Name: a simple microfluidic chip for long-term growth and imaging of caenorhabditis elegans
Uploaded: 2022-04-11T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans at JoVE.com

Si ringrazia CIFF imaging facility, NCBS per l'utilizzo dei microscopi confocali supportati dal DST - Centre for Nanotechnology (No. SR/55/NM-36-2005). Ringraziamo i finanziamenti per la ricerca di DBT (SPK), CSIR-UGC (JD), DST (SM), DBT (SM), disco rotante supportato da DAE-PRISM 12-R&D-IMS-5.02.0202 (SPK e Gautam Menon) e HHMI-IECS grant number 55007425 (SPK). I ceppi HB101, PS3239 e wdIs51 sono stati forniti dal Caenorhabditis Genetics Center (CGC), finanziato dall'Ufficio NIH dei programmi di infrastruttura di ricerca (P40 OD010440). S.P.K. ha realizzato jsIs609 nel laboratorio di Mike Nonet.

1. Fabbricazione di dispositivi di crescita e imaging
<ol><li>Fabbricazione di stampi SU8<ol><li>Progettare i modelli 1 (strato di flusso) e 2 (strato di controllo) utilizzando forme rettangolari in un software di elaborazione testi (o un software CAD di progettazione assistita da computer) e stampare le fotomaschere con l'aiuto di un plotter laser con una dimensione minima di 8 μm su pellicola a base di poliestere (Figura 1).</li>
		<li>Tagliare i wafer di silicone in pe...

<ol>
	<li>Doitsidou, M., Poole, R. J., Sarin, S., Bigelow, H., Hobert, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+Mutant+Identification+with+a+One-Step+Whole-Genome-Sequencing+and+SNP+Mapping+Strategy.">C. elegans Mutant Identification with a One-Step Whole-Genome-Sequencing and SNP Mapping Strategy.</a> PloS One. 5 (11), 15435 (2010).</li><li>Hobert, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenesis+in+the+nematode+Caenorhabditis+elegans.">Neurogenesis in the nematode Caenorhabditis elegans.</a> WormBook. The C. elegans. Research Community, WormBook. , (2010).</li><li>Mondal, S., Ahlawat, S., Rau, K., Venkataraman, V., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo+neuronal+transport+in+genetic+model+organisms+using+microfluidic+devices.">Imaging in vivo neuronal transport in genetic model organisms using microfluidic devices.</a> Traffic. 12 (4), 372-385 (2011).</li><li>Steele, L. M., Sedensky, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Approaches+to+Anesthetic+Mechanisms:+The+C.+elegans+Model.">Approaches to Anesthetic Mechanisms: The C. elegans Model.</a> Methods in Enzymology. 602, 133-151 (2018).</li><li>San-Miguel, A., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics+as+a+tool+for+C.+elegans+research.">Microfluidics as a tool for C. elegans research.</a> WormBook. The C. elegans. Research Community, WormBook. , (2013).</li><li>C&#225;ceres, I. C., Valmas, N., Hilliard, M. A., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laterally+orienting+C.+elegans+using+geometry+at+microscale+for+high-throughput+visual+screens+in+neurodegeneration+and+neuronal+development+studies.">Laterally orienting C. elegans using geometry at microscale for high-throughput visual screens in neurodegeneration and neuronal development studies.</a> PloS One. 7 (4), 35037 (2012).</li><li>Ai, X., Zhuo, W., Liang, Q., McGrath, P. T., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+device+for+size+based+separation+of+C.+elegans+developmental+stages.">A high-throughput device for size based separation of C. elegans developmental stages.</a> Lab on a Chip. 14 (10), 1746-1752 (2014).</li><li>Chung, K., Crane, M. M., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+on-chip+rapid+microscopy,+phenotyping+and+sorting+of+C.+elegans.">Automated on-chip rapid microscopy, phenotyping and sorting of C. elegans.</a> Nature Methods. 5 (7), 637-643 (2008).</li><li>Desta, I. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detecting+and+Trapping+of+a+Single+C.+elegans+Worm+in+a+Microfluidic+Chip+for+Automated+Microplate+Dispensing.">Detecting and Trapping of a Single C. elegans Worm in a Microfluidic Chip for Automated Microplate Dispensing.</a> SLAS Technology. 22 (4), 431-436 (2017).</li><li>Ben-Yakar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Content+and+High-Throughput+In+Vivo+Drug+Screening+Platforms+Using+Microfluidics.">High-Content and High-Throughput In Vivo Drug Screening Platforms Using Microfluidics.</a> Assay and Drug Development Technologies. 17 (1), 8-13 (2019).</li><li>Mondal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+microfluidics+providing+high-resolution+and+high-throughput+screening+of+Caenorhabditis+elegans+poly-glutamine+aggregation+model.">Large-scale microfluidics providing high-resolution and high-throughput screening of Caenorhabditis elegans poly-glutamine aggregation model.</a> Nature Communications. 7, 13023 (2016).</li><li>Fehlauer, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+a+Microfluidics+Device+for+Mechanical+Stimulation+and+High+Resolution+Imaging+of+C.+Elegant.">Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. Elegant.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (132), e56530 (2018).</li><li>Saberi-Bosari, S., Huayta, J., San-Miguel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+platform+for+lifelong+high-resolution+and+high+throughput+imaging+of+subtle+aging+phenotypes+in+C.+elegans.">A microfluidic platform for lifelong high-resolution and high throughput imaging of subtle aging phenotypes in C. elegans.</a> Lab on a Chip. 18 (20), 3090-3100 (2018).</li><li>Cornaglia, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+automated+microfluidic+platform+for+C.+elegans+embryo+arraying,+phenotyping,+and+long-term+live+imaging.">An automated microfluidic platform for C. elegans embryo arraying, phenotyping, and long-term live imaging.</a> Scientific Reports. 5, 10192 (2015).</li><li>Suzuki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+ultra-thin+chips+for+immobilization+of+Caenorhabditis+elegans+in+microfluidic+channels+during+irradiation+and+selection+of+buffer+solution+to+prevent+dehydration.">Development of ultra-thin chips for immobilization of Caenorhabditis elegans in microfluidic channels during irradiation and selection of buffer solution to prevent dehydration.</a> Journal of Neuroscience Methods. 306, 32-37 (2018).</li><li>Hulme, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan-on-a-chip:+microfluidic+chambers+for+performing+lifelong+observation+of+C.+elegans.">Lifespan-on-a-chip: microfluidic chambers for performing lifelong observation of C. elegans.</a> Lab on a Chip. 10 (5), 589-597 (2010).</li><li>Chronis, N., Zimmer, M., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics+for+in+vivo+imaging+of+neuronal+and+behavioral+activity+in+Caenorhabditis+elegans.">Microfluidics for in vivo imaging of neuronal and behavioral activity in Caenorhabditis elegans.</a> Nature Methods. 4 (9), 727-731 (2007).</li><li>Lagoy, R. C., Albrecht, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+Devices+for+Behavioral+Analysis,+Microscopy,+and+Neuronal+Imaging+in+Caenorhabditis+Elegans.">Microfluidic Devices for Behavioral Analysis, Microscopy, and Neuronal Imaging in Caenorhabditis Elegans.</a> Methods in Molecular Biology. 1327, 159-179 (2015).</li><li>Levine, E., Lee, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+approaches+for+Caenorhabditis+elegans+research.">Microfluidic approaches for Caenorhabditis elegans research.</a> Animal Cells and Systems. 24 (6), 311-320 (2020).</li><li>Rahman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NemaLife+chip:+a+micropillar-based+microfluidic+culture+device+optimized+for+aging+studies+in+crawling+C.+elegans.">NemaLife chip: a micropillar-based microfluidic culture device optimized for aging studies in crawling C. elegans.</a> Scientific Reports. 10 (1), 16190 (2020).</li><li>Allen, P. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-synapse+ablation+and+long-term+imaging+in+live+C.+elegans.">Single-synapse ablation and long-term imaging in live C. elegans.</a> Journal of Neuroscience Methods. 173 (1), 20-26 (2008).</li><li>Guo, S. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femtosecond+laser+nanoaxotomy+lab-on-a-chip+for+in+vivo+nerve+regeneration+studies.">Femtosecond laser nanoaxotomy lab-on-a-chip for in vivo nerve regeneration studies.</a> Nature Methods. 5 (6), 531-533 (2008).</li><li>Mondal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+Mitochondrial+Density+and+Positioning+along+a+Growing+Neuronal+Process+in+Individual+C.+elegans+Neuron+Using+a+Long-Term+Growth+and+Imaging+Microfluidic+Device.">Tracking Mitochondrial Density and Positioning along a Growing Neuronal Process in Individual C. elegans Neuron Using a Long-Term Growth and Imaging Microfluidic Device.</a> eNeuro. 8 (4), (2021).</li><li>Keil, W., Kutscher, L. M., Shaham, S., Siggia, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-Term+High-Resolution+Imaging+of+Developing+C.+elegans+Larvae+with+Microfluidics.">Long-Term High-Resolution Imaging of Developing C. elegans Larvae with Microfluidics.</a> Developmental Cell. 40 (2), 202-214 (2017).</li><li>Gritti, N., Kienle, S., Filina, O., Van Zon, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+time-lapse+microscopy+of+C.+Elegans+post-embryonic+development.">Long-term time-lapse microscopy of C. Elegans post-embryonic development.</a> Nature Communications. 7, 12500 (2016).</li><li>Kim, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+biostable,+anti-fouling+zwitterionic+polyurethane-urea+based+on+PDMS+for+use+in+blood-contacting+medical+devices.">A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices.</a> Journal of materials chemistry B. 8 (36), 8305-8314 (2020).</li><li>Peterson, S. L., McDonald, A., Gourley, P. L., Sasaki, D. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Poly(dimethylsiloxane)+thin+films+as+biocompatible+coatings+for+microfluidic+devices:+cell+culture+and+flow+studies+with+glial+cells.">Poly(dimethylsiloxane) thin films as biocompatible coatings for microfluidic devices: cell culture and flow studies with glial cells.</a> Journal of Biomedical Materials ResearchPart A. 72 (1), 10-18 (2005).</li><li>Folch, A., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+micropatterns+on+biocompatible+materials.">Cellular micropatterns on biocompatible materials.</a> Biotechnology Progress. 14 (3), 388-392 (1998).</li><li>Leclerc, E., Sakai, Y., Fujii, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+PDMS+(polydimethylsiloxane)+bioreactor+for+large-scale+culture+of+hepatocytes.">Microfluidic PDMS (polydimethylsiloxane) bioreactor for large-scale culture of hepatocytes.</a> Biotechnology Progress. 20 (3), 750-755 (2004).</li><li>Mehta, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+measurement+and+control+of+oxygen+levels+in+microfluidic+poly(dimethylsiloxane)+bioreactors+during+cell+culture.">Quantitative measurement and control of oxygen levels in microfluidic poly(dimethylsiloxane) bioreactors during cell culture.</a> Biomedical Microdevices. 9 (2), 123-134 (2007).</li><li>Palchesko, R. N., Zhang, L., Sun, Y., Feinberg, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+polydimethylsiloxane+substrates+with+tunable+elastic+modulus+to+study+cell+mechanobiology+in+muscle+and+nerve.">Development of polydimethylsiloxane substrates with tunable elastic modulus to study cell mechanobiology in muscle and nerve.</a> PloS One. 7 (12), 51499 (2012).</li><li>Inoue, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+expression+markers+for+Caenorhabditis+elegans+vulval+cells.">Gene expression markers for Caenorhabditis elegans vulval cells.</a> Mechanisms of Development. 119, 203-209 (2002).</li><li>Fatouros, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+Tau+aggregation+in+a+novel+caenorhabditis+elegans+model+of+tauopathy+mitigates+proteotoxicity.">Inhibition of Tau aggregation in a novel caenorhabditis elegans model of tauopathy mitigates proteotoxicity.</a> Human Molecular Genetics. 21 (16), 3587-3603 (2012).</li><li>Smith, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-lapse+imaging+and+cell-speci+fi+c+expression+pro+fi+ling+reveal+dynamic+branching+and+molecular+determinants+of+a+multi-dendritic+nociceptor+in+C.+elegans.">Time-lapse imaging and cell-speci fi c expression pro fi ling reveal dynamic branching and molecular determinants of a multi-dendritic nociceptor in C. elegans.</a> Developmental Biology. 345 (1), 18-33 (2010).</li><li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans.">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).</li><li>Oren-Suissa, M., Hall, D. H., Treinin, M., Shemer, G., Podbilewicz, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fusogen+EFF-I+controls+sculpting+of+mechanosensory+dendrites.">The fusogen EFF-I controls sculpting of mechanosensory dendrites.</a> Science. 328 (5983), 1285-1288 (2010).</li><li>Smith, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+neuron+fates+are+distinguished+by+a+transcriptional+switch+that+regulates+dendrite+branch+stabilization.">Sensory neuron fates are distinguished by a transcriptional switch that regulates dendrite branch stabilization.</a> Neuron. 79 (2), 266-280 (2013).</li><li>Shrestha, B. R., Grueber, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+morphogenesis:+worms+get+an+EFF+in+dendritic+arborization.">Neuronal morphogenesis: worms get an EFF in dendritic arborization.</a> Current Biology: CB. 20 (16), 673-675 (2010).</li><li>Rao, G. N., Kulkarni, S. S., Koushika, S. P., Rau, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+nanosecond+laser+axotomy:+cavitation+dynamics+and+vesicle+transport.">In vivo nanosecond laser axotomy: cavitation dynamics and vesicle transport.</a> Optics Express. 16 (13), 9884-9894 (2008).</li><li>Sure, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UNC-16/JIP3+and+UNC-76/FEZ1+limit+the+density+of+mitochondria+in+C.+elegans+neurons+by+maintaining+the+balance+of+anterograde+and+retrograde+mitochondrial+transport.">UNC-16/JIP3 and UNC-76/FEZ1 limit the density of mitochondria in C. elegans neurons by maintaining the balance of anterograde and retrograde mitochondrial transport.</a> Scientific Reports. 8 (1), 8938 (2018).</li><li>Awasthi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulated+distribution+of+mitochondria+in+touch+receptor+neurons+of+C.+elegans+influences+touch+response.">Regulated distribution of mitochondria in touch receptor neurons of C. elegans influences touch response.</a> bioRxiv. , (2020).</li></ol>

In questo articolo, è stato descritto un protocollo per la fabbricazione e l'uso di un semplice dispositivo microfluidico per la crescita di C. elegans con costante approvvigionamento di cibo e imaging ad alta risoluzione di un singolo animale durante il suo sviluppo. Questo processo di fabbricazione è semplice e può essere eseguito in un ambiente non sterile. Un ambiente privo di polvere è fondamentale durante le fasi di fabbricazione. La presenza di particelle di polvere porterebbe a un contatto improprio ...

Caenorhabditis elegans ha dimostrato di essere un potente organismo modello per studiare la biologia cellulare, l'invecchiamento, la biologia dello sviluppo e la neurobiologia. Vantaggi come il suo corpo trasparente, il breve ciclo di vita, la facilità di manutenzione, un numero definito di cellule, l'omologia con diversi geni umani e la genetica ben studiata hanno portato C. elegans a diventare un modello popolare sia per le scoperte di biologia fondamentale che per la ricerca applicata 1,2. Comprendere i processi biologici e di sviluppo delle cellule dall'osservazione ripetuta a lungo termine dei singoli animali può rivelarsi utile. Convenzionalmente, C. elegans viene anestetizzato su cuscinetti di agar e ripreso al microscopio. Gli effetti avversi degli anestetici sulla salute degli animali limitano l'uso di animali anestetizzati per l'imaging intermittente a lungo termine e ripetuto dello stesso animale 3,4. I recenti progressi nelle tecnologie microfluidiche e il loro adattamento per l'intrappolamento senza anestesia di C. elegans con rischi trascurabili per la salute consentono l'imaging ad alta risoluzione dello stesso animale per un breve e lungo periodo di tempo.
I chip microfluidici sono stati progettati per lo screening ad alta produttività di C. elegans'5 6,7,8, l'intrappolamento e l'erogazione 9, lo screening farmacologico 10,11, la stimolazione neuronale con imaging ad alta risoluzione 12 e l'imaging ad alta risoluzione dell'animale 12,13,14. Sono stati sviluppati anche fogli microfluidici ultrasottili per l'immobilizzazione su vetrini15. Studi a lungo termine su C. elegans sono stati condotti utilizzando immagini a bassa risoluzione di animali che crescono in coltura liquida per osservare la crescita, la dinamica del calcio, gli effetti dei farmaci sul loro comportamento16,17,18,19, la loro longevità e l'invecchiamento20. Sono stati condotti studi a lungo termine utilizzando microscopia ad alta risoluzione per valutare lo sviluppo sinaptico21, la rigenerazione neuronale 22 e l'aggiunta mitocondriale23. L'imaging ad alta risoluzione a lungo termine e il tracciamento del destino cellulare e della differenziazione sono stati effettuati in dispositivi multicanale24,25. Diversi eventi cellulari e subcellulari si verificano su scale temporali di diverse ore e richiedono l'intrappolamento dello stesso individuo in diversi punti temporali durante il loro sviluppo per caratterizzare tutte le fasi intermedie del processo per comprendere le dinamiche cellulari in vivo. Per visualizzare il processo biologico come l'organogenesi, lo sviluppo neuronale e la migrazione cellulare, l'animale deve essere immobilizzato nello stesso orientamento in più punti temporali. Abbiamo precedentemente pubblicato un protocollo per l'imaging ad alta risoluzione di C. elegans per oltre 36 ore per determinare dove vengono aggiunti i mitocondri lungo i neuroni del recettore tattile (TRN)23.
Questo documento fornisce un protocollo per stabilire una metodologia basata sulla microfluidica per l'imaging ripetuto ad alta risoluzione. Questo dispositivo, con un singolo canale di flusso, è più adatto per l'imaging ripetuto di un singolo animale per dispositivo. Per migliorare la produttività e l'immagine di molti animali contemporaneamente, è possibile collegare più dispositivi alla stessa linea di pressione, ma con connettori a tre vie separati che controllano un singolo animale in ciascun dispositivo. Il design è utile per studi che richiedono immagini time-lapse ad alta risoluzione come processi di sviluppo post-embrionali, migrazione cellulare, trasporto di organelli, studi di espressione genica, ecc. La tecnologia potrebbe essere limitante per alcune applicazioni come la durata della vita e gli studi sull'invecchiamento che richiedono una crescita parallela e l'imaging di molti animali in fase avanzata. L'elastomero di polidimetilsilossano (PDMS) è stato utilizzato per fabbricare questo dispositivo grazie alla sua biostabilità26, biocompatibilità 27,28, permeabilità ai gas 29,30 e modulo elastico sintonizzabile 31. Questo dispositivo a due strati consente la crescita di animali con alimentazione continua in un canale microfluidico e l'intrappolamento di singoli C. elegans tramite compressione a membrana PDMS utilizzando azoto gassoso. Questo dispositivo è un'estensione del dispositivo precedentemente pubblicato con il vantaggio di crescere e visualizzare lo stesso animale nel microcanale sotto una fornitura continua di cibo3. La rete aggiuntiva di membrane di isolamento e una membrana di intrappolamento larga 2 mm consentono un'immobilizzazione efficiente degli animali in via di sviluppo. Il dispositivo è stato utilizzato per osservare lo sviluppo neuronale, lo sviluppo vulvare e l'arborizzazione dendritica nei neuroni PVD sensoriali. Gli animali crescono senza effetti avversi sulla salute nel dispositivo e possono essere ripetutamente immobilizzati per facilitare l'imaging di eventi subcellulari nello stesso animale durante il suo sviluppo.
L'intero protocollo è diviso in cinque parti. La Parte 1 descrive la fabbricazione del dispositivo per il chip di crescita e imaging. La Parte 2 descrive come impostare un sistema di pressione per la deflessione della membrana PDMS per immobilizzare e isolare i singoli C. elegans. La Parte 3 descrive come sincronizzare C. elegans su una piastra NGM (nematode growth medium) per l'imaging del dispositivo. La Parte 4 descrive come caricare un singolo animale nel dispositivo e far crescere l'animale all'interno del dispositivo microfluidico per diversi giorni. La Parte 5 descrive come immobilizzare un singolo animale in più punti temporali, catturare immagini ad alta risoluzione utilizzando obiettivi diversi e analizzare le immagini utilizzando le Fiji.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>18 G needles</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Bangalore, India</td>
			<td>Gauge 18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-way stopcock</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>WW-30600-02</td>
			<td>Masterflex fitting with luer lock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CCD camera</td>
			<td>Andor Technology</td>
			<td>EMCCD C9100-13no</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circuit board film</td>
			<td>Fine Line Imaging, Colorado, USA</td>
			<td></td>
			<td>The designs are printed with 65,024 dots per inch (DPI)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Convection Oven</td>
			<td>Meta-Lab Scientific Industries, India</td>
			<td>MSI-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips</td>
			<td>Blue stat microscopic cover glass</td>
			<td></td>
			<td>22mm x 10Gms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Hi media</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harris uni-core puncher 1mm</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>Z708801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexamethyldisilazane</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Bangalore, India</td>
			<td>440191</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate</td>
			<td>&#160;IKA</td>
			<td>RCT B S 22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>26895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KOH</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser Scanning Microscope</td>
			<td>ZEISS</td>
			<td>LSM 5 LIVE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette tips</td>
			<td>Tarsons</td>
			<td></td>
			<td>0.5-10 &#181;L micropipette tips are used for food supply</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Negative Photoresist-1</td>
			<td>Microchem</td>
			<td>SU8-2025</td>
			<td>http://www.microchem.com/Prod-SU82000.htm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Negative Photoresist-2</td>
			<td>Microchem</td>
			<td>SU8-2050</td>
			<td>http://www.microchem.com/Prod-SU82000.htm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrogen gas</td>
			<td>Local Supplier</td>
			<td>Commercial nitrogen gas</td>
			<td>Cylinder volume of 7 cubic meter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDMS (Curing solution)</td>
			<td>Dow Corning Corporation, MI, USA</td>
			<td>&#160;Sylgard curing solution</td>
			<td>curing agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri plates</td>
			<td>Praveen Scientific Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma cleaner</td>
			<td>Harrick Plasma, NY, USA</td>
			<td>&#160;PDC-32G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor and blades</td>
			<td>Lister surgical Blade</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon Elastomer (Base)</td>
			<td>Dow Corning Corporation, MI, USA</td>
			<td>Sylgard 184 base</td>
			<td>elastomer base</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td>Plastic tubes with the inner diameter 1.59 mm and the outer diameter 3.18 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon wafer</td>
			<td>University Wafer, MA, USA</td>
			<td>[100] orientation, 4-inch diameter</td>
			<td>Small pieces (2 mm &#215; 2 mm) were cut from 100 mm diameter wafer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spin Coater</td>
			<td>SPS-Europe B.V., The Netherlands</td>
			<td>SPIN 150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spinning Disk microscope</td>
			<td>Perkin Elmer ultra-view VOX system</td>
			<td>CSU-X1-A3 N</td>
			<td>The system was equipped with four (405/488/561/640 nm) lasers and controlled with the Volocity software package.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU8 developer</td>
			<td>Microchem, MA, USA</td>
			<td>SU8 Developer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) silane</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Bangalore, India</td>
			<td>448931</td>
			<td>Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) silane vapor is toxic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV lamp</td>
			<td>Oriel Instruments, Bangalore, India</td>
			<td></td>
			<td>200 Watt and collimated UV light source</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volocity software</td>
			<td>Perkin-Elmer</td>
			<td></td>
			<td>Image analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple microfluidic chip for long-term growth and imaging of caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) ha dimostrato di essere un valido sistema modello per lo studio dei processi biologici dello sviluppo e cellulare. La comprensione di questi processi biologici richiede spesso immagini a lungo termine e ripetute dello stesso animale. I lunghi tempi di recupero associati ai metodi di immobilizzazione convenzionali eseguiti su cuscinetti di agar hanno effetti dannosi sulla salute degli animali rendendo inappropriato visualizzare ripetutamente lo stesso animale per lunghi periodi di tempo. Questo articolo descrive la progettazione di chip microfluidici, il metodo di fabbricazione, il protocollo di coltura di C. elegans su chip e tre esempi di imaging a lungo termine per studiare i processi di sviluppo nei singoli animali. Il chip, fabbricato con polidimetilsilossano e legato su un vetro di copertura, immobilizza gli animali su un substrato di vetro utilizzando una membrana elastomerica che viene deviata usando azoto gassoso. L'immobilizzazione completa di C. elegans consente una solida imaging time-lapse di eventi cellulari e subcellulari in modo privo di anestesia. Una geometria del canale con un'ampia sezione trasversale consente all'animale di muoversi liberamente all'interno di due membrane di isolamento parzialmente sigillate che consentono la crescita nel canale con un continuo apporto di cibo. Utilizzando questo semplice chip, è possibile eseguire l'imaging di fenomeni di sviluppo come la crescita del processo neuronale, lo sviluppo vulvare e l'arborizzazione dendritica nei neuroni sensoriali PVD, mentre l'animale cresce all'interno del canale. Il chip di crescita e imaging a lungo termine funziona con una singola linea di pressione, senza valvole esterne, materiali di consumo fluidici economici e utilizza protocolli standard di gestione dei vermi che possono essere facilmente adattati da altri laboratori che utilizzano C. elegans.

Caratterizzazione del dispositivo: Il dispositivo di crescita e imaging è costituito da due strati PDMS legati insieme (Figura 1) utilizzando legami plasmatici irreversibili. Lo strato di flusso (modello 1) che è lungo 10 mm e alto 40 μm o 80 μm ci consente di coltivare l'animale in coltura liquida (Figura 1A). Lo strato di cattura (modello 2) ha una membrana larga 2 mm (Figura 1B) per immobilizzare l'animale p...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans at JoVE.com

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

Il protocollo descrive una semplice progettazione di chip microfluidici e una metodologia di microfabbricazione utilizzata per coltivare C. elegans in presenza di una fornitura continua di cibo fino a 36 ore. Il dispositivo di crescita e imaging consente inoltre l'imaging intermittente ad alta risoluzione a lungo termine dei processi cellulari e subcellulari durante lo sviluppo per diversi giorni.

Un semplice chip microfluidico per la crescita a lungo termine e l'imaging di Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) have proved to be a valuable model system for studying developmental and cell biological processes. Understanding ...

Il vantaggio principale di questa tecnica è che l'animale può crescere liberamente all'interno del dispositivo e può essere intrappolato per l'imaging ad alta risoluzione. Il dispositivo può essere riutilizzato più volte. Durante la realizzazione del dispositivo, la pulizia è il fattore più importante per poter fabbricare dispositivi privi di polvere per evitare perdite durante le operazioni del dispositivo.Per iniziare a progettare il modello uno per lo strato di flusso e il modello due per il livello di controllo utilizzando forme rettangolari in un software di elaborazione testi e stampare le maschere fotografiche con l'aiuto di un plotter laser con una dimensione minima delle caratteristiche di otto micrometri su pellicola a base di poliestere. Tagliare i wafer di silicio in pezzi quadrati di 2,5 centimetri di altezza e larghezza. Pulirli con idrossido di potassio al 20% per un minuto e sciacquare i wafer in acqua deionizzata.Utilizzare un wafer per il flusso e l'altro per il livello di controllo. Asciugare i pezzi con 14 gas azoto compresso P-S-I seguito da disidratazione su una piastra calda a 120 gradi Celsius per quattro ore. Dopo il raffreddamento, prendi un pezzo di silicio, mettilo sul mandrino di un codificatore di rotazione e accendi l'aspirapolvere per tenere il wafer in posizione.Mettere circa 20 microlitri di esametildisilano sul pezzo di silicio e rivestirlo utilizzando il codificatore di rotazione a 500 R-P-M per cinque secondi seguito da 3000 R-P-M per 30 secondi. Per ottenere uno spessore fotoresist uniforme di circa 40 micrometri specifico per lo strato di flusso, rivestire il wafer di silicio con circa 1,5 millilitri di fotoresist negativo utilizzando uno spin coder a 500 R-P-M per cinque secondi seguito da 2000 R-P-M per 30 secondi. Ripetere il rivestimento del pezzo di silicio con esametildisilano e negativo fotoresist uno per il secondo wafer per ottenere uno spessore fotoresist uniforme di circa 40 micrometri specifico per lo strato di controllo.In alternativa, per aumentare lo spessore dello strato di flusso a circa 80 micrometri per gli animali più anziani, rivestire wafer di silicio con circa 1,5 millilitri di fotoresist negativo due, utilizzando lo spin coder a 500 R-P-M per cinque secondi seguito da 2000 R-P-M per 30 secondi. Cuocere entrambi i pezzi di silicone precedentemente rivestiti di fotoresist su una piastra calda a 65 gradi Celsius per un minuto seguito da 95 gradi Celsius per 10 minuti. Dopo il raffreddamento, posizionare i pezzi di silicone cotto morbido sullo stadio di esposizione dell'illuminatore U-V con la superficie rivestita di fotoresist rivolta verso la lampada U-V.Esporre i due pezzi separatamente a U-V per 15 secondi utilizzando una lampada da 200 watt attraverso una maschera fotografica con modelli uno e due per ottenere rispettivamente livelli di flusso e controllo. Cuocere i due pezzi di silicone esposti come descritto in precedenza con strati rivestiti rivolti verso l'alto. Dopo aver raffreddato i pezzi, sviluppare i modelli immergendo i pezzi di silicone nella soluzione di sviluppo photoresist per 20 minuti.Una volta che il motivo è visibile, sciacquare i pezzi con alcool isopropilico puro e asciugare delicatamente con azoto gassoso. Tenere i pezzi di silicone in un essiccatore con la superficie rivestita rivolta verso l'alto. Esporre i pezzi a vapori di silano versando 50 microlitri di T-C-P-F-O-S puro su un vetrino.Posizionare il vetrino all'interno di un essiccatore e incubare per due ore. Preparare P-D-M-S in un bicchiere di plastica mescolando la base di elastomero con l'agente polimerizzante e mescolare costantemente per tre minuti. Degasare la miscela P-D-M-S in un essiccatore per 30 minuti per rimuovere tutte le bolle d'aria.Posizionare i wafer di silicio dello strato di controllo in una piastra di Petri e versare uno strato di miscela P-D-M-S spesso cinque millimetri sui pezzi di silicio. Dopo il processo di versamento P-D-M-S, ripetere il degasaggio della miscela P-D-M-S. Posizionare il wafer di silicio con lo strato di flusso rivolto verso il carrello spinner applicando una pressione del vuoto da 200 a 500 millitorr.Versare circa un millilitro di P-D-M-S sul wafer di silicio. Codificalo usando uno spin coater per ottenere uno strato di circa 80 micrometri di spessore. Cuocere i due wafer di silicio con il P-D-M-S rivestito di spin e versare gli strati P-D-M-S a 50 gradi Celsius in un forno a convezione ad aria calda per sei ore.Dopo il raffreddamento, tagliare lo strato P-D-M-S spesso cinque millimetri dal pezzo di silicio attorno allo strato di controllo usando una lama affilata e staccarlo dal substrato di silicio. Perforare due fori di circa un millimetro di diametro utilizzando un perforatore Harris nel serbatoio del blocco P-D-M-S per collegare il canale di immobilizzazione e le prese del canale di isolamento alle tubazioni del gas per le deflessioni della membrana P-D-M-S. Posizionare il pezzo di silicone con lo strato P-D-M-S rivestito di spin sul modello uno con la superficie rivestita P-D-M-S rivolta verso l'alto su un vassoio di plastica.Tenere il blocco P-D-M-S perforato con il modello due sul vassoio con il lato stampato rivolto verso l'alto. Tenere il vassoio di plastica all'interno di un detergente al plasma ed esporre le due superfici P-D-M-S a 18 watt di plasma d'aria per due minuti applicando un vuoto basso. Estrarre i due blocchi trattati al plasma e legarli delicatamente premendo insieme le superfici trattate al plasma dei modelli uno e due.Cuocere i modelli incollati a 50 gradi Celsius per due ore in un forno a convezione ad aria calda. Dopo aver estratto il dispositivo incollato dal forno, ritagliarlo dal wafer di silicio con modello uno e modello due e perforare i fori nei serbatoi di ingresso e uscita dello strato di flusso usando il perforatore Harris. Posizionare il blocco P-D-M-S incollato con lo strato di flusso rivolto verso l'alto su un vassoio di plastica e tenere un vetro di copertura pulito sullo stesso vassoio.Esporre i blocchi nel vetro di copertura al plasma d'aria da 18 watt per due minuti. Regolare la pressione del vuoto per vedere una camera viola. Posizionare il blocco P-D-M-S esposto al plasma sul vetro di copertura e cuocere la struttura incollata in forno a 50 gradi Celsius per due ore.Conservare il dispositivo in una camera bianca per eventuali esperimenti futuri. Prendi il dispositivo, mettilo su un microscopio stereo e attacca i tubi. Collegare un tubo microflex a una linea di gas azoto compresso e un connettore a tre vie sull'altra estremità.Collegare i tubi uno e due dei connettori a tre vie alla trappola rispettivamente nelle membrane isolanti. Collegare due tubi microflex alle due porte di uscita del rubinetto di arresto a tre vie. Collegare l'altra estremità dei due tubi a un ago lungo otto millimetri da 18 gauge.Riempire lo strato di flusso con tampone M-9 utilizzando una micro pipetta attraverso la porta di ingresso. Riempire entrambi i tubi con acqua deionizzata attraverso l'estremità collegata all'ago. Inserire i due aghi nei fori perforati che collegano la membrana isolante e intrappolante.Aprire il regolatore di gas azoto a 14 P-S-I e ruotare la valvola a tre vie dal tubo uno per spingere l'acqua nel dispositivo attraverso i canali microfluidici negli strati di controllo, vale a dire le membrane di intrappolamento e isolamento. Rilasciare la pressione utilizzando il rubinetto a tre vie, una volta che i canali sono riempiti d'acqua e adescati. Rimuovere le bolle facendo scorrere altri supporti attraverso il canale di flusso.La figura mostra immagini di P-S-3-2-3-9, animale che cresce all'interno del chip microfluidico e immobilizzato ogni otto-10 ore per catturare immagini di fluorescenza. La variazione nel pattern di espressione rappresenta un esempio di regolazione genica temporale in cui lo stesso gene è espresso in cellule diverse in diversi stadi di sviluppo. L'imaging del genotipo individuale W-D-I-S-5-1 di caenorhabditis elegans mostra un'architettura dendritica ramificata simile alla menorah in ciascun neurone P-V-D che comprende processi terziari primari, secondari e quaternari rispettivamente negli stadi di sviluppo L-2, L-2 tardivi e L-3 e L-4.La figura qui riportata confronta lo sviluppo di P-V-D e gli animali cresciuti con dispositivi e quelli cresciuti su piastre N-G-M. Il numero di S-P e Q-P nelle diverse fasi dello sviluppo del verme è aumentato con l'età. Caenorhabditis elegans è stato trattato con una goccia di tre levamisolo millimolare per causare la paralisi sufficiente necessaria per l'imaging ad alta risoluzione.I valori di S-P non erano significativamente diversi quando misurati da animali simili allevati su piastre N-G-M e ripresi utilizzando tre levamisolo millimolari su un vetrino di Agar. Inoltre, la distanza tra i due corpi cellulari P-V-C, uno presente nella coda e il secondo presente vicino alla vulva, aumenta man mano che si allontanano sia negli animali cresciuti nel dispositivo che in quelli cresciuti su piastre N-G-M. La figura rappresenta l'immagine ad alta risoluzione dei neuroni del recettore tattile degli animali che crescono all'interno del dispositivo microfluidico.Il montaggio rappresenta l'intero processo neuronale P-L-M-R in punti temporali successivi evidenziando i mitocondri e il processo neuronale. Il grafico rappresenta la lunghezza totale del processo neuronale che è stato osservato aumentare con una pendenza di 10,4 micrometri all'ora. Il dispositivo microfabbricato utilizza una sottile membrana P-D-M-S deviata in presenza di azoto gassoso ad alta pressione per immobilizzare e mantenere i C-elegans in posizione per l'imaging ad alta risoluzione.Questa procedura può consentire studi longitudinali dei processi cellulari e subcellulari in C-elegans che richiedono osservazioni intermittenti per un lungo periodo di tempo.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

Metodi di rilevamento a fluorescenza per piattaforme goccia microfluidica

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

Ricerca

Bioingegneria

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Semplici dispositivi microfluidici per<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging di<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; E Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

Electrotaxis microfluidica-based per On-demand analisi quantitativa della<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Microfluidic Chip Fabrication and Method to Detect Influenza

Chip Fabrication Microfluidic e metodo per rilevare l&#39;influenza

Fast  and effective diagnostics play an important role in controlling infectious  disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we ...

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

Un chip microfluidica per la Versatile analisi chimica di singole cellule

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

Long-term Intravital Immunofluorescence Imaging of Tissue Matrix Components with Epifluorescence and Two-photon Microscopy

A lungo termine intravitale immunofluorescenza Imaging di tessuto componenti della matrice con Epifluorescenza e due fotoni Microscopia

Besides being a physical scaffold to maintain tissue morphology, the extracellular matrix (ECM) is actively involved in regulating cell and tissue ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Un chip microfluidico per ICPMS introduzione del campione

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

The Multi-organ Chip - A Microfluidic Platform for Long-term Multi-tissue Coculture

Il Chip Multi-organo - Una piattaforma Microfluidic per lungo termine co-coltura Multi-tessuto

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

Electrotaxis Studi di polmone cellule tumorali usando un Multicanale Dual-campo elettrico Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Long-term Live Imaging Device for Improved Experimental Manipulation of Zebrafish Larvae

Dispositivo di Imaging dal vivo a lungo termine per una migliore manipolazione sperimentale delle larve di Zebrafish

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for ...