Name: embryo injection technique for gene editing in the black-legged tick, ixodes scapularis
Uploaded: 2022-09-13T13:20:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Embryo Injection Technique for Gene Editing in the Black-Legged Tick, Ixodes scapularis at JoVE.com

Die Autoren danken Channa Aluvihare und Yonus Gebermicale, ITF, UMD, für Einblicke und Unterstützung in der Anfangsphase der Protokollentwicklung. Wolframnadeln waren ein großzügiges Geschenk von David O'Brochta, ITF, UMD. Wir danken Dr. Ladislav Simo für die Prüfung dieses Protokolls in I. ricinus und für aufschlussreiche Diskussionen. Dieses Projekt wurde von NIH-NIAID R21AI128393 und Plymouth Hill Foundation, NY to MG-N, Startkapital von der University of Nevada an AN, dem National Science Foundation Grant No. 2019609 an MG-N und AN und einem Peer-to-Peer Grant von IGTRCN an AS finanziert.

Ixodes scapularis Erwachsene wurden entweder von der Oklahoma State University (OSU) gekauft oder an der University of Nevada, Reno (UNR) aufgezogen (IACUC-Protokoll #21-001-1118).
1. Vorbereitung weiblicher Zecken für die Embryonenentnahme
HINWEIS: Um Eier in angemessenem Alter zu sammeln, ist es wichtig, die Eiablage zu synchronisieren. Obwohl die Hinweise auf die Eiablage bei Zecken unklar bleiben, beginnen I. scapularis-Weibchen unter de...

<ol>
	<li>Hinckley, A. F. et al. Lyme disease testing by large commercial laboratories in the United States. Clinical Infectious Diseases: An Official Publication of the Infectious Diseases Society of America. 59 (5), 676-681 (2014).</li>
	<li>Jongejan, F., Uilenberg, G. The global importance of ticks. Parasitology. 129 Suppl, S3-14 (2004).</li>
	<li>Eisen, R. J., Eisen, L. The blacklegged tick, Ixodes scapularis: An increasing public health concern. Trends in Parasitology. 34 (4), 295-309 (2018).</li>
	<li>Sharma, A. et al. Cas9-mediated gene editing in the black-legged tick, Ixodes scapularis, by embryo injection and ReMOT Control. iScience. 25 (3), 103781 (2022).</li>
	<li>Nuss, A., Sharma, A., Gulia-Nuss, M. Genetic manipulation of ticks: A paradigm shift in tick and tick-borne diseases research. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 11, 678037 (2021).</li>
	<li>Heinze, S. D. et al. CRISPR-Cas9 targeted disruption of the yellow ortholog in the housefly identifies the brown body locus. Scientific Reports. 7 (1), 4582 (2017).</li>
	<li>Kistler, K. E., Vosshall, L. B., Matthews, B. J. Genome engineering with CRISPR-Cas9 in the mosquito Aedes aegypti. Cell Reports. 11 (1), 51-60 (2015).</li>
	<li>Criscione, F., O&#39;Brochta, D. A., Reid, W. Genetic technologies for disease vectors. Current Opinion in Insect Science. 10, 90-97 (2015).</li>
	<li>Jasinskiene, N. et al. Stable transformation of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti, with the Hermes element from the housefly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (7), 3743-3747 (1998).</li>
	<li>Dermauw, W. et al. Targeted mutagenesis using CRISPR-Cas9 in the chelicerate herbivore Tetranychus urticae. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 120, 103347 (2020).</li>
	<li>Santos, V. T. et al. The embryogenesis of the tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus: the establishment of a new chelicerate model system. Genesis (New York, N.Y. 2000). 51 (12), 803-818 (2013).</li>
	<li>Ginsberg, H. S., Lee, C., Volson, B., Dyer, M. C., Lebrun, R. A. Relationships between maternal engorgement weight and the number, size, and fat content of larval Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 54 (2), 275-280 (2017).</li>
	<li>Feldman-Muhsam, B., Havivi, Y. Accessory glands of Gene&#39;s organ in ticks. Nature. 187 (4741), 964 (1960).</li>
	<li>Kakuda, H., Koga, T., Mori, T., Shiraishi, S. Ultrastructure of the tubular accessory gland in Haemaphysalis longicornis (Acari: Ixodidae). Journal of Morphology. 221 (1), 65-74 (1994).</li>
	<li>Booth, T. F. Wax lipid secretion and ultrastructural development in the egg-waxing (Gen&#233;&#39;s) organ in ixodid ticks. Tissue &#38; Cell. 21 (1), 113-122 (1989).</li>
	<li>Arrieta, M. C., Leskiw, B. K., Kaufman, W. R. Antimicrobial activity in the egg wax of the African cattle tick Amblyomma hebraeum (Acari: Ixodidae). Experimental &#38; Applied Acarology. 39 (3-4), 297-313 (2006).</li>
	<li>Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically. Bulletin of the World Health Organization. 32 (1), 143-144 (1965).</li>
</ol>

Dies ist das erste Protokoll, das entwickelt wurde, um frühe Zeckenembryonen erfolgreich zu injizieren. Es wurde eine Überlebensrate von ~4%-8% erreicht, was mit der Embryoinjektion in anderen etablierten Insektenmodellen vergleichbar ist5.
Da dies das erste Protokoll ist, wird erwartet, dass dieses Protokoll weiter verfeinert und auf einzelne Zeckenarten spezialisiert wird. Insbesondere variiert der Injektionszeitpunkt von Art zu Art, abhängig von der Embryogenese, ...

Zecken sind Vektoren von medizinischer und veterinärmedizinischer Bedeutung, die in der Lage sind, eine Vielzahl von viralen, bakteriellen, Protozoenpathogenen und Nematoden zu übertragen 1,2. Im Osten der USA ist die schwarzbeinige Zecke Ixodes scapularis ein wichtiger Überträger des Erregers der Lyme-Borreliose (LD), der Spirochäte Borrelia burgdorferi. Über 400.000 Fälle von LD werden jedes Jahr in den Vereinigten Staaten gemeldet, was sie zur führenden vektorübertragenen Infektionskrankheit in den USA macht1. Neben B. burgdorferi werden sechs weitere Mikroorganismen durch I. scapularis übertragen, darunter vier Bakterien (Anaplasma phagocytophilum, B. mayonii, B. miyamotoi und Ehrlichia muris eauclarensis), ein Protozoenparasit (Babesia microti) und ein Virus (Powassan-Virus), was diese Zeckenart zu einem großen Problem für die öffentliche Gesundheit macht3 . Während durch Zecken übertragene Krankheiten in den letzten Jahren häufiger geworden sind, ist die Forschung an Zecken aufgrund der einzigartigen Biologie der Zecken und der Herausforderungen im Zusammenhang mit der Anwendung genetischer und funktioneller genomischer Werkzeuge hinter andere Arthropodenvektoren wie Moskitos zurückgefallen 4,5.
Gen-Editing-Techniken, insbesondere CRISPR/Cas9, haben nun funktionelle Genomstudien an Nicht-Modellorganismen möglich gemacht. Um vererbbare Mutationen in einem Organismus zu erzeugen, bleibt die Embryoinjektion die bevorzugte Methode, um Konstrukte zur Veränderung der Keimbahn 6,7,8,9 zu liefern. Bis vor kurzem4 galten Zeckeneier jedoch als zu schwierig oder sogar unmöglich, sie zu injizieren, ohne den Embryo zu töten10,11. Eine dicke Wachsschicht auf Eiern, hartes Chorion und hoher intraovaler Druck waren einige der Haupthindernisse, die die Embryoinjektion in Zecken verhinderten. Erwachsene, blutgefütterte I. scapularis legen ein einzelnes Gelege von bis zu 2.000 Eiern12 über 3-4 Wochen ab (ca. 100 Eier / Tag). Die Eier werden einzeln gelegt, und jedes Ei ist mit Wachs überzogen, das durch Vorsprünge oder "Hörner" des DrüsenorgansGené 13,14,15 der Mutter abgesondert wird. Dieses Wachs schützt die Eier vor Austrocknung und enthält antimikrobielle Verbindungen15. Um Zeckeneier erfolgreich zu injizieren, ist es wichtig, die Wachsschicht zu entfernen, das Chorion zu erweichen und die Eier auszutrocknen, um den intraovalen Druck zu verringern, damit die Injektion das Ei nicht irreversibel beschädigt. Um die entscheidende Bedeutung von Embryoinjektionen für eine erfolgreiche Keimbahntransformation zu verstehen, wird ein Protokoll für I. scapularis entwickelt, das verwendet werden kann, um ein CRISPR/Cas9-Konstrukt zu liefern und stabile Keimbahnmutationen zu erzeugen4. Neben seinem Beitrag zur I. scapularis-Forschung könnte dieses Protokoll auch für andere Zeckenarten optimiert werden.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Aluminum silicate capillaries, with filament</td>
			<td>Sutter instruments</td>
			<td>AF100-64-10</td>
			<td>Embryo injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benzalkonium chloride 50% in water, 25 g</td>
			<td>TCI-America</td>
			<td>B0414</td>
			<td>Embryo treatment, 25 g is approximately 25 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter paper</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>1001-090</td>
			<td>Post-injection care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>300-101</td>
			<td>Gene`s organ manipulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab Wipes</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>88-115</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microloader tips</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>930001007</td>
			<td>Loading the pulled needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Sutter instruments</td>
			<td>ROE-200</td>
			<td>Embryo injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopic slides- plain, ground edges</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>29-100</td>
			<td>Embryo alignment, ground edges are preferred, beveled edges could obscure the eggs from view</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Research Products International</td>
			<td>S23020-500.0</td>
			<td>Embryo treatment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>P-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Permanent Double sided tape</td>
			<td>Scotch</td>
			<td>34-8716-3417-5</td>
			<td>Embryo alignment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri plates</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-107G</td>
			<td>Post-injection care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tegaderm/ Transparent film dressing</td>
			<td>3M Healthcare</td>
			<td>1628</td>
			<td>Embryo alignment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten needles</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10130-10</td>
			<td>Gene`s organ manipulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten Wire</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B08DNT7ZK3</td>
			<td>Gene`s organ manipulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XenoWorks Digital Microinjector</td>
			<td>Sutter instruments</td>
			<td>MPC-200</td>
			<td>Embryo injection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

embryo injection technique for gene editing in the black-legged tick, ixodes scapularis

Zecken können verschiedene virale, bakterielle und Protozoen-Erreger übertragen und gelten daher als Vektoren von medizinischer und veterinärmedizinischer Bedeutung. Trotz der wachsenden Belastung durch durch Zecken übertragene Krankheiten ist die Forschung an Zecken aufgrund von Herausforderungen bei der Anwendung genetischer Transformationswerkzeuge für funktionelle Studien auf die einzigartige Biologie von Zecken hinter Insektenkrankheitsvektoren zurückgeblieben. Genetische Interventionen haben Aufmerksamkeit erregt, um durch Moskitos übertragene Krankheiten zu reduzieren. Die Entwicklung solcher Interventionen erfordert jedoch eine stabile Keimbahntransformation durch Injektion von Embryonen. Eine solche Embryo-Injektionstechnik fehlt für Chelicerate, einschließlich Zecken. Mehrere Faktoren, wie eine äußere dicke Wachsschicht auf Zeckenembryonen, hartes Chorion und hoher intraovaler Druck, sind einige Hindernisse, die zuvor die Entwicklung des Embryoinjektionsprotokolls bei Zecken verhindert haben. Die vorliegende Arbeit hat diese Hindernisse überwunden, und eine Embryo-Injektionstechnik für die schwarzbeinige Zecke, Ixodes scapularis, wird hier beschrieben. Diese Technik kann verwendet werden, um Komponenten wie CRISPR / Cas9 für stabile Keimbahntransformationen zu liefern.

Ein erfolgreiches Embryo-Injektionsprotokoll für I. scapularis wird in diesem Artikel beschrieben. Eilegende Weibchen wurden bei hoher Luftfeuchtigkeit gehalten, um das Austrocknen von teilweise gewachsten Eiern zu vermeiden. Die Wachsschicht wurde entfernt, um Zeckenembryonen zu injizieren, indem das Genorgan (Wachsdrüse) des graviden Weibchens abgetragen wurde (Abbildung 1A-E). Wir verwendeten Aluminosilikatglasnadeln mit einem kürzeren Hals (<...

Watch this Scientific Journal Video about Embryo Injection Technique for Gene Editing in the Black-Legged Tick, Ixodes scapularis at JoVE.com

Embryo Injection Technique for Gene Editing in the Black-Legged Tick, Ixodes scapularis

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Injektion von Zeckenembryonen. Die Embryoinjektion ist die bevorzugte Technik zur genetischen Manipulation, um transgene Linien zu erzeugen.

Embryo-Injektionstechnik zur Gen-Editierung bei der Schwarzbeinigen Zecke (Ixodes scapularis)

Ticks can transmit various viral, bacterial, and protozoan pathogens and are therefore considered vectors of medical and veterinary importance. Despite ...

Dies ist das erste Embryo-Injektionsprotokoll für eine Chelicerata-Art. Die Fähigkeit, Zeckenembryonen zu injizieren, wird viele Forschungslinien eröffnen, insbesondere Studien zur Zeckengenfunktion und zu Interaktionen mit Zeckenpathogenen. Diese Technik ermöglicht zukünftige Arbeiten an funktionellen Studien von Zeckengenen und bietet eine Grundlage für die Kontrolle der Zeckenpopulation mithilfe von Gene-Drive-Systemen.Diese Methode wird das Verständnis der Interaktion zwischen Zecken und den Krankheitserregern, die sie beherbergen, auf molekularer Ebene erleichtern. Damit können wir Proteine identifizieren, die für die Entwicklung von Impfstoffen gegen Borreliose und andere Krankheitserreger verwendet werden können. Mehrere Forschungsbereiche wie Zeckenpathogen-Interaktionen und die Übertragung von Erregern auf Wirte durch Zecken während der Fütterung werden von dieser Arbeit profitieren.Grundlegendere Fragen wie zum Beispiel, wie Zecken der Immunantwort des Wirts entgehen, und Unterschiede in den DNA-Reparaturmechanismen können jetzt ebenfalls verstanden werden. Es gibt einige Aspekte der Zeckenbiologie, die vor der Durchführung dieses Verfahrens verstanden werden müssen. Der hohe Innendruck des Embryos führt bei Nadelberührung zum Platzen.Es ist sehr wichtig, Embryonen für die Injektion vorzubereiten. Um zu beginnen, übertragen Sie Weibchen von vier Grad Celsius in einen 27 Grad Celsius Inkubator für die Einleitung der Eiablage eine Woche vor den Injektionen. Nach drei bis vier Tagen, wenn die Weibchen mit der Eiablage beginnen, entfernen Sie alle Eier mit einem feinen Pinsel, während Sie die Weibchen auf Genes Organablation vorbereiten.Um die Drüse zu entleeren, ordnen Sie die gravide Zecke auf einem Glasobjektträger unter einem Mikroskop so an, dass Mundteile sowohl auf der ventralen als auch auf der dorsalen Seite sichtbar sind. Dann punktieren Sie vorsichtig den Bereich hinter den Mundteilen auf der dorsalen Seite und üben Sie Druck auf die ventrale Seite mit einer Pinzette aus. Legen Sie den Rand eines fusselfreien Tuchs und entfernen Sie das flüssige Wachs, das aus der Einstichstelle kommt.Alternativ können anstelle der Entleerung der Drüse durch Dissektion Klebstoffe wie Gewebekleber um die Zeckenmundteile herum verwendet werden. Wenn die Weibchen wieder Eier legen, sammeln Sie mit einem feinen Pinsel frisch abgelegte Eier und legen Sie sie in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen. Fügen Sie etwa 200 Mikroliter 5% Benzalkoniumchloridwasser in das Röhrchen mit null bis 18 Stunden alten Eiern hinzu.Schwenken Sie die Eier vorsichtig mit dem Pinsel für fünf Minuten, um zu vermeiden, dass sich die Eier im Boden der Röhre absetzen, und entfernen Sie den Überstand mit einer Mikropipette, wobei die Eier in der Röhre zurückbleiben. Fügen Sie etwa 200 Mikroliter destilliertes Wasser in das Röhrchen mit den Eiern hinzu. Schwenken Sie mit einem Pinsel und entfernen Sie das Wasser mit einer Mikropipette aus dem Mikrozentrifugenrohr.Nach dem Waschen mit destilliertem Wasser etwa 200 Mikroliter 5% Natriumchlorid hinzufügen und fünf Minuten lang vorsichtig mit einem Pinsel schwenken. Dann entfernen Sie die Lösung nach fünf Minuten aus dem Röhrchen und waschen Sie die Eier zweimal mit destilliertem Wasser. Als nächstes fügen Sie etwa 100 Mikroliter 1% Natriumchloridlösung in das Mikrozentrifugenröhrchen mit Eiern hinzu.Kleben Sie zuerst zwei Glasmikroskop-Objektträger zusammen, lassen Sie einen Abstand von etwa 0,5 Zentimetern, um das Ausrichten der Eier mit einem doppelseitigen Klebeband zu unterstützen, und tragen Sie ein Stück transparenten Filmverband auf das doppelseitige Klebeband im Spalt zwischen den Objektträgern auf. Richten Sie dann acht bis 10 Eier gleichzeitig mit einem Pinsel auf der Folie aus. Legen Sie dann den Objektträger mit ausgerichteten Eiern auf den Tisch eines zusammengesetzten Mikroskops und entfernen Sie die 1% ige Natriumchloridlösung mit einem fusselfreien Wischtuch, in dem sie aufbewahrt werden.Befestigen Sie die gefüllte Injektionsnadel an einem Mikroinjektor, der mit einem Mikromanipulator verbunden ist. Als nächstes öffnen Sie die Nadel, indem Sie sie vorsichtig gegen die Eioberfläche reiben, indem Sie eine hohe Druckeinstellung am Mikroinjektor verwenden. Nachdem die Nadel geöffnet wurde, reduzieren Sie den Druck des Mikroinjektors in Abhängigkeit von der Öffnung der Nadel.Injizieren Sie dann so schnell wie möglich alle Eier auf den Objektträger in einem Winkel von 10 bis 15 Grad, drücken Sie schnell auf das Fußpedal und bewegen Sie den Objektträger sofort mit einem feuchten Papiertuch in einer Petrischale auf hohe Feuchtigkeitsbedingungen. Nachdem Sie den Objektträger mit den injizierten Embryonen fünf bis sechs Stunden in eine große Petrischale gelegt haben, die mit feuchtem Filterpapier ausgekleidet ist, geben Sie einen kleinen Tropfen destilliertes Wasser in den transparenten Filmverband mit injizierten Embryonen. Verschieben Sie die Eier dann vorsichtig mit einem Pinsel.Als nächstes geben Sie die Eier in eine kleine Petrischale und tauchen sie in destilliertes Wasser. Halten Sie die Eier in Wasser getaucht, legen Sie die Petrischale in eine sechs Liter Kunststoffbox in einem Inkubator bei 27 Grad Celsius bei mehr als 90% relativer Luftfeuchtigkeit. Wenn die Larve 21 bis 25 Tage nach der Injektion aus den injizierten Embryonen zu schlüpfen beginnt, überprüfen Sie sie täglich und übertragen Sie alle geschlüpften Larven in Glasfläschchen mit einem Sieb oben.Die Ergebnisse zeigten, dass die Injektion der Eizellen zu Beginn der Embryogenese im Alter von 12 bis 18 Stunden und die Ausrichtung der längeren Achse des Eies senkrecht zum Rand des Objektträgers zu einer höheren Überlebensrate der injizierten Eier führt. Von allen injizierten Eiern überlebten bis zu 8,5% und Larven schlüpften. Bevor Sie mit diesem Verfahren beginnen, ist es wichtig, sich an die Schritte 2.4 zu erinnern, die Entfernung des Wachses von der Mutterzecke und die Schritte 3.1 bis 3.4, die Erweichung des Chorions des Embryos mit Benzalkoniumchlorid und die Austrocknung des Embryos mit Natriumchloridlösungen, um eine erfolgreiche Embryoinjektion zu ermöglichen.Diese Methode wurde in erster Linie für die Bearbeitung von Zeckengenen entwickelt, und dies wird es uns ermöglichen, Knockouts und Knock-Ins durchzuführen, die uns helfen, die Zeckengenfunktion zu verstehen. Diese Technik wird es ermöglichen, Gen-Editing-Tools zu verwenden, die für viele andere Organismen zur Verfügung stehen, um in der Zeckenforschung angewendet zu werden. Und das wird die molekularbiologische Forschung der Zecken beschleunigen.

Research

JoVE Journal

Biology

Embryo Injection Technique for Gene Editing in the Black-Legged Tick, Ixodes scapularis

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

Assay für Neural Induction im Hühnerembryo

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Forschung

Biologie

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Elektrophysiologische Aufzeichnung in der Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

In vitro Reconstitution of the Active T. castaneum Telomerase

In vitro Reconstitution of the Active T. castaneum Telomerase

In vitro Rekonstitution der Active T. castaneum Telomerase

Efforts to isolate the catalytic subunit of telomerase, TERT, in sufficient quantities for structural studies, have been met with limited success for more ...

Induction and Testing of Hypoxia in Cell Culture

Induktion und Prüfung von Hypoxie in der Zellkultur

Hypoxia is defined as the reduction or lack of oxygen in organs, tissues, or cells.  This decrease of oxygen tension can be due to a reduced supply in ...

Tracking Morphogenetic Tissue Deformations in the Early Chick Embryo

Tracking Morphogenetic Tissue Verformungen in der frühen Hühnerembryo

Embryonic epithelia undergo complex deformations (e.g. bending, twisting, folding, and stretching) to form the primitive organs of the early embryo. ...

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

Isolierung von Ribosom gebunden Nascent Polypeptide<em&gt; In-vitro-</em&gt; Identifizieren Translational Pause Standorten entlang mRNA

The rate of translational elongation is non-uniform. mRNA secondary structure, codon usage and mRNA associated proteins may alter ribosome movement on the ...

Using SecM Arrest Sequence as a Tool to Isolate Ribosome Bound Polypeptides

Mit SECM Arrest Sequenz als Werkzeug zum Ribosom gebunden Polypeptide isolieren

Extensive research has provided ample evidences suggesting that protein folding in the cell is a co-translational process1-5. However, the exact pathway ...

A Simple and Efficient Method for In Vivo Cardiac-specific Gene Manipulation by Intramyocardial Injection in Mice

A Simple and Efficient Method for In Vivo Cardiac-specific Gene Manipulation by Intramyocardial Injection in Mice

Eine einfache und effiziente Methode zur In Vivo Cardiac-spezifische Genmanipulation durch Injektion von Intramyocardial bei Mäusen

Gene manipulation specifically in the heart significantly potentiate the investigation of cardiac disease pathomechanisms and their therapeutic potential. ...

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

Puppen- und Erwachseneninjektionen zur RNAi- und CRISPR-Genbearbeitung bei Nasonia vitripennis

The jewel wasp, Nasonia vitripennis, has become an efficient model system to study epigenetics of haplo-diploid sex determination, B-chromosome biology, ...