Name: embryo injection technique for gene editing in the black-legged tick, ixodes scapularis
Uploaded: 2022-09-13T13:20:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Embryo Injection Technique for Gene Editing in the Black-Legged Tick, Ixodes scapularis at JoVE.com

Yazarlar, Channa Aluvihare ve Yonus Gebermicale, ITF, UMD'ye, protokol geliştirmenin ilk aşamasında içgörü ve destek için teşekkür eder. Tungsten iğneleri, David O'Brochta, ITF, UMD'den cömert bir hediyeydi. Bu protokolü I. ricinus'ta test ettiği ve anlayışlı tartışmalar için Dr. Ladislav Simo'ya minnettarız. Bu proje NIH-NIAID R21AI128393 ve Plymouth Hill Vakfı, NY'den MG-N'ye, Nevada Üniversitesi'nden AN'ye başlangıç fonları, MG-N ve AN'ye 2019609 Ulusal Bilim Vakfı Hibe ve IGTRCN'den AS'ye Peer-to-Peer Grant tarafından finanse edildi.

Ixodes scapularis yetişkinleri ya Oklahoma Eyalet Üniversitesi'nden (OSU) satın alındı ya da Nevada Üniversitesi, Reno'da (UNR) yetiştirildi (IACUC protokolü #21-001-1118).
1. Embriyo toplama için dişi kenelerin hazırlanması
NOT: Uygun yaştaki yumurtaları toplamak için, yumurtlamayı senkronize etmek önemlidir. Kenelerde yumurtlama ipuçları belirsizliğini korusa da, standart böcek koşulları altında (27 ° C sıcaklık v...

<ol>
	<li>Hinckley, A. F. et al. Lyme disease testing by large commercial laboratories in the United States. Clinical Infectious Diseases: An Official Publication of the Infectious Diseases Society of America. 59 (5), 676-681 (2014).</li>
	<li>Jongejan, F., Uilenberg, G. The global importance of ticks. Parasitology. 129 Suppl, S3-14 (2004).</li>
	<li>Eisen, R. J., Eisen, L. The blacklegged tick, Ixodes scapularis: An increasing public health concern. Trends in Parasitology. 34 (4), 295-309 (2018).</li>
	<li>Sharma, A. et al. Cas9-mediated gene editing in the black-legged tick, Ixodes scapularis, by embryo injection and ReMOT Control. iScience. 25 (3), 103781 (2022).</li>
	<li>Nuss, A., Sharma, A., Gulia-Nuss, M. Genetic manipulation of ticks: A paradigm shift in tick and tick-borne diseases research. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 11, 678037 (2021).</li>
	<li>Heinze, S. D. et al. CRISPR-Cas9 targeted disruption of the yellow ortholog in the housefly identifies the brown body locus. Scientific Reports. 7 (1), 4582 (2017).</li>
	<li>Kistler, K. E., Vosshall, L. B., Matthews, B. J. Genome engineering with CRISPR-Cas9 in the mosquito Aedes aegypti. Cell Reports. 11 (1), 51-60 (2015).</li>
	<li>Criscione, F., O&#39;Brochta, D. A., Reid, W. Genetic technologies for disease vectors. Current Opinion in Insect Science. 10, 90-97 (2015).</li>
	<li>Jasinskiene, N. et al. Stable transformation of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti, with the Hermes element from the housefly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (7), 3743-3747 (1998).</li>
	<li>Dermauw, W. et al. Targeted mutagenesis using CRISPR-Cas9 in the chelicerate herbivore Tetranychus urticae. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 120, 103347 (2020).</li>
	<li>Santos, V. T. et al. The embryogenesis of the tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus: the establishment of a new chelicerate model system. Genesis (New York, N.Y. 2000). 51 (12), 803-818 (2013).</li>
	<li>Ginsberg, H. S., Lee, C., Volson, B., Dyer, M. C., Lebrun, R. A. Relationships between maternal engorgement weight and the number, size, and fat content of larval Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 54 (2), 275-280 (2017).</li>
	<li>Feldman-Muhsam, B., Havivi, Y. Accessory glands of Gene&#39;s organ in ticks. Nature. 187 (4741), 964 (1960).</li>
	<li>Kakuda, H., Koga, T., Mori, T., Shiraishi, S. Ultrastructure of the tubular accessory gland in Haemaphysalis longicornis (Acari: Ixodidae). Journal of Morphology. 221 (1), 65-74 (1994).</li>
	<li>Booth, T. F. Wax lipid secretion and ultrastructural development in the egg-waxing (Gen&#233;&#39;s) organ in ixodid ticks. Tissue &#38; Cell. 21 (1), 113-122 (1989).</li>
	<li>Arrieta, M. C., Leskiw, B. K., Kaufman, W. R. Antimicrobial activity in the egg wax of the African cattle tick Amblyomma hebraeum (Acari: Ixodidae). Experimental &#38; Applied Acarology. 39 (3-4), 297-313 (2006).</li>
	<li>Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically. Bulletin of the World Health Organization. 32 (1), 143-144 (1965).</li>
</ol>

Bu, erken kene embriyolarını başarılı bir şekilde enjekte etmek için geliştirilen ilk protokoldür. Diğer köklü böcek modellerinde embriyo enjeksiyonu ile karşılaştırılabilir olan ~% 4 -% 8'lik bir hayatta kalma oranı elde edilmiştir5.
Bu ilk protokol olduğundan, bu protokolün bireysel kene türlerine göre daha da rafine edileceği ve uzmanlaşacağı tahmin edilmektedir. Özellikle, enjeksiyon zamanlaması, embriyogeneze, özellikle de selülizasy...

Keneler, çeşitli viral, bakteriyel, protozoan patojenleri ve nematodları 1,2 iletebilen tıbbi ve veterinerlik açısından önemli vektörlerdir. Doğu Amerika Birleşik Devletleri'nde, siyah bacaklı kene, Ixodes scapularis, Lyme hastalığı (LD) patojeni olan spiroket Borrelia burgdorferi'nin önemli bir vektörüdür. Amerika Birleşik Devletleri'nde her yıl 400.000'den fazla LD vakası bildirilmektedir ve bu da onu ABD'deki en iyi vektör kaynaklı bulaşıcı hastalık haline getirmektedir1. B. burgdorferi'ye ek olarak, dört bakteri (Anaplasma phagocytophilum, B. mayonii, B. miyamotoi ve Ehrlichia muris eauclarensis), bir protozoan parazit (Babesia microti) ve bir virüs (Powassan virüsü) dahil olmak üzere altı mikroorganizma daha I. skapularisis tarafından bulaşır, bu da bu kene türünü önemli bir halk sağlığı sorunu haline getirir3 . Kene kaynaklı hastalıklar son yıllarda daha yaygın hale gelirken, keneler üzerine yapılan araştırmalar, kenelerin benzersiz biyolojisi ve genetik ve fonksiyonel genomik araçların uygulanmasıyla ilgili zorluklar nedeniyle sivrisinekler gibi diğer eklembacaklı vektörlerin gerisinde kalmıştır 4,5.
Gen düzenleme teknikleri, özellikle CRISPR / Cas9, artık fonksiyonel genomik çalışmaları model olmayan organizmalarda uygulanabilir hale getirmiştir. Bir organizmada kalıtsal mutasyonlar oluşturmak için, embriyo enjeksiyonu, germ çizgisi 6,7,8,9'u değiştirmek için yapılar sunmak için tercih edilen yöntem olmaya devam etmektedir. Bununla birlikte, yakın zamana kadar4, kene yumurtalarının embriyoyu öldürmeden enjekte edilmesinin çok zor veya hatta imkansız olduğu düşünülüyordu10,11. Yumurtalar üzerinde kalın bir balmumu tabakası, sert koryon ve yüksek oval içi basınç, kenelerde embriyo enjeksiyonunu engelleyen ana engellerden bazılarıydı. Yetişkin, kanla beslenen I. skapularis, 3-4 hafta boyunca 12 yumurtaya kadar (yaklaşık100 yumurta / gün) 2.000 yumurtadan oluşan tek bir kavrama biriktirir. Yumurtalar tek tek serilir ve her yumurta, glandüler Gené'nin organının çıkıntıları veya "boynuzları" tarafından salgılanan balmumu ile kaplanır13,14,15 annenin. Bu balmumu yumurtaları kurumaya karşı korur ve antimikrobiyal bileşikler içerir15. Kene yumurtalarını başarılı bir şekilde enjekte etmek için, balmumu tabakasını çıkarmak, koryonu yumuşatmak ve enjeksiyonun yumurtaya geri dönüşümsüz olarak zarar vermemesi için oval içi basıncı azaltmak için yumurtaları kurutmak önemlidir. Başarılı germline transformasyonu için embriyo enjeksiyonlarının kritik önemini anlayarak, bir CRISPR / Cas9 yapısı sunmak ve kararlı germline mutasyonları üretmek için kullanılabilecek I. scapularis için bir protokol geliştirilmiştir4. I. scapularis araştırmasına katkısına ek olarak, bu protokol diğer kene türleri için de optimize edilebilir.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Aluminum silicate capillaries, with filament</td>
			<td>Sutter instruments</td>
			<td>AF100-64-10</td>
			<td>Embryo injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benzalkonium chloride 50% in water, 25 g</td>
			<td>TCI-America</td>
			<td>B0414</td>
			<td>Embryo treatment, 25 g is approximately 25 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter paper</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>1001-090</td>
			<td>Post-injection care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>300-101</td>
			<td>Gene`s organ manipulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab Wipes</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>88-115</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microloader tips</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>930001007</td>
			<td>Loading the pulled needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Sutter instruments</td>
			<td>ROE-200</td>
			<td>Embryo injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopic slides- plain, ground edges</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>29-100</td>
			<td>Embryo alignment, ground edges are preferred, beveled edges could obscure the eggs from view</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Research Products International</td>
			<td>S23020-500.0</td>
			<td>Embryo treatment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>P-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Permanent Double sided tape</td>
			<td>Scotch</td>
			<td>34-8716-3417-5</td>
			<td>Embryo alignment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri plates</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-107G</td>
			<td>Post-injection care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tegaderm/ Transparent film dressing</td>
			<td>3M Healthcare</td>
			<td>1628</td>
			<td>Embryo alignment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten needles</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10130-10</td>
			<td>Gene`s organ manipulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten Wire</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B08DNT7ZK3</td>
			<td>Gene`s organ manipulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XenoWorks Digital Microinjector</td>
			<td>Sutter instruments</td>
			<td>MPC-200</td>
			<td>Embryo injection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

embryo injection technique for gene editing in the black-legged tick, ixodes scapularis

Keneler çeşitli viral, bakteriyel ve protozoan patojenleri iletebilir ve bu nedenle tıbbi ve veterinerlik açısından önemli vektörler olarak kabul edilir. Kene kaynaklı hastalıkların artan yüküne rağmen, keneler üzerindeki araştırmalar, fonksiyonel çalışmalar için genetik dönüşüm araçlarının kenelerin benzersiz biyolojisine uygulanmasındaki zorluklar nedeniyle böcek hastalığı vektörlerinin gerisinde kalmıştır. Genetik müdahaleler sivrisinek kaynaklı hastalıkları azaltmak için dikkat çekmektedir. Bununla birlikte, bu tür müdahalelerin gelişimi, embriyoların enjekte edilmesiyle stabil germline transformasyonu gerektirir. Böyle bir embriyo enjeksiyon tekniği, keneler de dahil olmak üzere şeliseratlar için eksiktir. Kene embriyoları üzerinde harici kalın balmumu tabakası, sert koryon ve yüksek oval içi basınç gibi çeşitli faktörler, daha önce kenelerde embriyo enjeksiyon protokolü gelişimini engelleyen bazı engellerdir. Mevcut çalışma bu engellerin üstesinden gelmiştir ve siyah bacaklı kene için bir embriyo enjeksiyon tekniği olan Ixodes skapularis burada anlatılmaktadır. Bu teknik, kararlı germ hattı dönüşümleri için CRISPR/Cas9 gibi bileşenler sunmak için kullanılabilir.

Bu makalede I. scapularis için başarılı bir embriyo enjeksiyon protokolü anlatılmaktadır. Yumurtlayan dişiler, kısmen mumlanmış yumurtaların kurumasını önlemek için yüksek nemde tutuldu. Balmumu tabakası, gravid dişinin Gen'in organını (balmumu bezi) ablatarak kene embriyolarını enjekte etmek için çıkarıldı (Şekil 1A-E). Daha kısa boyunlu alüminosilikat cam iğneler kullandık (Şekil 2). ...

Watch this Scientific Journal Video about Embryo Injection Technique for Gene Editing in the Black-Legged Tick, Ixodes scapularis at JoVE.com

Embryo Injection Technique for Gene Editing in the Black-Legged Tick, Ixodes scapularis

Mevcut protokol, kene embriyolarının enjekte edilmesi için bir yöntemi açıklamaktadır. Embriyo enjeksiyonu, transgenik çizgiler oluşturmak için genetik manipülasyon için tercih edilen tekniktir.

Siyah Ayaklı Kene Gen Düzenleme için Embriyo Enjeksiyon Tekniği, Ixodes scapularis

Ticks can transmit various viral, bacterial, and protozoan pathogens and are therefore considered vectors of medical and veterinary importance. Despite ...

Bu, bir Chelicerata türü için ilk embriyo enjeksiyon protokolüdür. Kene embriyolarını enjekte etme yeteneği, özellikle kene gen fonksiyonu ve kene patojen etkileşimleri ile ilgili çalışmalar olmak üzere birçok araştırma hattını açacaktır. Bu teknik, kene genlerinin fonksiyonel çalışmaları üzerinde gelecekteki çalışmalara izin verir ve gen tahrik sistemlerini kullanarak kene popülasyonu kontrolü için bir temel sağlar.Bu yöntem, keneler ve moleküler düzeyde barındırdıkları patojenler arasındaki etkileşimin anlaşılmasını kolaylaştıracaktır. Bu, Lyme hastalığı ve diğer patojenler için aşıların geliştirilmesinde kullanılabilecek proteinleri tanımlamamızı sağlayacaktır. Kene patojen etkileşimleri ve beslenme sırasında kene yoluyla konakçılara patojen iletimi gibi çeşitli araştırma alanları bu çalışmadan fayda sağlayacaktır.Kenelerin konakçının bağışıklık tepkisinden nasıl kaçtıkları ve DNA onarım mekanizmalarındaki farklılıklar gibi daha temel sorular da şimdi anlaşılabilir. Bu prosedürü gerçekleştirmeden önce kene biyolojisinin anlaşılması gereken birkaç yönü vardır. Embriyonun yüksek iç basıncı, bir iğne ile dokunulduğunda patlamaya neden olur.Embriyoları enjeksiyon için hazırlamak çok önemlidir. Başlamak için, enjeksiyonlardan bir hafta önce yumurtlamanın başlatılması için dişileri dört santigrat dereceden 27 santigrat derece inkübatöre aktarın. Dişiler yumurtlamaya başladığında üç ila dört gün sonra, dişileri Gene'in organ ablasyonuna hazırlarken ince uçlu bir boya fırçası kullanarak yumurtaları çıkarın.Bezi boşaltmak için, gravid keneyi mikroskop altında bir cam slayt üzerinde, ağız kısımlarının hem ventral hem de dorsal taraflarda görülebilecek şekilde düzenleyin. Daha sonra dorsal taraftaki ağız kısımlarının arkasındaki alanı dikkatlice delin ve forseps kullanarak ventral tarafa baskı uygulayın. Tüy bırakmayan bir mendilin kenarını yerleştirin ve delinme bölgesinden çıkan sıvı balmumunu çıkarın.Alternatif olarak, bezi diseksiyonla boşaltmak yerine, kene ağzı kısımlarının etrafında doku yapıştırıcısı gibi yapıştırıcılar kullanılabilir. Dişiler tekrar yumurta bırakmaya başladığında, taze birikmiş yumurtaları toplamak ve bunları 1,5 mililitrelik bir mikro santrifüj tüpüne yerleştirmek için ince bir boya fırçası kullanın. Sıfır ila 18 saatlik yumurta içeren tüpe yaklaşık 200 mikrolitre% 5 benzalkonyum klorür suyu ekleyin.Yumurtaların tüpün dibine yerleşmesini önlemek için yumurtaları boya fırçasıyla beş dakika boyunca yavaşça döndürün ve süpernatantı bir mikro pipet kullanarak çıkarın ve yumurtaları tüpün içinde geride bırakın. Yumurta içeren tüpe yaklaşık 200 mikrolitre damıtılmış su ekleyin. Bir boya fırçası ile girdap yapın ve bir mikro pipet kullanarak suyu mikro santrifüj tüpünden çıkarın.Damıtılmış suyla yıkadıktan sonra, yaklaşık 200 mikrolitre% 5 sodyum klorür ekleyin ve beş dakika boyunca bir boya fırçasıyla hafifçe döndürün. Ardından, çözeltiyi beş dakika sonra tüpten çıkarın ve yumurtaları iki kez damıtılmış suyla yıkayın. Daha sonra, yumurta içeren mikro santrifüj tüpüne yaklaşık 100 mikrolitre% 1 sodyum klorür çözeltisi ekleyin.İlk olarak, iki cam mikroskop slaytını birbirine yapıştırın, çift taraflı bir bant kullanarak yumurtaların hizalanmasını desteklemek için yaklaşık 0,5 santimetrelik bir boşluk bırakın ve slaytlar arasındaki boşlukta çift taraflı bant üzerine bir parça şeffaf film pansumanı uygulayın. Ardından, bir boya fırçası kullanarak slayt kurulumunda bir seferde sekiz ila 10 yumurta hizalayın. Daha sonra slaytı hizalanmış yumurtalarla bileşik mikroskop aşamasına yerleştirin ve% 1'lik sodyum klorür çözeltisini, depolandıkları tüy bırakmayan bir mendil parçası kullanarak çıkarın.Doldurulmuş enjeksiyon iğnesini mikro manipülatöre bağlı bir mikro enjektöre takın. Daha sonra, mikro enjektör üzerinde yüksek basınç ayarı kullanarak iğneyi yumurta yüzeyine hafifçe sürtünerek açın. İğne açıldıktan sonra, iğnenin açılmasına bağlı olarak mikro enjektörün basıncını azaltın.Ardından, slayttaki tüm yumurtaları mümkün olduğunca çabuk 10 ila 15 derecelik bir açıyla enjekte edin, ayak pedalına hızlı bir şekilde basın ve slaytı nemli bir kağıt havlu ile bir Petri kabında hemen yüksek nem koşullarına getirin. Enjekte edilen embriyoları içeren slaytı nemli filtre kağıdı ile kaplı büyük bir Petri kabına yerleştirdikten beş ila altı saat sonra, enjekte edilen embriyolar eklenmiş şeffaf film pansumanına küçük bir damla damıtılmış su ekleyin. Ardından, bir boya fırçası kullanarak yumurtaları yavaşça yerinden oynatın.Daha sonra, yumurtaları küçük bir Petri kabına aktarın ve damıtılmış suya batırın. Yumurtaları suya batırılmış halde tutun, Petri kabını% 90'dan fazla bağıl nemde 27 santigrat derecede bir inkübatörde altı litrelik plastik bir kutuya yerleştirin. Larva, enjeksiyondan 21 ila 25 gün sonra enjekte edilen embriyolardan yumurtadan çıkmaya başladığında, günlük olarak kontrol edin ve yumurtadan çıkan larvaları üstte bir ekran bulunan cam şişelere aktarın.Sonuçlar, yumurtaların 12 ila 18 saatlik embriyogenezin başlarında enjekte edilmesinin ve yumurtanın daha uzun ekseninin slaytın kenarına dik olarak hizalanmasının, enjekte edilen yumurtaların daha yüksek bir hayatta kalma oranına neden olduğunu göstermiştir. Enjekte edilen tüm yumurtaların% 8.5'ine kadar hayatta kaldı ve larva yumurtadan çıktı. Bu prosedüre başlamadan önce, 2.4. adımları, balmumunun ana keneden çıkarılmasını ve 3.1 ila 3.4 arasındaki adımları, embriyonun koryonunun benzalkonyum klorür ile yumuşatılmasını ve embriyonun başarılı embriyo enjeksiyonunu sağlamak için sodyum klorür çözeltileri ile kurutulmasını hatırlamak önemlidir.Bu yöntem öncelikle kene gen düzenlemesi için geliştirilmiştir ve bu, kene gen fonksiyonunu anlamamıza yardımcı olacak nakavtlar ve vuruşlar yapmamıza izin verecektir. Bu teknik, kene araştırmalarına uygulanacak diğer birçok organizma için mevcut gen düzenleme araçlarının kullanılmasına izin verecektir. Ve bu kene moleküler biyoloji araştırmalarını hızlandıracaktır.

Research

JoVE Journal

Biology

Embryo Injection Technique for Gene Editing in the Black-Legged Tick, Ixodes scapularis

Assay for Neural Induction in the Chick Embryo

Civciv Embriyo Sinir İndüksiyon için Testi

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Elektrofizyolojik Kayıt Drosophila Embriyo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

In vitro Reconstitution of the Active T. castaneum Telomerase

In vitro Reconstitution of the Active T. castaneum Telomerase

Active T. in vitro Sulandırma castaneum Telomeraz

Efforts to isolate the catalytic subunit of telomerase, TERT, in sufficient quantities for structural studies, have been met with limited success for more ...

Induction and Testing of Hypoxia in Cell Culture

Hücre Kültürü ve Hipoksi Test İndüksiyon

Hypoxia is defined as the reduction or lack of oxygen in organs, tissues, or cells.  This decrease of oxygen tension can be due to a reduced supply in ...

Tracking Morphogenetic Tissue Deformations in the Early Chick Embryo

Erken Civciv Embriyo morfogenetik Doku deformasyonlar Takibi

Embryonic epithelia undergo complex deformations (e.g. bending, twisting, folding, and stretching) to form the primitive organs of the early embryo. ...

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

Ribozom Bağlı Doğan Polipeptitler İzolasyonu<em&gt; In vitro</em&gt; MRNA boyunca Translasyonel Duraklat Siteleri Belirleme

The rate of translational elongation is non-uniform. mRNA secondary structure, codon usage and mRNA associated proteins may alter ribosome movement on the ...

Using SecM Arrest Sequence as a Tool to Isolate Ribosome Bound Polypeptides

Ribozom Ciltli Polipeptitler izole bir aracı olarak SECM Tutuklanma sırası kullanılarak

Extensive research has provided ample evidences suggesting that protein folding in the cell is a co-translational process1-5. However, the exact pathway ...

A Simple and Efficient Method for In Vivo Cardiac-specific Gene Manipulation by Intramyocardial Injection in Mice

A Simple and Efficient Method for In Vivo Cardiac-specific Gene Manipulation by Intramyocardial Injection in Mice

Vivo içinde kalp özel gen manipülasyon farelerde Intramyocardial enjeksiyonla için basit ve etkili bir yöntem

Gene manipulation specifically in the heart significantly potentiate the investigation of cardiac disease pathomechanisms and their therapeutic potential. ...

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

Nasonia vitripennis'te RNAi ve CRISPR Gen Düzenleme için Pupal ve Yetişkin Enjeksiyonları

The jewel wasp, Nasonia vitripennis, has become an efficient model system to study epigenetics of haplo-diploid sex determination, B-chromosome biology, ...