Name: autofluorescence imaging to evaluate cellular metabolism
Uploaded: 2021-11-15T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Autofluorescence Imaging to Evaluate Cellular Metabolism at JoVE.com

Finansieringskällor inkluderar Cancer Prevention and Research Institute of Texas (CPRIT RP200668) och Texas A & M University. Figur 1 skapades med BioRender.com.

1. Cellplätering för avbildning
<ol><li>Aspirera mediet från en 80-90% sammanflytande T-75-kolv av MCF-7-celler, skölj cellerna med 10 ml steril fosfatbuffrad saltlösning (PBS) och tillsätt 2 ml 0,25% trypsin (1x) för att lossa cellerna från kolvbotten.</li>
	<li>Inkubera kolven vid 37 °C i ~4 min. Kontrollera cellerna under mikroskopet för att bekräfta lossningen.</li>
	<li>Tillsätt omedelbart 8 ml odlingsmedium för att avaktivera trypsinet.</li>
	<li>Samla cellerna i ett koniskt rör (15...

Autofluorescensintensitet och livstidsavbildning har använts i stor utsträckning för att bedöma metabolism i celler21,55. FLIM är högupplöst och löser därför enskilda celler, vilket är viktigt för cancerstudier eftersom cellulär heterogenitet bidrar till tumöraggression och läkemedelsresistens7,39,41,44,45,46,58.</su...

Metabolism är den cellulära processen att producera energi. Cellulär metabolism omfattar flera vägar, inklusive glykolys, oxidativ fosforylering och glutaminolys. Friska celler använder dessa metaboliska vägar för att generera energi för spridning och funktion, såsom produktion av cytokiner av immunceller. Många sjukdomar, inklusive metaboliska störningar, cancer och neurodegeneration, kännetecknas av förändrad cellulär metabolism1. Till exempel har vissa cancercelltyper förhöjda glykolyshastigheter, även i närvaro av syre, för att generera molekyler för syntes av nukleinsyror, proteiner och lipider2,3. Detta fenomen, känt som Warburg-effekten, är ett kännetecken för många cancertyper, inklusive bröstcancer, lungcancer och glioblastom4. På grund av förändringarna i cellulär metabolism i samband med cancerprogression kan cellulär metabolism vara en surrogatbiomarkör för läkemedelssvar5,6. Dessutom är det avgörande att förstå läkemedelseffekten på cellulär nivå eftersom cellheterogenitet kan leda till olika läkemedelssvar hos individer7,8.
Teknik som identifierar och kvantifierar förändringar i cellulär metabolism är avgörande för studier av cancer och läkemedelsrespons. Kemiska analyser och proteinanalyser används för att utvärdera metabolismen av celler eller vävnader men saknar encellsupplösning och rumslig information. Metaboliska plattläsarbaserade analyser kan mäta pH och syreförbrukning i provet över tid och efterföljande metabolisk störning av kemikalier. PH kan användas för att beräkna den extracellulära försurningshastigheten (ECAR), vilket ger en inblick i cellernas glykolytiska aktivitet9. Helkroppsavbildningsmetoder, inklusive 2-[fluor-18] fluor-D-glukospositronemissionstomografi (FDG PET) och magnetisk resonansspektroskopi (MRS), är icke-invasiva bildmetoder som används kliniskt för att identifiera tumöråterfall och läkemedelseffekt genom metaboliska mätningar10,11,12,13,14.
FDG-PET avbildningar vävnadsupptaget av FDG, en radioaktivt märkt glukosanalog. Ökat upptag av FDG-PET av tumörer i förhållande till omgivande vävnad beror på Warburg-effekten12,13. MRS bilder vanliga kärnor av molekyler som används för metabolism, såsom 13C och 31P, och kan få dynamisk information om hur ämnesomsättningen förändras som svar på stimuli, såsom motion eller ätande14. Även om FDG-PET och MRS kan användas kliniskt, saknar dessa tekniker den rumsliga upplösningen för att lösa intratumoral heterogenitet. På samma sätt görs syreförbrukningsmätningar på en bulkpopulation av celler. Autofluorescensavbildning övervinner det rumsliga upplösningshinderet för dessa tekniker och ger en icke-invasiv metod för att kvantifiera cellulär metabolism.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63282/63282fig01v2.jpg"> Figur 1: NADH och FAD i vanliga metaboliska vägar. NADH och FAD är koenzymer som används i glykolys, Krebs-cykeln och elektrontransportkedjan. Autofluorescensavbildning av dessa molekyler ger information om cellulär metabolism. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63282/63282fig01largev2.jpg" target="_blank">Klicka här för att se en större version av denna figur.</a>
Reducerad nikotinamidadenin (fosfat) dinukleotid (NAD(P)H) och oxiderad flavinadenindinukleotid (FAD) är koenzymer av metaboliska reaktioner, inklusive glykolys, oxidativ fosforylering och glutaminolys (figur 1). Både NAD(P)H och FAD är autofluorescerande och ger endogen kontrast för fluorescensavbildning1,15. NADPH har liknande fluorescerande egenskaper som NADH. På grund av detta används NAD(P)H ofta för att representera den kombinerade signalen för NADH och NADPH2,16.
Fluorescens livstidsavbildning (FLIM) kvantifierar fluorescensens livstid eller den tid för vilken en fluorofor är i exciterad tillstånd. Fluorescenslivslängder svarar mot fluoroforernas mikromiljö och ger information om cellulär metabolism17. NAD(P)H och FAD kan existera i celler i antingen proteinbundna eller fria konformationer, som var och en har en annan livstid. Fri NAD(P)H har en kortare livslängd än proteinbunden NAD(P)H; omvänt har fri FAD en längre livslängd än bunden FAD18,19. Komponenternas livslängd och livslängdsvikter kan kvantifieras från sönderfallsdata för fluorescenslivslängd genom ekv. (1)20:
I(t) = α 1e-t/τ1 + α 2e-t/τ2 + C (1)
Eq (1) representerar den normaliserade fluorescensintensiteten som en funktion av tiden. De α 1 och α 2 i denna ekvation representerar de proportionella komponenterna för korta respektive långa livstider (α 1+ α 2 = 1), τ1 respektive τ2 representerar de korta respektive långa livslängderna och C står för bakgrundsljus7,20. Den amplitudviktade livslängden, som här representeras som τm, beräknas med hjälp av ekv.
τm= α 1τ1+ α 2τ2 (2)
En genomsnittlig livslängd kan beräknas genom att medelvärdet "t" över fluoroforens intensitetsförfall, vilket för ett två-exponentiellt sönderfall visas av Eq. (3) 17,21.
τ*m= (α 1τ12+ α 2τ22)/ (α 1τ1+ α 2τ2) (3)
En fluorescensintensitetsbild kan beräknas från livstidsbilden genom att integrera fluorescenslivslängdsförfallet. Autofluorescensavbildning är en icke-destruktiv och etikettfri metod som kan användas för att karakterisera metabolismen av levande celler vid en subcellulär upplösning. Det optiska redoxförhållandet ger ett optiskt analogt mått på cellens kemiska redoxtillstånd och beräknas som förhållandet mellan NAD(P)H och FAD-intensiteter. Även om formeln för beräkning av det optiska redoxförhållandet inte är standardiserad22,23,24,25, definieras den här som INTENSITETEN AV FAD över de kombinerade intensiteterna av NAD(P)H och FAD. Denna definition används eftersom den summerade intensiteten i nämnaren normaliserar måttet mellan 0 och 1, och det förväntade resultatet av cyanidhämningen är en minskning av redoxförhållandet. Fluorescenslivslängderna för fri NAD(P)H och FAD ger insikt i förändringar i det metaboliska lösningsmedlets mikromiljö, inklusive pH, temperatur, närhet till syre och osmolaritet17.
Förändringar i fluorescenslivslängden för de bundna fraktionerna av NAD(P)H och FAD kan indikera metaboliskt vägutnyttjande och substratspecifik metabolism26. Komponentvikter kan tolkas för förändringar i den fria till den bundna fraktionen av koenzymerna18,19. Sammantaget möjliggör dessa kvantitativa autofluorescenslivstidsmått analys av cellulär metabolism, och autofluorescensavbildning har använts för att identifiera neoplasmer från normala vävnader27,28, karakterisera stamceller29,30, utvärdera immuncellsfunktionen31,32,33,34,35, mäta neurologisk aktivitet36, 37,38 och förståelse för läkemedelseffekt vid cancertyper som bröstcancer och huvud- och halscancer21,39,40,41,42. Högupplöst autofluorescensavbildning kan kombineras med bildsegmentering för encellsanalys och kvantifiering av intrapopulationens heterogenitet43,44,45,46,47.
NAD(P)H och FAD kan avbildas på enfoton- eller multifotonfluorescensmikroskop konfigurerade för intensitets- eller livstidsavbildning. För enfotonmikroskop exciteras NAD(P)H och FAD vanligtvis vid våglängder på 375-405 nm respektive 488 nm på grund av vanliga laserkällor vid dessa våglängder48. Vid excitation av tvåfotonfluorescens kommer NAD(P)H och FAD att excitera vid våglängder på cirka 700 till 750 nm respektive 700 till 900 nm15,49. När fluoroforerna är exciterade avger NAD(P)H och FAD fotoner vid våglängder mellan ~ 410 nm till ~ 490 nm respektive ~ 510 nm till ~ 640 nm15. NAD(P)H- och FAD-maximaemissionsvåglängderna är cirka 450 nm respektive 535 nm48.
På grund av deras olika excitations- och emissionsvåglängder kan fluorescensen hos de två metaboliska koenzymerna isoleras spektralt. En förståelse av de spektrala egenskaperna hos NAD(P)H och FAD är nödvändig för design och optimering av autofluorescensavbildningsprotokoll. Cyanid är en elektrontransportkedja (ETC) komplex IV-hämmare. Effekterna av cyanid på cellulär metabolism och autofluorescensintensiteterna och livslängderna för NAD(P)H och FAD i celler är väl karakteriserade27,40. Därför är ett cyaniduppstubbningsexperiment ett effektivt sätt att validera NAD(P)H- och FAD-bildprotokoll. Ett framgångsrikt cyanidexperiment ger förtroende för att NAD (P) H och FAD-bildprotokollet kan användas för att bedöma metabolismen av okända grupper eller störningar.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2-deoxy-d-glucose (2-DG)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>AC111980000; AC111980010; AC111980050; AC111980250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic Antimicrobial (pen-strep)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15240096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Samples</td>
			<td>American Type Culture Collection</td>
			<td>N/A</td>
			<td>MCF-7 cancer line</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CellProfiler</td>
			<td>Broad Institute</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Image analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conical Tube</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89039-664</td>
			<td>15 mL conical tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>11965092</td>
			<td>Culture media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FAD dichroic mirror</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF495-Di03-25x36</td>
			<td>495 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FAD emission filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-550/88-25</td>
			<td>550/88 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FAD excitation filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-458/64-25</td>
			<td>458/64 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>16000036</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence Lifetime Microscope</td>
			<td>3i</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass bottom dish</td>
			<td>MatTek Corp</td>
			<td>P35G-1.0-14-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multiphoton Laser</td>
			<td>Coherent</td>
			<td>N/A</td>
			<td>2P Coherent Laser, Tunable 680 nm-1080 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NAD(P)H dichroic mirror</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF409-Di03-25x36</td>
			<td>409 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NAD(P)H emission filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF02-447/60-25</td>
			<td>447/60 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NAD(P)H excitation filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-357/44-25</td>
			<td>357/44 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>70011044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Cyanide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>380970</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SlideBooks 6</td>
			<td>3i</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Image acquisition software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SPCImage</td>
			<td>Becker &#38; Hickl GmbH</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Fluorescence lifetime analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stage Top Incubator</td>
			<td>okoLab</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin</td>
			<td>Biosciences</td>
			<td>786-262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urea</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>U5128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>YG beads</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>19096-2</td>
			<td>Yg microspheres (20.0 &#181;m)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

autofluorescence imaging to evaluate cellular metabolism

Cellulär metabolism är den process genom vilken celler genererar energi, och många sjukdomar, inklusive cancer, kännetecknas av onormal metabolism. Reducerad nikotinamidadenin (fosfat) dinukleotid (NAD(P)H) och oxiderad flavinadenindinukleotid (FAD) är koenzymer av metaboliska reaktioner. NAD(P)H och FAD uppvisar autofluorescens och kan isoleras spektralt genom excitation och emissionsvåglängder. Båda koenzymerna, NAD(P)H och FAD, kan existera i antingen en fri eller proteinbunden konfiguration, som var och en har en distinkt fluorescenslivslängd - den tid för vilken fluoroforen förblir i det exciterade tillståndet. Fluorescens livstidsavbildning (FLIM) möjliggör kvantifiering av fluorescensintensiteten och livslängden för NAD(P)H och FAD för etikettfri analys av cellulär metabolism. Fluorescensintensitet och livstidsmikroskop kan optimeras för avbildning av NAD(P)H och FAD genom att välja lämpliga excitations- och emissionsvåglängder. Metaboliska störningar av cyanid verifierar autofluorescensavbildningsprotokoll för att upptäcka metaboliska förändringar i celler. Denna artikel kommer att demonstrera tekniken för autofluorescensavbildning av NAD (P) H och FAD för mätning av cellulär metabolism.

Epitelcancercellinjen, MCF-7, odlades i DMEM kompletterat med 10% fetalt bovint serum (FBS) och 1% penicillin-streptomycin. För fluorescensavbildning såddes cellerna med en densitet av 4 × 105 celler per 35 mm glasbottenavbildningsskål 48 timmar före avbildning. Cellerna avbildades före och efter cyanidbehandling med hjälp av de protokoll som anges ovan. Målet med cyanidexperimentet är att bekräfta spektral isolering av NAD(P)H och FAD-fluorescens och validera bildsystemet och analysprotokollet för ...

Watch this Scientific Journal Video about Autofluorescence Imaging to Evaluate Cellular Metabolism at JoVE.com

Autofluorescence Imaging to Evaluate Cellular Metabolism

Detta protokoll beskriver fluorescensavbildning och analys av endogena metaboliska koenzymer, reducerad nikotinamidadenin (fosfat) dinukleotid (NAD (P) H) och oxiderad flavinadenindinukleotid (FAD). Autofluorescensavbildning av NAD(P)H och FAD ger en etikettfri, icke-destruktiv metod för att bedöma cellulär metabolism.

Autofluorescensavbildning för att utvärdera cellulär metabolism

Cellular metabolism is the process by which cells generate energy, and many diseases, including cancer, are characterized by abnormal metabolism. Reduced ...

ADH och FAD är endogena molekyler som uppvisar autofluorescens vid olika excitations- och emissionsvåglängder. På grund av deras användning som samenzymer av metaboliska reaktioner kan autofluorescensmikroskopi bedöma cellulär metabolism. Autofluorescensavbildning av NADH och FAD kräver inte exogena etiketter och är en icke-destruktiv metod med subcellulär upplösning.Autofluorescensmikroskopi kan användas på levande prover och för tidskursstudier. Autofluorescent avbildning kan i stor utsträckning tillämpas på alla levande celler eller vävnader. Autofluorescent imaging har använts på neuron, cancerceller, tumör, in vivo, stamceller och immunceller.Demonstrerar förfarandet kommer att vara Linghao Hu, en doktorand från Quantitative Optical Imaging Laboratory vid Texas A & M University. Starta experimentet genom att slå på alla komponenter i multifotonfluorescensens livstidsmikroskop, inklusive laserkällan och detektorerna. Innan provplacering, slå på den ljusa fältlampan och se till att ljuset går in i okularet.Välj sedan ett mål för cellavbildningen. Om du inte använder ett luftmål, använd en droppe av lämpligt nedsänkningsmedium ovanpå målet. Placera glasskålen på provhållaren på mikroskopsteget.Centrera sedan provet med målet med hjälp av X / Y-stegskontrollen Se till att provet är säkrat och inte kommer att röra sig under avbildningen. När du är klar, titta in i okularet och flytta målet upp för att fokusera på cellerna. Om mikroskopet befinns i ett hölje stänger du luckan till ljuslådan.Öppna sedan programvaran för bildförvärv och klicka på fliken Multi-photon Imaging för att ställa in parametrarna för multifotonavbildning enligt beskrivningen i manuskriptet. Justera detektorns förstärkning till det optimala värdet för fluorescensens livstidsavbildning, eller FILM. Ändra sedan uppehållstiden för laserutgifterna vid varje pixel i provet till önskat värde.För nikotinamidadeninfosfat dinukleotid, eller NADPH, ställ in multifotonlasern till 750 nanometer. Bekräfta sedan att effektkontrollen för lasern är inställd på noll så att cellerna inte skadas när slutaren på lasern öppnas. Ställ in ett utsläppsfilter på 400 till 500 nanometer.När parametrarna är inställda börjar du avbilda på ett fokuserings- eller livevisningssätt för att optimera bildinställningarna. Öka långsamt lasereffekten från tre till åtta milliwatt samtidigt som du ser till att cellerna är i fokus. När du har justerat registrerar du den maximala effekten som används.Använd den inspelade inställningen för maximal effekt för avbildning på andra segment av petriskålen. Samla in en NADPH-FILM-bild med en bildintegrationstid på 60 sekunder och kontrollera att bilden har ett tillräckligt antal fotoner, till exempel en topp på 100 fotoner för en cytoplasmapixel inom fluorescensens livstidsförfallskurva. Om antalet fotoner är för lågt, öka lasereffekten eller varaktigheten av bildförvärvet.För flavindenindenindiukleotiden, eller FAD, avbildning, ställ in multifotonlasern till 890 nanometer och vänta tills lasern låser sig vid den nya våglängden. Se till att effektkontrollen för lasern är inställd på noll från början. Ställ in ett utsläppsfilter på 500 till 600 nanometer.För att optimera bildinställningarna, börja avbilda på ett fokuserande eller live-view-sätt genom att öka lasereffekten till 5 till 10 milliwatt och registrera den maximala effekten som används. Använd samma effektinställning för FAD-avbildning av efterföljande synfält. Samla in FAD-FILM-bilden med en bildintegrationstid på 60 sekunder och kontrollera att bilden har tillräckligt med fotoner inom fluorescensens livstidsförfallskurva.Om antalet fotoner är för lågt, öka lasereffekten eller varaktigheten av bildförvärvet och upprepa avbildningen för ytterligare fyra till fem synfält, eller FOVs, med varje bild åtskild på två FOV bort. För att göra en 80-millimolär natriumcyanidlösning, lösa upp 130,24 milligram natriumcyanid i 25 ml PBS. Från odlingsskålen aspirera 100 mikroliter odlingsmedium för att ersätta med 100 mikroliter natriumcyanidlösning för att erhålla en fyra millimolär koncentration av cyanid i skålen.Sätt cellerna i en inkubator i fem minuter för att låta cellerna reagera med cyanidlösningen. Efter cyanidexponeringen, förvärva NADPH- och FAD-bilder av cellerna som beskrivits tidigare. Studien beräknade fluorescenslivslängdsparametrarna med hjälp av den uppmätta instrumentsvarsfunktionen, eller IRF, från urea.Parametrarna var i genomsnitt över pixlarna i cytoplasman för varje cell som användes för segmentering. Enskilda celler identifierades och maskerades för att eliminera bakgrundsbrus. Därefter identifierades kärnan och projicerades på cellmasken.Vidare filtrerades cellerna för att avlägsna de maskerade områdena som inte passar storleken på typiska celler. Livstidsavbildningen av multifotonfluorescens av NADPH och FAD möjliggjorde visualisering av cellmorfologi och metabolism före och efter cyanidbehandling. Det observerades att NADPH-livslängden minskar med cyanidbehandling, medan FAD-livslängden ökar efter cyanidbehandling.Det representativa låddiagrammet indikerade att det optiska redoxförhållandet för MCF7-celler minskade efter cyanidbehandling. Cyanidexponeringen minskade den amplitudviktade NADPH-livslängden för MCF7-celler. De korta och långa livslängderna minskade för NADPH, men ökade för NADPH alfa ett.För FAD ökade den amplitudviktade livslängden för MCF7-celler efter cyanidexponering. Både den korta och långa livslängden ökade för FAD, men minskade för FAD alfa en. Det är viktigt att ha tillräckligt med laserkraft som går till proverna, men kom ihåg att för mycket kraft kan orsaka skador på cellerna.Eftersom autofluorescensavbildning inte skadar cellerna kan efterföljande biokemiska analyser användas på samma prover.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

High-resolution Fiber-optic Microendoscopy for in situ Cellular Imaging

High-resolution Fiber-optic Microendoscopy for in situ Cellular Imaging

Högupplöst Fiberoptiska Microendoscopy för På plats Cellular Imaging

Many biological and clinical studies require the longitudinal study and analysis of morphology and function with cellular level resolution.  ...

Analyzing Cellular Internalization of Nanoparticles and Bacteria by Multi-spectral Imaging Flow Cytometry

Analysera Cellulär internalisering av Nanopartiklar och bakterier genom att multispektralt Imaging Flow Cytometry

Nanoparticulate  systems have emerged as valuable tools in vaccine delivery through their  ability to efficiently deliver cargo, including proteins, to ...

Models and Methods to Evaluate Transport of Drug Delivery Systems Across Cellular Barriers

Modeller och metoder för att utvärdera Transport av Drug Delivery System Across Cellular Hinder

Sub-micrometer carriers (nanocarriers; NCs) enhance efficacy of drugs by improving solubility, stability, circulation time, targeting, and release. ...

Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification

Använda Cell-substrat Impedans och levande cell imaging att mäta Realtids Förändringar i Cellular Adhesion och De-vidhäftning inducerad av Matrix Ändring

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and ...

Initial Evaluation of Antibody-conjugates Modified with Viral-derived Peptides for Increasing Cellular Accumulation and Improving Tumor Targeting

Första utvärdering av antikropp-konjugat modifierad med Viral-derived peptider för att öka cellulära ackumulering och förbättra tumör inriktning

Antibody-conjugates (ACs) modified with virus-derived peptides are a potentially powerful class of tumor cell delivery agents for molecular payloads used ...

Calorespirometry: A Powerful, Noninvasive Approach to Investigate Cellular Energy Metabolism

Calorespirometry: En kraftfull, icke-invasiv metod att undersöka cellernas energimetabolism

Many cell lines used in basic biological and biomedical research maintain energy homeostasis through a combination of both aerobic and anaerobic ...

Intra-cardiac Side-Firing Light Catheter for Monitoring Cellular Metabolism using Transmural Absorbance Spectroscopy of Perfused Mammalian Hearts

Intra-kardiell sido bränning ljus kateter för övervakning cellulär metabolism med transmural Absorbansspektroskopi av parfymera däggdjurs hjärtan

Absorbance spectroscopy of cardiac muscle provides non-destructive assessment of cytosolic and mitochondrial oxygenation via myoglobin and cytochrome ...

3D Analysis of Multi-cellular Responses to Chemoattractant Gradients

3D-analys av flera cellulära svar på Chemoattractant gradienter

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and ...

Imaging Integrin Tension and Cellular Force at Submicron Resolution with an Integrative Tension Sensor

Imaging Integrin spänningar och cellulära kraft på Submicron upplösning med en integrativ spänningar sensorn

Molecular tension transmitted by integrin-ligand bonds is the fundamental mechanical signal in the integrin pathway that plays significant roles in many ...

Preparation of Tunable Extracellular Matrix Microenvironments to Evaluate Schwann Cell Phenotype Specification

Beredning av Tunable Extracellular Matrix Microenvironments att utvärdera Schwann Cell Fenotyp Specifikation

Traumatic peripheral nervous system (PNS) injuries currently lack suitable treatments to regain full functional recovery. Schwann cells (SCs), as the ...