Name: a simple microfluidic chip for long-term growth and imaging of caenorhabditis elegans
Uploaded: 2022-04-11T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans at JoVE.com

Agradecemos à instalação de imagem CIFF, NCBS pelo uso dos microscópios confocais apoiados pelo DST - Centre for Nanotechnology (No. SR/55/NM-36-2005). Agradecemos o financiamento de pesquisa do DBT (SPK), CSIR-UGC (JD), DST (SM), DBT (SM), disco giratório suportado pelo DAE-PRISM 12-R & D-IMS-5.02.0202 (SPK e Gautam Menon) e HHMI-IECS número de concessão 55007425 (SPK). As cepas HB101, PS3239 e wdIs51 foram fornecidas pelo Caenorhabditis Genetics Center (CGC), que é financiado pelo NIH Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440). S.P.K. fez jsIs609 no laboratório de Mike Nonet.

1. Fabricação de crescimento e dispositivo de imagem
<ol><li>Fabricação de moldes SU8<ol><li>Projete os padrões 1 (camada de fluxo) e 2 (camada de controle) usando formas retangulares em um software de processamento de texto (ou um software CAD de projeto auxiliado por computador) e imprima as fotomáscaras com a ajuda de um plotter a laser com um tamanho mínimo de recurso de 8 μm em filme à base de poliéster (Figura 1).</li>
		<li>Corte as bolachas de silício em...

<ol>
	<li>Doitsidou, M., Poole, R. J., Sarin, S., Bigelow, H., Hobert, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+Mutant+Identification+with+a+One-Step+Whole-Genome-Sequencing+and+SNP+Mapping+Strategy.">C. elegans Mutant Identification with a One-Step Whole-Genome-Sequencing and SNP Mapping Strategy.</a> PloS One. 5 (11), 15435 (2010).</li><li>Hobert, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenesis+in+the+nematode+Caenorhabditis+elegans.">Neurogenesis in the nematode Caenorhabditis elegans.</a> WormBook. The C. elegans. Research Community, WormBook. , (2010).</li><li>Mondal, S., Ahlawat, S., Rau, K., Venkataraman, V., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo+neuronal+transport+in+genetic+model+organisms+using+microfluidic+devices.">Imaging in vivo neuronal transport in genetic model organisms using microfluidic devices.</a> Traffic. 12 (4), 372-385 (2011).</li><li>Steele, L. M., Sedensky, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Approaches+to+Anesthetic+Mechanisms:+The+C.+elegans+Model.">Approaches to Anesthetic Mechanisms: The C. elegans Model.</a> Methods in Enzymology. 602, 133-151 (2018).</li><li>San-Miguel, A., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics+as+a+tool+for+C.+elegans+research.">Microfluidics as a tool for C. elegans research.</a> WormBook. The C. elegans. Research Community, WormBook. , (2013).</li><li>C&#225;ceres, I. C., Valmas, N., Hilliard, M. A., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laterally+orienting+C.+elegans+using+geometry+at+microscale+for+high-throughput+visual+screens+in+neurodegeneration+and+neuronal+development+studies.">Laterally orienting C. elegans using geometry at microscale for high-throughput visual screens in neurodegeneration and neuronal development studies.</a> PloS One. 7 (4), 35037 (2012).</li><li>Ai, X., Zhuo, W., Liang, Q., McGrath, P. T., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+device+for+size+based+separation+of+C.+elegans+developmental+stages.">A high-throughput device for size based separation of C. elegans developmental stages.</a> Lab on a Chip. 14 (10), 1746-1752 (2014).</li><li>Chung, K., Crane, M. M., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+on-chip+rapid+microscopy,+phenotyping+and+sorting+of+C.+elegans.">Automated on-chip rapid microscopy, phenotyping and sorting of C. elegans.</a> Nature Methods. 5 (7), 637-643 (2008).</li><li>Desta, I. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detecting+and+Trapping+of+a+Single+C.+elegans+Worm+in+a+Microfluidic+Chip+for+Automated+Microplate+Dispensing.">Detecting and Trapping of a Single C. elegans Worm in a Microfluidic Chip for Automated Microplate Dispensing.</a> SLAS Technology. 22 (4), 431-436 (2017).</li><li>Ben-Yakar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Content+and+High-Throughput+In+Vivo+Drug+Screening+Platforms+Using+Microfluidics.">High-Content and High-Throughput In Vivo Drug Screening Platforms Using Microfluidics.</a> Assay and Drug Development Technologies. 17 (1), 8-13 (2019).</li><li>Mondal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+microfluidics+providing+high-resolution+and+high-throughput+screening+of+Caenorhabditis+elegans+poly-glutamine+aggregation+model.">Large-scale microfluidics providing high-resolution and high-throughput screening of Caenorhabditis elegans poly-glutamine aggregation model.</a> Nature Communications. 7, 13023 (2016).</li><li>Fehlauer, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+a+Microfluidics+Device+for+Mechanical+Stimulation+and+High+Resolution+Imaging+of+C.+Elegant.">Using a Microfluidics Device for Mechanical Stimulation and High Resolution Imaging of C. Elegant.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (132), e56530 (2018).</li><li>Saberi-Bosari, S., Huayta, J., San-Miguel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+platform+for+lifelong+high-resolution+and+high+throughput+imaging+of+subtle+aging+phenotypes+in+C.+elegans.">A microfluidic platform for lifelong high-resolution and high throughput imaging of subtle aging phenotypes in C. elegans.</a> Lab on a Chip. 18 (20), 3090-3100 (2018).</li><li>Cornaglia, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+automated+microfluidic+platform+for+C.+elegans+embryo+arraying,+phenotyping,+and+long-term+live+imaging.">An automated microfluidic platform for C. elegans embryo arraying, phenotyping, and long-term live imaging.</a> Scientific Reports. 5, 10192 (2015).</li><li>Suzuki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+ultra-thin+chips+for+immobilization+of+Caenorhabditis+elegans+in+microfluidic+channels+during+irradiation+and+selection+of+buffer+solution+to+prevent+dehydration.">Development of ultra-thin chips for immobilization of Caenorhabditis elegans in microfluidic channels during irradiation and selection of buffer solution to prevent dehydration.</a> Journal of Neuroscience Methods. 306, 32-37 (2018).</li><li>Hulme, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan-on-a-chip:+microfluidic+chambers+for+performing+lifelong+observation+of+C.+elegans.">Lifespan-on-a-chip: microfluidic chambers for performing lifelong observation of C. elegans.</a> Lab on a Chip. 10 (5), 589-597 (2010).</li><li>Chronis, N., Zimmer, M., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics+for+in+vivo+imaging+of+neuronal+and+behavioral+activity+in+Caenorhabditis+elegans.">Microfluidics for in vivo imaging of neuronal and behavioral activity in Caenorhabditis elegans.</a> Nature Methods. 4 (9), 727-731 (2007).</li><li>Lagoy, R. C., Albrecht, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+Devices+for+Behavioral+Analysis,+Microscopy,+and+Neuronal+Imaging+in+Caenorhabditis+Elegans.">Microfluidic Devices for Behavioral Analysis, Microscopy, and Neuronal Imaging in Caenorhabditis Elegans.</a> Methods in Molecular Biology. 1327, 159-179 (2015).</li><li>Levine, E., Lee, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+approaches+for+Caenorhabditis+elegans+research.">Microfluidic approaches for Caenorhabditis elegans research.</a> Animal Cells and Systems. 24 (6), 311-320 (2020).</li><li>Rahman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NemaLife+chip:+a+micropillar-based+microfluidic+culture+device+optimized+for+aging+studies+in+crawling+C.+elegans.">NemaLife chip: a micropillar-based microfluidic culture device optimized for aging studies in crawling C. elegans.</a> Scientific Reports. 10 (1), 16190 (2020).</li><li>Allen, P. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-synapse+ablation+and+long-term+imaging+in+live+C.+elegans.">Single-synapse ablation and long-term imaging in live C. elegans.</a> Journal of Neuroscience Methods. 173 (1), 20-26 (2008).</li><li>Guo, S. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femtosecond+laser+nanoaxotomy+lab-on-a-chip+for+in+vivo+nerve+regeneration+studies.">Femtosecond laser nanoaxotomy lab-on-a-chip for in vivo nerve regeneration studies.</a> Nature Methods. 5 (6), 531-533 (2008).</li><li>Mondal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+Mitochondrial+Density+and+Positioning+along+a+Growing+Neuronal+Process+in+Individual+C.+elegans+Neuron+Using+a+Long-Term+Growth+and+Imaging+Microfluidic+Device.">Tracking Mitochondrial Density and Positioning along a Growing Neuronal Process in Individual C. elegans Neuron Using a Long-Term Growth and Imaging Microfluidic Device.</a> eNeuro. 8 (4), (2021).</li><li>Keil, W., Kutscher, L. M., Shaham, S., Siggia, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-Term+High-Resolution+Imaging+of+Developing+C.+elegans+Larvae+with+Microfluidics.">Long-Term High-Resolution Imaging of Developing C. elegans Larvae with Microfluidics.</a> Developmental Cell. 40 (2), 202-214 (2017).</li><li>Gritti, N., Kienle, S., Filina, O., Van Zon, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+time-lapse+microscopy+of+C.+Elegans+post-embryonic+development.">Long-term time-lapse microscopy of C. Elegans post-embryonic development.</a> Nature Communications. 7, 12500 (2016).</li><li>Kim, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+biostable,+anti-fouling+zwitterionic+polyurethane-urea+based+on+PDMS+for+use+in+blood-contacting+medical+devices.">A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices.</a> Journal of materials chemistry B. 8 (36), 8305-8314 (2020).</li><li>Peterson, S. L., McDonald, A., Gourley, P. L., Sasaki, D. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Poly(dimethylsiloxane)+thin+films+as+biocompatible+coatings+for+microfluidic+devices:+cell+culture+and+flow+studies+with+glial+cells.">Poly(dimethylsiloxane) thin films as biocompatible coatings for microfluidic devices: cell culture and flow studies with glial cells.</a> Journal of Biomedical Materials ResearchPart A. 72 (1), 10-18 (2005).</li><li>Folch, A., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+micropatterns+on+biocompatible+materials.">Cellular micropatterns on biocompatible materials.</a> Biotechnology Progress. 14 (3), 388-392 (1998).</li><li>Leclerc, E., Sakai, Y., Fujii, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+PDMS+(polydimethylsiloxane)+bioreactor+for+large-scale+culture+of+hepatocytes.">Microfluidic PDMS (polydimethylsiloxane) bioreactor for large-scale culture of hepatocytes.</a> Biotechnology Progress. 20 (3), 750-755 (2004).</li><li>Mehta, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+measurement+and+control+of+oxygen+levels+in+microfluidic+poly(dimethylsiloxane)+bioreactors+during+cell+culture.">Quantitative measurement and control of oxygen levels in microfluidic poly(dimethylsiloxane) bioreactors during cell culture.</a> Biomedical Microdevices. 9 (2), 123-134 (2007).</li><li>Palchesko, R. N., Zhang, L., Sun, Y., Feinberg, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+polydimethylsiloxane+substrates+with+tunable+elastic+modulus+to+study+cell+mechanobiology+in+muscle+and+nerve.">Development of polydimethylsiloxane substrates with tunable elastic modulus to study cell mechanobiology in muscle and nerve.</a> PloS One. 7 (12), 51499 (2012).</li><li>Inoue, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+expression+markers+for+Caenorhabditis+elegans+vulval+cells.">Gene expression markers for Caenorhabditis elegans vulval cells.</a> Mechanisms of Development. 119, 203-209 (2002).</li><li>Fatouros, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+Tau+aggregation+in+a+novel+caenorhabditis+elegans+model+of+tauopathy+mitigates+proteotoxicity.">Inhibition of Tau aggregation in a novel caenorhabditis elegans model of tauopathy mitigates proteotoxicity.</a> Human Molecular Genetics. 21 (16), 3587-3603 (2012).</li><li>Smith, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-lapse+imaging+and+cell-speci+fi+c+expression+pro+fi+ling+reveal+dynamic+branching+and+molecular+determinants+of+a+multi-dendritic+nociceptor+in+C.+elegans.">Time-lapse imaging and cell-speci fi c expression pro fi ling reveal dynamic branching and molecular determinants of a multi-dendritic nociceptor in C. elegans.</a> Developmental Biology. 345 (1), 18-33 (2010).</li><li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans.">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).</li><li>Oren-Suissa, M., Hall, D. H., Treinin, M., Shemer, G., Podbilewicz, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fusogen+EFF-I+controls+sculpting+of+mechanosensory+dendrites.">The fusogen EFF-I controls sculpting of mechanosensory dendrites.</a> Science. 328 (5983), 1285-1288 (2010).</li><li>Smith, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+neuron+fates+are+distinguished+by+a+transcriptional+switch+that+regulates+dendrite+branch+stabilization.">Sensory neuron fates are distinguished by a transcriptional switch that regulates dendrite branch stabilization.</a> Neuron. 79 (2), 266-280 (2013).</li><li>Shrestha, B. R., Grueber, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+morphogenesis:+worms+get+an+EFF+in+dendritic+arborization.">Neuronal morphogenesis: worms get an EFF in dendritic arborization.</a> Current Biology: CB. 20 (16), 673-675 (2010).</li><li>Rao, G. N., Kulkarni, S. S., Koushika, S. P., Rau, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+nanosecond+laser+axotomy:+cavitation+dynamics+and+vesicle+transport.">In vivo nanosecond laser axotomy: cavitation dynamics and vesicle transport.</a> Optics Express. 16 (13), 9884-9894 (2008).</li><li>Sure, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UNC-16/JIP3+and+UNC-76/FEZ1+limit+the+density+of+mitochondria+in+C.+elegans+neurons+by+maintaining+the+balance+of+anterograde+and+retrograde+mitochondrial+transport.">UNC-16/JIP3 and UNC-76/FEZ1 limit the density of mitochondria in C. elegans neurons by maintaining the balance of anterograde and retrograde mitochondrial transport.</a> Scientific Reports. 8 (1), 8938 (2018).</li><li>Awasthi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulated+distribution+of+mitochondria+in+touch+receptor+neurons+of+C.+elegans+influences+touch+response.">Regulated distribution of mitochondria in touch receptor neurons of C. elegans influences touch response.</a> bioRxiv. , (2020).</li></ol>

Neste trabalho, um protocolo para fabricação e uso de um dispositivo microfluídico simples para o cultivo de C. elegans com suprimento constante de alimentos e imagens de alta resolução de um único animal durante seu desenvolvimento foi descrito. Este processo de fabricação é simples e pode ser feito em um ambiente não estéril. Um ambiente livre de poeira é fundamental durante as etapas de fabricação. A presença de partículas de poeira levaria ao contato inadequado entre as duas superfícies de l...

Caenorhabditis elegans provou ser um poderoso organismo modelo para estudar biologia celular, envelhecimento, biologia do desenvolvimento e neurobiologia. Vantagens como seu corpo transparente, ciclo de vida curto, fácil manutenção, número definido de células, homologia com vários genes humanos e genética bem estudada levaram C. elegans a se tornar um modelo popular tanto para descobertas de biologia fundamental quanto para pesquisas aplicadas 1,2. Compreender os processos biológicos e de desenvolvimento das células a partir de repetidas observações a longo prazo de animais individuais pode revelar-se benéfico. Convencionalmente, C. elegans é anestesiado em almofadas de ágar e fotografado ao microscópio. Os efeitos adversos dos anestésicos sobre a saúde dos animais limitam o uso de animais anestesiados para imagens intermitentes prolongadas e repetidas do mesmo animal 3,4. Avanços recentes em tecnologias microfluídicas e sua adaptação para aprisionamento sem anestesia de C. elegans com riscos insignificantes para a saúde permitem imagens de alta resolução do mesmo animal em um curto e longo período de tempo.
Os chips microfluídicos foram projetados para triagem de alto rendimento de C. elegans'5 6,7,8, aprisionamento e dispensação9, triagem de drogas10,11, estimulação de neurônios com imagens de alta resolução 12 e imagens de alta resolução do animal12,13,14. Folhas microfluídicas ultrafinas para imobilização em lâminas também foram desenvolvidas15. Estudos de longo prazo de C. elegans têm sido realizados utilizando imagens de baixa resolução de animais crescendo em cultura líquida para observar crescimento, dinâmica de cálcio, efeitos de drogas sobre seu comportamento16,17,18,19, sua longevidade e envelhecimento20. Estudos de longo prazo utilizando microscopia de alta resolução têm sido realizados para avaliar o desenvolvimento sináptico21, a regeneração neuronal22 e a adição mitocondrial23. Imagens de alta resolução de longo prazo e rastreamento do destino celular e diferenciação têm sido realizados em dispositivos multicanais24,25. Vários eventos celulares e subcelulares ocorrem ao longo das escalas de tempo de várias horas e requerem aprisionar o mesmo indivíduo em diferentes pontos de tempo durante o seu desenvolvimento para caracterizar todas as etapas intermediárias do processo para entender a dinâmica celular in vivo. Para visualizar processos biológicos, como organogênese, desenvolvimento neuronal e migração celular, o animal precisa ser imobilizado na mesma orientação em vários pontos de tempo. Publicamos anteriormente um protocolo para imagens de alta resolução de C. elegans por mais de 36 h para determinar onde as mitocôndrias são adicionadas ao longo dos neurônios receptores de toque (TRNs)23.
Este artigo fornece um protocolo para estabelecer uma metodologia baseada em microfluídica para imagens repetidas de alta resolução. Este dispositivo, com um único canal de fluxo, é mais adequado para imagens repetidas de um único animal por dispositivo. Para melhorar a produtividade e a imagem de muitos animais de uma só vez, vários dispositivos podem ser conectados à mesma linha de pressão, mas com conectores de três vias separados, controlando um único animal em cada dispositivo. O design é útil para estudos que exigem imagens de lapso de tempo de alta resolução, como processos de desenvolvimento pós-embrionários, migração celular, transporte de organelas, estudos de expressão gênica, etc. A tecnologia pode ser limitante para algumas aplicações, como estudos de tempo de vida e envelhecimento, que exigem crescimento paralelo e imagens de muitos animais em estágio avançado. O elastômero polidimetilsiloxano (PDMS) foi utilizado para a fabricação deste dispositivo devido à sua bioestabilidade26, biocompatibilidade 27,28, permeablilidade gasosa 29,30 e módulo elástico ajustável 31. Este dispositivo de duas camadas permite o crescimento de animais com suprimento contínuo de alimentos em um canal microfluídico e o aprisionamento de C. elegans individuais via compressão de membrana PDMS usando gás nitrogênio. Este dispositivo é uma extensão do dispositivo publicado anteriormente com a vantagem de cultivar e fotografar o mesmo animal no microcanal sob um suprimento contínuo de alimentos3. A rede de membrana de isolamento adicional e uma membrana de aprisionamento de 2 mm de largura permitem a imobilização eficiente de animais em desenvolvimento. O dispositivo tem sido usado para observar o desenvolvimento neuronal, o desenvolvimento vulvar e a arborização dendrítica em neurônios sensoriais PVD. Os animais crescem sem efeitos adversos à saúde no dispositivo e podem ser repetidamente imobilizados para facilitar a imagem de eventos subcelulares no mesmo animal durante o seu desenvolvimento.
Todo o protocolo é dividido em cinco partes. A Parte 1 descreve a fabricação do dispositivo para o chip de crescimento e imagem. A Parte 2 descreve como configurar um sistema de pressão para a deflexão da membrana PDMS para imobilizar e isolar C. elegans individuais. A Parte 3 descreve como sincronizar C. elegans em uma placa de meio de crescimento de nematoides (NGM) para imagens de dispositivos. A Parte 4 descreve como carregar um único animal no dispositivo e cultivar o animal dentro do dispositivo microfluídico por vários dias. A Parte 5 descreve como imobilizar um animal individual em vários pontos de tempo, capturar imagens de alta resolução usando diferentes objetivos e analisar as imagens usando Fiji.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>18 G needles</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Bangalore, India</td>
			<td>Gauge 18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-way stopcock</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>WW-30600-02</td>
			<td>Masterflex fitting with luer lock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CCD camera</td>
			<td>Andor Technology</td>
			<td>EMCCD C9100-13no</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circuit board film</td>
			<td>Fine Line Imaging, Colorado, USA</td>
			<td></td>
			<td>The designs are printed with 65,024 dots per inch (DPI)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Convection Oven</td>
			<td>Meta-Lab Scientific Industries, India</td>
			<td>MSI-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips</td>
			<td>Blue stat microscopic cover glass</td>
			<td></td>
			<td>22mm x 10Gms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Hi media</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harris uni-core puncher 1mm</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>Z708801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexamethyldisilazane</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Bangalore, India</td>
			<td>440191</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate</td>
			<td>&#160;IKA</td>
			<td>RCT B S 22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>26895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KOH</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser Scanning Microscope</td>
			<td>ZEISS</td>
			<td>LSM 5 LIVE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette tips</td>
			<td>Tarsons</td>
			<td></td>
			<td>0.5-10 &#181;L micropipette tips are used for food supply</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Negative Photoresist-1</td>
			<td>Microchem</td>
			<td>SU8-2025</td>
			<td>http://www.microchem.com/Prod-SU82000.htm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Negative Photoresist-2</td>
			<td>Microchem</td>
			<td>SU8-2050</td>
			<td>http://www.microchem.com/Prod-SU82000.htm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrogen gas</td>
			<td>Local Supplier</td>
			<td>Commercial nitrogen gas</td>
			<td>Cylinder volume of 7 cubic meter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDMS (Curing solution)</td>
			<td>Dow Corning Corporation, MI, USA</td>
			<td>&#160;Sylgard curing solution</td>
			<td>curing agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri plates</td>
			<td>Praveen Scientific Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma cleaner</td>
			<td>Harrick Plasma, NY, USA</td>
			<td>&#160;PDC-32G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor and blades</td>
			<td>Lister surgical Blade</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon Elastomer (Base)</td>
			<td>Dow Corning Corporation, MI, USA</td>
			<td>Sylgard 184 base</td>
			<td>elastomer base</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td>Plastic tubes with the inner diameter 1.59 mm and the outer diameter 3.18 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon wafer</td>
			<td>University Wafer, MA, USA</td>
			<td>[100] orientation, 4-inch diameter</td>
			<td>Small pieces (2 mm &#215; 2 mm) were cut from 100 mm diameter wafer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spin Coater</td>
			<td>SPS-Europe B.V., The Netherlands</td>
			<td>SPIN 150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spinning Disk microscope</td>
			<td>Perkin Elmer ultra-view VOX system</td>
			<td>CSU-X1-A3 N</td>
			<td>The system was equipped with four (405/488/561/640 nm) lasers and controlled with the Volocity software package.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU8 developer</td>
			<td>Microchem, MA, USA</td>
			<td>SU8 Developer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) silane</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Bangalore, India</td>
			<td>448931</td>
			<td>Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) silane vapor is toxic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV lamp</td>
			<td>Oriel Instruments, Bangalore, India</td>
			<td></td>
			<td>200 Watt and collimated UV light source</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volocity software</td>
			<td>Perkin-Elmer</td>
			<td></td>
			<td>Image analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple microfluidic chip for long-term growth and imaging of caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) provou ser um valioso sistema modelo para o estudo de processos biológicos de desenvolvimento e celular. Compreender esses processos biológicos geralmente requer imagens de longo prazo e repetidas do mesmo animal. Longos tempos de recuperação associados a métodos convencionais de imobilização feitos em almofadas de ágar têm efeitos prejudiciais sobre a saúde animal, tornando inadequado fotografar repetidamente o mesmo animal por longos períodos de tempo. Este artigo descreve um projeto de chip microfluídico, método de fabricação, protocolo de cultivo de C. elegans em chip e três exemplos de imagens de longo prazo para estudar processos de desenvolvimento em animais individuais. O chip, fabricado com polidimetilsiloxano e ligado em um vidro de cobertura, imobiliza os animais em um substrato de vidro usando uma membrana elastomérica que é desviada usando gás nitrogênio. A imobilização completa de C. elegans permite imagens robustas de lapso de tempo de eventos celulares e subcelulares de maneira livre de anestésico. Uma geometria do canal com uma grande seção transversal permite que o animal se mova livremente dentro de duas membranas de isolamento parcialmente seladas, permitindo o crescimento no canal com um suprimento contínuo de alimentos. Usando este chip simples, a imagem de fenômenos de desenvolvimento, como o crescimento do processo neuronal, o desenvolvimento vulvar e a arborização dendrítica nos neurônios sensoriais PVD, à medida que o animal cresce dentro do canal, pode ser realizada. O chip de crescimento e imagem a longo prazo opera com uma única linha de pressão, sem válvulas externas, consumíveis fluídicos baratos e utiliza protocolos padrão de manuseio de vermes que podem ser facilmente adaptados por outros laboratórios usando C. elegans.

Caracterização do dispositivo: O dispositivo de crescimento e imagem consiste em duas camadas PDMS unidas (Figura 1) usando ligação de plasma irreversível. A camada de fluxo (padrão 1) que tem 10 mm de comprimento e 40 μm ou 80 μm de altura nos permite cultivar o animal em cultura líquida (Figura 1A). A camada de aprisionamento (padrão 2) possui uma membrana de 2 mm de largura (Figura 1B) para imobilizaç...

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A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

O protocolo descreve um projeto de chip microfluídico simples e metodologia de microfabricação usada para cultivar C. elegans na presença de um suprimento contínuo de alimentos por até 36 h. O dispositivo de crescimento e imagem também permite imagens intermitentes de alta resolução a longo prazo de processos celulares e subcelulares durante o desenvolvimento por vários dias.

Um chip microfluídico simples para crescimento a longo prazo e imagem de Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) have proved to be a valuable model system for studying developmental and cell biological processes. Understanding ...

A principal vantagem desta técnica é que o animal pode crescer livremente dentro do dispositivo e pode ser preso para imagens de alta resolução. O dispositivo pode ser reutilizado várias vezes. Ao fabricar o dispositivo, a limpeza é o fator mais importante para poder fabricar dispositivos livres de poeira para evitar vazamentos durante as operações do dispositivo.Para começar o padrão de projeto um para a camada de fluxo e o padrão dois para a camada de controle usando formas retangulares em um software de processamento de texto e imprimir as máscaras fotográficas com a ajuda de um plotter a laser com um tamanho mínimo de oito micrômetros em filme à base de poliéster. Corte as bolachas de silício em pedaços quadrados de 2,5 centímetros de altura e largura. Limpe-os com hidróxido de potássio a 20% por um minuto e enxágue as bolachas em água deionizada.Use uma bolacha para o fluxo e a outra para a camada de controle. Seque as peças com 14 P-S-I de gás nitrogênio comprimido seguido de desidratação em uma placa quente a 120 graus Celsius por quatro horas. Após o resfriamento, pegue uma peça de silício, coloque-a no mandril de um codificador de rotação e ligue o vácuo para manter a bolacha no lugar.Coloque aproximadamente 20 microlitros de hexametildisilano na peça de silício e cubra-a usando o codificador de spin a 500 R-P-M por cinco segundos, seguido por 3000 R-P-M por 30 segundos. Para obter uma espessura fotorresistente uniforme de aproximadamente 40 micrômetros específica para a camada de fluxo, cubra a bolacha de silício com aproximadamente 1,5 mililitros de fotorresistência negativa usando um codificador de spin a 500 R-P-M por cinco segundos, seguido por 2000 R-P-M por 30 segundos. Repetir o revestimento da peça de silício com hexametildisilano e fotorresistência negativa para a segunda bolacha para obter uma espessura fotorresistente uniforme de aproximadamente 40 micrômetros específica para a camada de controle.Alternativamente, para aumentar a espessura da camada de fluxo para aproximadamente 80 micrômetros para animais mais velhos, cubra bolachas de silício com aproximadamente 1,5 mililitros de fotorresistência negativa dois, usando o codificador de spin a 500 R-P-M por cinco segundos, seguido por 2000 R-P-M por 30 segundos. Asse os pedaços de silicone revestidos anteriormente fotorresistentes em uma placa quente a 65 graus Celsius por um minuto, seguido por 95 graus Celsius por 10 minutos. Após o resfriamento, coloque peças de silicone cozidas macias no estágio de exposição do iluminador U-V com a superfície revestida fotorresistente voltada para a lâmpada U-V.Exponha as duas peças separadamente ao U-V por 15 segundos usando uma lâmpada de 200 watts através de uma máscara fotográfica com padrões um e dois para obter camadas de fluxo e controle, respectivamente. Asse os dois pedaços de silicone expostos, conforme descrito anteriormente, com camadas revestidas voltadas para cima. Após o resfriamento das peças, desenvolva os padrões mergulhando as peças de silicone na solução reveladora fotorresistente por 20 minutos.Uma vez que o padrão esteja visível, lave as peças com álcool isopropílico puro e seque suavemente usando gás nitrogênio. Mantenha as peças de silicone em um exsicador com a superfície revestida voltada para cima. Exponha as peças a vapores de silano derramando 50 microlitros de T-C-P-F-O-S puro em uma lâmina de vidro.Coloque a lâmina dentro de um exsicador e incube por duas horas. Faça P-D-M-S em um copo de plástico, misturando a base do elastômero com o agente de cura e mexa constantemente por três minutos. Degaseifique a mistura P-D-M-S em um exsicador por 30 minutos para remover todas as bolhas de ar.Coloque as bolachas de silício da camada de controle em uma placa de Petri e despeje uma camada de mistura P-D-M-S de cinco milímetros de espessura sobre as peças de silício. Após o processo de derramamento P-D-M-S, repita a desgaseificação da mistura P-D-M-S. Coloque a bolacha de silício com a camada de fluxo voltada para o caminhão rotador aplicando pressão de vácuo de 200 a 500 militorres.Despeje aproximadamente um mililitro de P-D-M-S sobre a bolacha de silício. Codifique-o usando um revestidor de spin para obter uma camada de aproximadamente 80 micrômetros de espessura. Asse as duas bolachas de silício com o P-D-M-S revestido de spin e despeje as camadas P-D-M-S a 50 graus Celsius em um forno de convecção de ar quente por seis horas.Depois de esfriar, as peças cortam a camada P-D-M-S de cinco milímetros de espessura da peça de silício ao redor da camada de controle usando uma lâmina afiada e retiram-na do substrato de silício. Perfure dois orifícios de aproximadamente um milímetro de diâmetro usando um perfurador Harris no reservatório do bloco P-D-M-S para conectar as entradas do canal de imobilização e do canal de isolamento às linhas de gás para deflexões de membrana P-D-M-S. Coloque a peça de silício com a camada P-D-M-S revestida por rotação no padrão um com a superfície revestida de P-D-M-S voltada para cima em uma bandeja de plástico.Mantenha o bloco P-D-M-S perfurado com o padrão dois na bandeja com o lado moldado voltado para cima. Mantenha a bandeja de plástico dentro de um limpador de plasma e exponha as duas superfícies P-D-M-S a 18 watts de plasma a ar por dois minutos aplicando baixo vácuo. Retire os dois blocos tratados com plasma e ligue suavemente os blocos pressionando as superfícies tratadas com plasma dos padrões um e dois juntos.Asse os padrões colados a 50 graus Celsius por duas horas em um forno de convecção de ar quente. Depois de tirar o dispositivo colado do forno, corte-o da bolacha de silício com o padrão um e o padrão dois e faça furos nos reservatórios de entrada e saída da camada de fluxo usando o perfurador Harris. Coloque o bloco P-D-M-S colado com a camada de fluxo voltada para cima em uma bandeja de plástico e mantenha um vidro de cobertura limpo na mesma bandeja.Exponha os blocos no vidro da tampa a 18 watts de plasma de ar por dois minutos. Ajuste a pressão de vácuo para ver uma câmara violeta. Coloque o bloco P-D-M-S exposto a plasma no vidro da tampa e asse a estrutura colada em um forno a 50 graus Celsius por duas horas.Armazene o dispositivo em uma câmara limpa para qualquer experimento futuro. Pegue o dispositivo, coloque-o em um microscópio estéreo e prenda as tubulações. Conecte um tubo microflex a uma linha de gás nitrogênio comprimido e a um conector de três vias na outra extremidade.Conecte os tubos um e dois dos conectores de três vias ao purgador em membranas isolantes, respectivamente. Conecte dois tubos microflex às duas portas de saída da torneira de três vias. Conecte a outra extremidade dos dois tubos a uma agulha de calibre 18 de oito milímetros de comprimento.Preencha a camada de fluxo com buffer M-9 usando uma micropipeta através da porta de entrada. Encha ambos os tubos com água deionizada através da extremidade conectada à agulha. Insira as duas agulhas nos orifícios perfurados que ligam a membrana de isolamento e aprisionamento.Abra o regulador de gás nitrogênio a 14 P-S-I e gire a válvula de três vias do tubo um para empurrar a água para o dispositivo através dos canais microfluídicos nas camadas de controle, ou seja, as membranas de armadilha e isolamento. Libere a pressão usando a torneira de três vias, uma vez que os canais estejam cheios de água e preparados. Remova as bolhas fluindo mídia adicional através do canal de fluxo.A figura mostra imagens de P-S-3-2-3-9, animal crescendo dentro do chip microfluídico e imobilizado a cada oito a 10 horas para capturar imagens de fluorescência. A variação no padrão de expressão representa um exemplo de regulação genética temporal em que o mesmo gene é expresso em diferentes células em diferentes estágios de desenvolvimento. A imagem do genótipo W-D-I-S-5-1 individual de caenorhabditis elegans mostra arquitetura dendrítica ramificada semelhante a menorá em cada neurônio P-V-D, compreendendo processos primários, terciários secundários e quaternários nos estágios de desenvolvimento L-2, L-2 tardio, L-3 e L-4, respectivamente.A figura aqui compara o desenvolvimento de P-V-D e os animais cultivados por dispositivos, e aqueles cultivados em placas N-G-M. Os números de S-P e Q-P em diferentes estágios do desenvolvimento do verme aumentaram com a idade. Caenorhabditis elegans foi tratada com uma gota de três levamisol milimolares para causar paralisia suficiente necessária para imagens de alta resolução.Os valores de S-P não foram significativamente diferentes quando medidos a partir de animais em estádios semelhantes cultivados em placas N-G-M e fotografados usando três levamisol milimolar em uma lâmina de ágar. Além disso, a distância entre os dois corpos celulares P-V-C, um presente na cauda e o segundo presente perto da vulva, aumenta à medida que se afastam tanto em animais cultivados no dispositivo quanto naqueles cultivados em placas N-G-M. A figura representa a imagem de alta resolução dos neurônios receptores de toque de animais que crescem dentro do dispositivo microfluídico.A montagem representa todo o processo neuronal P-L-M-R em pontos de tempo sucessivos, destacando as mitocôndrias e o processo neuronal. O gráfico representa o comprimento total do processo neuronal, que foi observado para aumentar com uma inclinação de 10,4 micrômetros por hora. O dispositivo microfabricado usa uma fina membrana P-D-M-S desviada na presença de gás nitrogênio de alta pressão para imobilizar e manter os C-elegans no lugar para imagens de alta resolução.Este procedimento pode permitir estudos longitudinais de processos celulares e subcelulares em C-elegans que necessitam de observações intermitentes durante um longo período de tempo.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

Métodos de detecção de fluorescência para as plataformas de gotículas microfluídicos

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

Bioengenharia

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Simples dispositivos microfluídicos para<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging de<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; E Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

Electrotaxis baseados em microfluídica para análise quantitativa On-demand de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Microfluidic Chip Fabrication and Method to Detect Influenza

Fabricação de chips microfluídicos e método para detectar a gripe

Fast  and effective diagnostics play an important role in controlling infectious  disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we ...

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

Um chip microfluídico para a Versátil Análise Química de células individuais

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

Long-term Intravital Immunofluorescence Imaging of Tissue Matrix Components with Epifluorescence and Two-photon Microscopy

Longo prazo intravital Imunofluorescência imagem do tecido componentes da matriz com epifluorescência e microscopia de dois fótons

Besides being a physical scaffold to maintain tissue morphology, the extracellular matrix (ECM) is actively involved in regulating cell and tissue ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Um chip microfluídico para ICPMS Amostra Introdução

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

The Multi-organ Chip - A Microfluidic Platform for Long-term Multi-tissue Coculture

O Chip Multi-organ - Uma plataforma microfluídica para longo prazo Coculture Multi-tecidos

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

Electrotaxis Estudos de pulmão células de câncer usando um Multichannel Dual-elétrico-campo Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Long-term Live Imaging Device for Improved Experimental Manipulation of Zebrafish Larvae

A longo prazo dispositivo de imagens ao vivo para melhor manipulação Experimental de larvas de Zebrafish

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