralsklerose (ALS) ist eine letztlich tödliche neurologische Erkrankung, bei der Motoneuronen des Gehirns und des Rückenmarks durch Degeneration selektiv und progressiv verloren gehen. Bis heute wurden Mutationen in mehr als 25 Genen mit der vererbbaren (oder familiären) Form von ALS in Verbindung gebracht, die 5% -10% der gesamten ALS-Fälle ausmacht, und einige dieser ALS-verursachenden Gene kodieren RNA-bindende Proteine, die aus RNPs bestehen, wie hnRNPA1, TDP-43 und FUS6,7. Darüber hinaus ist die sporadische Form von ALS, die 90% -95% der gesamten ALS-Fälle ausmacht, durch die zytoplasmatische Aggregation von TDP-43 gekennzeichnet, die in degenerierenden Motoneuronen abgelagert wird. Ein Hauptmerkmal dieser ALS-assoziierten RNA-bindenden Proteine sind ihre intrinsisch ungeordneten Regionen (IDRs) oder Domänen mit geringer Komplexität, denen geordnete dreidimensionale Strukturen fehlen und die schwache Protein-Protein-Interaktionen mit vielen verschiedenen Proteinen vermitteln, die LLPS antreiben7,8. Die Tatsache, dass ALS-verursachende Mutationen häufig in den IDRs auftreten, hat zu der Idee geführt, dass aberrantes LLPS und Phasenübergang dieser ALS-verwandten Proteine der ALS-Pathogenese zugrunde liegen könnten9,10.
Vor kurzem wurde die optoDroplet-Methode, eine Cryptochrome 2-basierte optogenetische Technik, die die Modulation von Protein-Protein-Interaktionen durch Licht ermöglicht, entwickelt, um den Phasenübergang von Proteinen mit IDRs11 zu induzieren. Da diese Technik erfolgreich auf TDP-43 ausgeweitet wurde, hat sie begonnen, die Mechanismen aufzudecken, die dem pathologischen Phasenübergang von TDP-43 und der damit verbundenen Zytotoxizität zugrunde liegen12,13,14,15. In diesem Protokoll skizzieren wir eine genetische Methode zur Abgabe eines optogenetischen TDP-43 an ALS-gefährdete Zelltypen, nämlich spinale Motoneuronen im Zebrafisch unter Verwendung des BAC für das mnr2b/mnx2b-Gen, das für ein homöodomänes Protein für die Motoneuronspezifikation kodiert16,17. Die hohe Transluzenz von Zebrafischlarven ermöglicht eine einfache, nichtinvasive Lichtstimulation des optogenetischen TDP-43, die seinen Phasenübergang in den spinalen Motoneuronen auslöst. Wir präsentieren auch einen grundlegenden Workflow für die Live-Bildgebung der Zebrafisch-Spinalmotorneuronen und die Bildanalyse mit der frei verfügbaren Fiji/ImageJ-Software, um die Reaktionen des optogenetischen TDP-43 auf die Lichtstimulation zu charakterisieren. Diese Methoden ermöglichen eine Untersuchung des TDP-43-Phasenübergangs in einer ALS-gefährdeten zellulären Umgebung und sollten dazu beitragen, seine pathologischen Folgen auf zellulärer und Verhaltensebene zu untersuchen.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>FV1200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epifluorescence microscope</td>
			<td>ZEISS</td>
			<td>Axioimager Z1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence stereomicroscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>MZ16FA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass base dish</td>
			<td>IWAKI</td>
			<td>3910-035</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>MEE</td>
			<td>CN-25C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED panel</td>
			<td>Nanoleaf Limited</td>
			<td>Nanoleaf AURORA smarter kit</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mupid-2plus</td>
			<td>TAKARA</td>
			<td>AD110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NucleoBond BAC100</td>
			<td>MACHEREY-NAGEL</td>
			<td>740579</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NuSieve GTG Agarose</td>
			<td>LONZA</td>
			<td>50181</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective lens</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>XLUMPlanFL N 20&#215;/1.00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective lens</td>
			<td>ZEISS</td>
			<td>Plan-Neofluar 5x/0.15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical power meter</td>
			<td>HIOKI</td>
			<td>3664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical sensor</td>
			<td>HIOKI</td>
			<td>9742-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenol red solution 0.5%</td>
			<td>Merck</td>
			<td>P0290-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrimeSTAR GXL DNA Polymerase</td>
			<td>TAKARA</td>
			<td>R050A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>QIAquick Gel Extraction Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>28704</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Six-well dish</td>
			<td>FALCON</td>
			<td>353046</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spectrometer probe BLUE-Wave</td>
			<td>StellerNet Inc.</td>
			<td>VIS-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe needle</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>NN-2725R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TaKaRa Ex Taq</td>
			<td>TAKARA</td>
			<td>RR001A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A5040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zebrafish BAC clone CH211-172N16</td>
			<td>BACPAC Genomics</td>
			<td>CH211-172N16</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optogenetic phase transition of tdp-43 in spinal motor neurons of zebrafish larvae

Abnormale Proteinaggregation und selektive neuronale Vulnerabilität sind zwei Hauptmerkmale neurodegenerativer Erkrankungen. Kausale Zusammenhänge zwischen diesen Merkmalen können durch die Kontrolle des Phasenübergangs eines krankheitsassoziierten Proteins in einem anfälligen Zelltyp abgefragt werden, obwohl dieser experimentelle Ansatz bisher begrenzt war. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Induktion des Phasenübergangs des RNA/DNA-bindenden Proteins TDP-43 in spinalen Motoneuronen von Zebrafischlarven zur Modellierung der zytoplasmatischen Aggregation von TDP-43, die in degenerierenden Motoneuronen bei amyotropher Lateralsklerose (ALS) auftritt. Wir beschreiben eine auf einem bakteriellen künstlichen Chromosom (BAC) basierende genetische Methode, um eine optogenetische TDP-43-Variante selektiv an spinale Motoneuronen von Zebrafischen abzugeben. Die hohe Transluzenz von Zebrafischlarven ermöglicht den Phasenübergang des optogenetischen TDP-43 in den spinalen Motoneuronen durch eine einfache äußere Beleuchtung mittels einer Leuchtdiode (LED) gegen hemmungslose Fische. Wir präsentieren auch einen grundlegenden Workflow der Live-Bildgebung der Zebrafisch-Spinalmotorneuronen und der Bildanalyse mit frei verfügbarer Fiji / ImageJ-Software, um die Reaktionen des optogenetischen TDP-43 auf die Lichtbeleuchtung zu charakterisieren. Dieses Protokoll ermöglicht die Charakterisierung des TDP-43-Phasenübergangs und der Aggregatbildung in einer ALS-gefährdeten zellulären Umgebung, was eine Untersuchung seiner zellulären und Verhaltensfolgen erleichtern sollte.

Live-Bildgebung von optogenetischen und nicht-optogenetischen TDP-43-Proteinen in den mnr2b+ spinalen Motoneuronen von Zebrafischlarven Um den TDP-43-Phasenübergang in den spinalen Motoneuronen im Zebrafisch zu induzieren, wurde ein menschliches TDP-43h, das mit mRFP1 bzw. CRY2olig22 an den N- bzw. C-Termini markiert ist, konstruiert und als opTDP-43h14 bezeichnet (Abbildung 1A). D...

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Optogenetic Phase Transition of TDP-43 in Spinal Motor Neurons of Zebrafish Larvae

Wir beschreiben ein Protokoll zur Induktion des Phasenübergangs des TAR-DNA-bindenden Proteins 43 (TDP-43) durch Licht in den spinalen Motoneuronen am Beispiel des Zebrafisches.

Optogenetischer Phasenübergang von TDP-43 in spinalen Motoneuronen von Zebrafischlarven

Abnormal protein aggregation and selective neuronal vulnerability are two major hallmarks of neurodegenerative diseases. Causal relationships between ...

Dieses Protokoll ermöglicht es uns also, pathologische Phasenübergänge von TDP-43 zu induzieren und ihre zellulären Folgen in den spinalen Motoneuronen in vivo zu adressieren, was für das Verständnis relevant ist, warum Motoneuronen bei ALS degenerieren. Durch die hohe Transparenz der Zebrafischlarven sind die Motoneuronen im Rückenmark direkt sichtbar. So kann man das dynamische Verhalten von TDP-43 visualisieren, das Phasenübergänge in einzelnen spinalen Motoneuronen durchläuft.Diese Methode bietet ein neuartiges Tiermodell von ALS. Wir glauben, dass jede Methode, die den lichtinduzierten TDP-43-Phasenübergang und die Aggregation in diesem ALS-Modell verhindern kann, ein potenzieller Kandidat für die ALS-Therapie sein könnte. Andere ALS-bezogene Proteine mit intrinsisch gestörten Regionen können exprimiert werden, um die Neurotoxizität zu untersuchen, die mit den abnormalen Phasenübergängen verbunden ist.Der Schlüssel zum Erfolg bei diesem Ansatz liegt darin, das optogenetische TDP-43 in den spinalen Motoneuronen auf ungiftiger Ebene zu exprimieren. Bac-Transgenese ist ein zeitaufwendiger Schritt, aber sobald Sie einen richtigen transgenen Fisch erzeugt haben, sind die folgenden Schritte relativ einfacher und unkomplizierter. Schalten Sie zunächst die Leuchtdiode oder das LED-Panel ein, indem Sie die zugehörige Anwendung verwenden, die auf einem Tablet oder Smartphone installiert ist.Als nächstes legen Sie die Spektrometersonde in einen leeren Brunnen einer 6-Well-Schüssel. Stellen Sie dann mit der Anwendung das LED-Licht auf eine Wellenlänge von 456 nm ein. Platzieren Sie den optischen Sensor eines optischen Leistungsmessers in der leeren Vertiefung und stellen Sie die Leistung des LED-Lichts ein.Stellen Sie dann die Schüssel mit der LED-Panel-Einstellung bei 28 ° C in einen Inkubator.Für die Bildgebung der Zebrafischlarven, die optogenetische TDP-43 exprimieren, dekreionieren Sie die doppelt transgenen Fische und betäuben Sie sie in einem E3-Puffer, der 250 g / ml Trican enthält. Als nächstes 1% Agarose mit niedriger Schmelztemperatur, die 250 g / ml Ethyl-3-Aminobenzoat-Methansulfonat enthält, bei 42 ° C vorheizen.Dann einen Tropfen der Agarose auf die Glasgrundschale geben. Der Durchmesser des kuppelförmigen Agarosetropfens auf der Glasschale sollte 8 bis 10 mm betragen.Als nächstes geben Sie mit einer Pasteur-Pipette den betäubten Fisch zur Agarose auf der Glasschale. Minimieren Sie die Menge an E3-Puffer, die der Agarose zusammen mit dem Fisch hinzugefügt wird. Mischen Sie dann einige Male durch Pipettieren.Halten Sie den Fisch während der Erstarrung der Agarose mit einer Spritzennadel auf der Seite, so dass sich das Rückenmark in einer geeigneten horizontalen Position befindet. Nachdem die Agarose erstarrt ist, fügen Sie ein paar Tropfen E3-Puffer auf den kuppelförmigen Agarose-montierten Fisch hinzu. Mit einem konfokalen Mikroskop, das mit einer 20-fachen Wasserimmersionsobjektivlinse ausgestattet ist, erfassen Sie serielle konfokale Z-Abschnitte des Rückenmarks.Fügen Sie die Kloake auf der ventralen Seite des Fisches in den interessierenden Regionen als Referenz hinzu, um die Wirbelsäulensegmente über die Zeitpunkte hinweg zu identifizieren und zu vergleichen. Sobald die Bildgebung abgeschlossen ist, verwenden Sie eine Spritzennadel, um die Agarose vorsichtig zu knacken und den Fisch aus der Agarose zu entfernen. Halten Sie die Zeit, in der der Fisch in die Agarose eingebettet ist, so kurz wie möglich, obwohl die Einbettung von Agarose für weniger als 30 Minuten die Lebensfähigkeit des Fisches nicht beeinträchtigt.Fügen Sie 7,5 ml E3-Puffer in einen Brunnen einer 6-Well-Schüssel hinzu und legen Sie den abgebildeten doppelt transgenen Fisch in diesen Brunnen. Platzieren Sie dann die Schüssel auf dem LED-Panel, halten Sie die Schüssel und das LED-Panel mit einem Abstandshalter 5 mm voneinander entfernt und schalten Sie das blaue LED-Licht ein. Bewahren Sie einige doppelt transgene Fische in einer separaten 6-Well-Schüssel auf, die mit Aluminiumfolie für unbeleuchtete Kontrollfische bedeckt ist.Nach der gewünschten Beleuchtungszeit wurde das Rückenmark des beleuchteten Fisches wie zuvor gezeigt abgebildet. Die zytoplasmatische Verlagerung des opTDP-43h in einzelnen spinalen Motoneuronen wurde durch Trennung der bei 48 aufgenommenen Bilder der z-Serie visualisiert. und 72 Stunden nach der Befruchtung in jeden EGFP-TDP-43z- und opTDP-43h-Kanal.Aus Projektionsbildern mit maximaler Intensität von EGFP-TDP-43z, einem einzelnen isolierten Spinalneuron, das bei beiden 48 identifizierbar ist. und 72 Stunden nach der Befruchtung wurde ausgewählt. Regionen von Interesse, die die Somas der Motoneuronen abdecken, wurden festgelegt, indem der Rand des EGFP-Signals bei 48 verfolgt wurde.und 72 Stunden nach der Befruchtung. Die normalisierte Fluoreszenzintensität entlang der Hauptachse des Somas wurde aufgetragen. Und 48 Stunden nach der Befruchtung überlappten sich die Muster beider Signale weitgehend.Im Gegensatz dazu wurde der Peak für das opTDP-43h-Signal nach 72 Stunden in der Region gefunden, in der das EGFP-TDP-43z-Signal niedrig war, was auf die zytoplasmatische Verlagerung von opTDP-43h hinweist. Um die OpTDP-43h- und EGFP-TDP-43z-Signale vor und nach der Blaulichtstimulation zu quantifizieren, wurden bei 48 einige Slices-Projektionsbilder für jeden Kanal der gleichen Z-Serie-Bilder erzeugt. und 72 Stunden nach der Befruchtung.Von den vier untersuchten mnr2b+-Zellen zeigte Zelle 1 insbesondere ein gesättigtes EGFP-TDP-43z-Signal. Die relativen Mengen von opTDP-43h zu EGFP-TDP-43z wurden berechnet, indem der RFP-Wert durch den GFP-Wert dividiert wurde. Die Zellen 2 bis 4 zeigten nach blauer Lichtbeleuchtung abnehmende opTDP-43h-Werte an.Es ist wichtig, die Zeit zu minimieren, in der die Fische in die Agarose eingebettet sind, um sie gesund zu halten. Durch die Anpassung der Intensität und Dauer der LED-Beleuchtung steuern wir den TDP-43-Phasenübergang auf temporär regulierte Weise, was dazu beitragen kann, das Fortschreiten des pathologischen TDP-43-Phasenübergangs im Motoneuron zu sezieren.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

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Dissection und Kultur kommissuralen Nervenzellen aus embryonalen Rückenmark

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Forschung

Neurowissenschaften

Optogenetic Activation of Zebrafish Somatosensory Neurons using ChEF-tdTomato

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Optogenetische Aktivierung der Zebrafisch Somatosensory Neuronen mit Chef-tdTomato

Larval  zebrafish are emerging as a model for describing the development and function  of simple neural circuits. Due to their  external fertilization, ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica Video (Video) | JoVE

Extrazellulär identifizieren Motor Neurons für einen Muscle Motor Pool in<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion Video (Video) | JoVE

Optogenetische Störung der neuronalen Aktivität mit Laser Illumination in Semi-intakt<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafisch<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Vorbereitung für elektrophysiologische Aufzeichnungen von Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Retrograde Neuroanatomical Tracing of Phrenic Motor Neurons in Mice

Retrograde neuroanatomischen Tracing der Phrenicus Motoneuronen bei Mäusen

Phrenic motor neurons are cervical motor neurons originating from C3 to C6 levels in most mammalian species. Axonal projections converge into phrenic ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

Tracking von Drosophila Larven Verhalten als Reaktion auf optogenetische Stimulation der olfaktorischen Neuronen

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Isolation and Culture of Oculomotor, Trochlear, and Spinal Motor Neurons from Prenatal Islmn:GFP Transgenic Mice

Isolation and Culture of Oculomotor, Trochlear, and Spinal Motor Neurons from Prenatal Islmn:GFP Transgenic Mice

Isolation und Kultur von Okulomotor, Trochlea, und Spinal Motor Neuronen von pränatalen Islmn:GFP Transgene Mäuse

Oculomotor neurons (CN3s) and trochlear neurons (CN4s) exhibit remarkable resistance to degenerative motor neuron diseases such as amyotrophic lateral ...

Measuring Glucose Uptake in Drosophila Models of TDP-43 Proteinopathy

Measuring Glucose Uptake in Drosophila Models of TDP-43 Proteinopathy

Messung der Glukoseaufnahme in Drosophila-Modellen der TDP-43-Proteinopathie

Amyotrophic lateral sclerosis is a neurodegenerative disorder causing progressive muscle weakness and death within 2-5 years following diagnosis. Clinical ...

In Vivo Wireless Optogenetic Control of Skilled Motor Behavior

In Vivo Wireless Optogenetic Control of Skilled Motor Behavior

Im lebenden Organismus Drahtlose optogenetische Steuerung des motorischen Verhaltens

Fine motor skills are essential in everyday life and can be compromised in several nervous system disorders. The acquisition and performance of these ...