Name: assessment of chimeric antigen receptor t cell-associated toxicities using an acute lymphoblastic leukemia patient-derived xenograft mouse model
Uploaded: 2023-02-10T12:35:00
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Ce travail a été partiellement soutenu par les National Institutes of Health (R37CA266344, 1K99CA273304), le ministère de la Défense (CA201127), le pipeline K2R de la Mayo Clinic (S.S.K.), le Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (S.S.K.) et la Fondation Predolin (R.L.S.). De plus, nous tenons à remercier le personnel de l’installation principale de RMN de la Mayo Clinic. La figure 1 a été créée en BioRender.com

Ce protocole suit les directives du comité d’examen institutionnel (IRB), du comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC A00001767) et du comité institutionnel de biosécurité (IBC, Bios00000006.04) de la Mayo Clinic.
NOTE: Tous les matériaux utilisés pour travailler avec les souris doivent être stériles.
1. Injection de busulfan à des souris NSG
<ol><li>Obtenir des souris mâles immunodéprimées âgées de 8 à...

Dans ce rapport, une méthodologie pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART à l’aide d’un modèle ALL PDX a été décrite. Plus précisément, ce modèle cherche à imiter deux toxicités potentiellement mortelles, CRS et NI, que les patients éprouvent souvent après la perfusion de cellules CART. Il récapitule de nombreuses caractéristiques des toxicités CART observées en clinique : perte de poids, dysfonctionnement moteur, neuroinflammation, production de cytokines inflammatoires et de chimi...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64535">Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model</a>. The Authors section was updated from:
Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5 
R. Leo Sakemura1,2 
Fang Jin6 
Roman H. Khadka6 
Mohamad M. Adada1,2 
Elizabeth L. Siegler1,2 
Aaron J. Johnson6 
Saad S. Kenderian1,2,6 
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester, 
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester, 
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester, 
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, 
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester, 
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester
to:
Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5 
R. Leo Sakemura1,2 
Brooke L. Kimball1,2 
Fang Jin6 
Roman H. Khadka6 
Mohamad M. Adada1,2 
Elizabeth L. Siegler1,2 
Aaron J. Johnson6 
Saad S. Kenderian1,2,6 
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester, 
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester, 
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester, 
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, 
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester, 
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64535">Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model</a>. The Authors section was updated.

Erratum: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model

La thérapie cellulaire par récepteur T de l’antigène chimérique (CART) a révolutionné le domaine de l’immunothérapie du cancer. Il s’est avéré efficace dans le traitement de la leucémie lymphoblastique aiguë (LAL) récidivante / réfractaire, du lymphome à grandes cellules B, du lymphome à cellules du manteau, du lymphome folliculaire et du myélome multiple 1,2,3,4,5,6,7, conduisant à des approbations récentes de la FDA. Malgré le succès initial des essais cliniques, le traitement par thérapie cellulaire CART entraîne des toxicités souvent graves et parfois mortelles. Les toxicités les plus courantes après la thérapie cellulaire CART comprennent le développement du SRC et de l’IN, également appelé syndrome de neurotoxicité associée aux cellules effectrices immunitaires (ICANS)8,9. Le SRC est dû à la suractivation et à l’expansion massive des cellules CART in vivo, entraînant la sécrétion ultérieure de multiples cytokines inflammatoires, notamment l’interféron-γ, le facteur de nécrose tumorale α, le facteur de stimulation des colonies de granulocytes-macrophages (GM-CSF) et l’interleukine-6 (IL-6). Il en résulte une hypotension, de fortes fièvres, un syndrome de fuite capillaire, une insuffisance respiratoire, une défaillance multiviscérale et, dans certains cas,la mort 10,11. Le SRC se développe dans 50 à 100 % des cas après la thérapie cellulaire CART1911,12,13. ICANS est un autre événement indésirable unique associé à la thérapie cellulaire CART et se caractérise par un œdème cérébral généralisé, une confusion, une obnubilation, une aphasie, une faiblesse motrice et, occasionnellement, des convulsions 9,14. Tout grade d’ICANS survient chez jusqu’à 70% des patients, et des grades 3-4 sont rapportés chez 20-30% des patients 5,10,15,16. Dans l’ensemble, les SRC et les ICANS sont courants et peuvent être mortels.
La prise en charge d’ICANS après la thérapie cellulaire CART est difficile. La plupart des patients atteints d’ICANS présentent également un CRS17, qui peut souvent être traité avec l’antagoniste des récepteurs de l’IL-6 tocilizumab ou des stéroïdes18. Un rapport précédent a révélé qu’une intervention précoce avec le tocilizumab diminuait le taux de SRC sévère mais n’affectait pas l’incidence ou la gravité de l’ICANS19. Actuellement, il n’existe pas de traitement efficace ou d’agent prophylactique pour ICANS, et il est crucial d’étudier des stratégies préventives20.
Les cellules myéloïdes et les cytokines/chimiokines associées seraient les principaux moteurs du développement du SRC et de l’ICANS21. Alors que le CRS est directement lié à l’élévation extrême des cytokines et à l’expansion des lymphocytes T, la physiopathologie d’ICANS est largement inconnue22,23. Il est donc impératif d’établir un modèle murin qui récapitule ces toxicités après la thérapie cellulaire CART pour étudier les mécanismes et développer des stratégies préventives.
Plusieurs modèles animaux précliniques sont actuellement utilisés pour étudier, optimiser et valider l’efficacité des cellules CART, ainsi que pour surveiller leurs toxicités associées. Il s’agit notamment de souris syngéniques, xénogreffées, transgéniques immunocompétentes, transgéniques humanisées et xénogreffes dérivées de patients, en plus des modèles de primates. Cependant, chacun de ces modèles présente des inconvénients, et certains ne reflètent pas les véritables préoccupations en matière d’efficacité ou d’innocuité des cellules CART24,25. Par conséquent, il est impératif de choisir soigneusement le meilleur modèle pour les objectifs visés de l’étude.
Cet article vise à décrire la méthodologie utilisée pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART, CRS et NI, à l’aide d’un modèle in vivo de xénogreffe dérivée de patients (PDX) LAL (Figure 1). Plus précisément, dans les méthodes décrites ici, les cellules CART19 générées dans le laboratoire des auteurs sont utilisées selon les protocoles décrits précédemment. En bref, les lymphocytes T humains sont isolés à partir de cellules mononucléées du sang périphérique (PBMC) de donneurs sains par une technique de gradient de densité, stimulés avec des billes CD3/CD28 au jour 0 et transduits lentiviraux le jour 1 avec des CARs composés d’un fragment variable à chaîne unique ciblant CD19 fusionné aux domaines de signalisation 4-1BB et CD3ζ. Ces cellules CART sont ensuite dilatées, déperlées le jour 6 et cryoconservées le jour 8 26,27,28,29,30. Comme indiqué précédemment, les souris sont soumises à un traitement lymphodéplétif, suivi de l’administration de blastes leucémiques dérivés du patient (LAL)28. Tout d’abord, la greffe de tumeur est vérifiée par prélèvement de sang sous-maxillaire. Après l’établissement d’une charge tumorale appropriée, des cellules CART19 sont administrées aux souris. Ensuite, les souris sont pesées quotidiennement pour évaluer leur bien-être. L’imagerie par résonance magnétique (IRM) chez les petits animaux est effectuée pour évaluer l’IN, ainsi que le saignement de la queue pour évaluer l’expansion des lymphocytes T et la production de cytokines / chimiokines. Les techniques décrites ci-dessous sont fortement recommandées pour être utilisées comme modèle pour étudier les toxicités associées aux cellules CART dans un modèle PDX.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>&#160;APC Anti-Human CD19</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>302211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep Pad</td>
			<td>Wecol</td>
			<td>6818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analyze 14.0 software</td>
			<td>AnalyzeDirect Inc.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>https://analyzedirect.com/analyze14/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artificial tears (Mineral oil and petrolatum)</td>
			<td>Akorn</td>
			<td>17478-062-35</td>
			<td>Topical ophtalmic gel to prevent eye dryness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD FACS Lysing Solution&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>349202</td>
			<td>Red blood cells lysing buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Micro-Fin IV insulin syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>329461</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brillian Violet 421 Anti-Human CD45</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>304032</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bruker Avance II 7 Tesla&#160;</td>
			<td>Bruker Biospin</td>
			<td>N/A</td>
			<td>MRI machine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Busulfan (NSC-750)</td>
			<td>Selleckchem</td>
			<td>S1692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CountBright absolute counting beads</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C36950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CytoFLEX System B4-R2-V2</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>C10343</td>
			<td>flow cytometer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Phosphate-Buffered Saline</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-144&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ERT Control/Gating Module&#160;</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>Model 1030</td>
			<td>Small Animal Monitoring Respiratory and Gating System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>F8067</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer</td>
			<td>Bright-Line</td>
			<td>Z359629-1EA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human AB Serum; Male Donors; type AB; US</td>
			<td>Corning</td>
			<td>35-060-CI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane (Liquid)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>792632</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>L34966</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvette 500 Lithium heparin</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>20.1345.100</td>
			<td>Blood collection tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MILLIPLEX Huma/Cytokine/Chemokine Magnetic Beads Panel</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>HCYTMAG-60K-PX38</td>
			<td>Immunology Multiplex Assay to identify cytokines and chemokines</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Omniscan</td>
			<td>Ge Healthcare Inc.</td>
			<td>0407-0690-10</td>
			<td>Gadolinium-based constrast agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pd Anti-Mouse CD45</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>103106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10378-016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round Bottom Polysterene Test tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Azide, 5% (w/v)</td>
			<td>Ricca Chemical</td>
			<td>7144.8-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Surgical Blade</td>
			<td>Bard-Parker</td>
			<td>371215</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>04-418Q</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of chimeric antigen receptor t cell-associated toxicities using an acute lymphoblastic leukemia patient-derived xenograft mouse model

La thérapie cellulaire par récepteur T de l’antigène chimérique (CART) est devenue un outil puissant pour le traitement de plusieurs types de tumeurs malignes CD19+ , ce qui a conduit à l’approbation récente par la FDA de plusieurs thérapies cellulaires CART ciblées par CD19 (CART19). Cependant, la thérapie cellulaire CART est associée à un ensemble unique de toxicités qui entraînent leur propre morbidité et mortalité. Cela inclut le syndrome de libération de cytokines (SRC) et la neuroinflammation (NI). L’utilisation de modèles murins précliniques a été cruciale dans la recherche et le développement de la technologie CART pour évaluer à la fois l’efficacité et la toxicité CART. Les modèles précliniques disponibles pour tester cette immunothérapie cellulaire adoptive comprennent des modèles de souris syngéniques, xénogreffées, transgéniques et humanisées. Il n’existe pas de modèle unique qui reflète parfaitement le système immunitaire humain, et chaque modèle a des forces et des faiblesses. Cet article sur les méthodes vise à décrire un modèle de xénogreffe dérivé d’un patient utilisant des blastes leucémiques de patients atteints de leucémie lymphoblastique aiguë comme stratégie pour évaluer les toxicités associées à CART19, CRS et NI. Il a été démontré que ce modèle récapitule les toxicités associées à CART19 ainsi que l’efficacité thérapeutique observée en clinique.

L’objectif de ce protocole est d’évaluer les toxicités associées aux cellules CART à l’aide d’un modèle de souris PDX à partir de cellules tumorales de patients atteints de LAL (Figure 1). Tout d’abord, les souris NSG ont reçu des injections i.p. de busulfan (30 mg / kg) dans le but de les immunosupprimer et de faciliter la greffe de cellules CART28. Le lendemain, ils ont reçu ~5 × 106 PBMC (i.v.) dérivés de TOUS les patients. Les souri...

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Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-Derived Xenograft Mouse Model

Ici, nous décrivons un protocole dans lequel un modèle de xénogreffe dérivée d’un patient atteint de leucémie lymphoblastique aiguë est utilisé comme stratégie pour évaluer et surveiller les toxicités associées aux lymphocytes T du récepteur de l’antigène chimérique CD19.

Évaluation des toxicités associées aux lymphocytes T du récepteur de l’antigène chimérique à l’aide d’un modèle murin xénogreffé dérivé d’un patient atteint de leucémie lymphoblastique aiguë

Chimeric antigen receptor T (CART) cell therapy has emerged as a powerful tool for the treatment of multiple types of CD19+ malignancies, which has led to ...

Ce protocole utilise des cellules CAR-T et tumorales humaines et démontre avec précision les toxicités associées à l’administration de CART19. Par conséquent, récapitulatif de ce qui a été observé dans la clinique. Le principal avantage de l’utilisation de cette plate-forme est qu’elle fournit un modèle traduisible et cliniquement pertinent où les cellules T humaines et les cellules tumorales sont utilisées.Ce modèle permet non seulement une évaluation efficace des toxicités associées à CART19, mais nous permet également de mieux comprendre comment nous pouvons surmonter ces toxicités grâce à des stratégies de traitement améliorées. Pour commencer, surveillez les souris administrées par CART19 deux fois par jour pour évaluer tout changement dans leur bien-être, tel que la faiblesse motrice, le corps voûté et la perte de poids corporel. Une fois que les souris développent une faiblesse motrice et une réduction de poids, prélevez leur sang périphérique pour analyser la charge tumorale.Et effectuer l’isolement sérique des cytokines, comme décrit dans le manuscrit. Après l’isolement, conservez les tubes de microcentrifugation sérique à 80 degrés Celsius et utilisez le cera pour analyser les chimiokines et les cytokines à l’aide du test multiplex. Pour l’imagerie IRM, mélanger 120 microlitres de gadolinium avec 880 microlitres de solution saline et charger dans une seringue à insuline d’un millilitre.Injectez 100 microlitres de la solution préparée par voie intrapéritonéale dans chaque souris. Anesthésiez la souris et placez-la sur la sonde de berceau compatible avec les rongeurs. Puis accrocher ses dents sur la barre de morsure.Tirez la tête de la souris dans la bobine de volume de 25 millimètres et ajustez le cône nasal attaché au système d’anesthésie à l’isoflurane. Serrez le bouton de la barre de morsure pour maintenir la position pendant toute la durée de l’analyse. Pour l’évaluation de la respiration, fixez la sonde d’un dispositif de surveillance respiratoire près du diaphragme et fixez-la avec du ruban chirurgical.Maintenez le taux de respiration entre 20 et 60 respirations par minute afin que l’état des souris reste stable. Insérez la sonde de l’animal dans le petit alésage du système d’IRM pour petits animaux à alésage vertical et ajustez la tête de l’animal au centre de la bobine. À l’aide de la serrure, fixez l’appareil en position verticale et connectez l’instrument à l’ordinateur.Ensuite, ouvrez le logiciel ParaVision pour configurer les positions de numérisation et les types de numérisations. Déterminer les positions sagittales et axiales optimales tout en les maintenant cohérentes pour tous les groupes expérimentaux. Pour recueillir les données d’IRM pondérées T1, utilisez une séquence multi-tranches et multi-échos pondérée T1 avec un temps de répétition de 300 millisecondes, un temps d’écho de 9,5 millisecondes, un champ de vision de 4,00 X 2,00 X 2,00 centimètres et une matrice de 192 X 96 X 96.Pour les images IRM pondérées en T2, utilisez une séquence multi-coupes et multi-échos avec des paramètres similaires. Une fois les scans terminés, retirez la sonde de l’alésage et extrayez doucement la souris en retirant les dents de la barre de morsure. Après avoir extrait les données du logiciel, utiliser un logiciel d’analyse pour la quantification et le rendu de volume 3D des régions d’hyperintensité Les populations de cellules tumorales CD19+ ont été comparées entre des souris traitées avec CART19 et des souris non traitées par cytométrie en flux.Une réduction significative du poids a été observée chez les souris traitées avec des cellules CART19. La perte de poids est considérée comme un symptôme de l’apparition du SRC, qui est liée aux toxicités associées aux cellules CART. Un test multiplex a révélé l’expression de cytokines et de chimiokines dans le sérum de souris NSG avant et après l’administration de CART19.Les images pondérées en T2 ont révélé des signes d’œdème et d’infiltrat inflammatoire possible au cours de la neuroinflammation chez les souris traitées par CART19. Alors que l’IRM pondérée en T1 a montré une amélioration du contraste dans le parenchyme cérébral, indiquant une augmentation de la perméabilité vasculaire. Des reconstructions tridimensionnelles du cerveau du rongeur ont été assemblées sur la base de régions d’hyperintensité T1 correspondant à la perméabilité vasculaire, ce qui rend le volume de fuite de gadolinium dans le cerveau.Il est important de se rappeler que la surveillance physique quotidienne des souris après l’administration de CART19, ainsi que les saignements périphériques, seront le meilleur indicateur pour procéder à l’IRM afin d’évaluer pleinement tout changement dans le cerveau indiquant un SRC ou une neurotoxicité. Cette technologie est largement applicable à d’autres thérapies cellulaires CAR-T et permettra aux scientifiques de tester efficacement les toxicités potentielles découlant de nouvelles cellules CAR-T. Ce modèle proposé est un tremplin pour comprendre comment les toxicités associées aux cellules CAR-T peuvent être surveillées, traitées et utilisées pour valider de nouveaux modèles de cellules CAR-T.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Development and Maintenance of a Preclinical Patient Derived Tumor Xenograft Model for the Investigation of Novel Anti-Cancer Therapies

Développement et maintenance d&#39;une tumeur du patient Préclinique dérivé modèle de xénogreffe de l&#39;enquête de Novel Anti-Cancer Therapies

Patient derived tumor xenograft (PDTX) models provide a necessary platform in facilitating anti-cancer drug development prior to human trials. Human tumor ...

Recherche

Recherche en cancérologie

Preparation of Primary Acute Lymphoblastic Leukemia Cells in Different Cell Cycle Phases by Centrifugal Elutriation

Préparation des cellules primaires de leucémie lymphoblastique aiguë en Phases de Cycle de cellules différentes par élutriation centrifuge

The ability to synchronize cells has been central to advancing our understanding of cell cycle regulation. Common techniques employed include serum ...

Flow Cytometry to Estimate Leukemia Stem Cells in Primary Acute Myeloid Leukemia and in Patient-derived-xenografts, at Diagnosis and Follow Up

Cytométrie en flux pour estimer la leucémie des cellules souches dans la leucémie myéloïde aiguë primaire et Patient-dérivés-xénogreffes, diagnostic et suivre vers le haut

Acute myeloid leukemia (AML) is a heterogeneous, and if not treated, fatal disease. It is the most common cause of leukemia-associated mortality in ...

Modeling Osteosarcoma Using Li-Fraumeni Syndrome Patient-derived Induced Pluripotent Stem Cells

Ostéosarcome utilisant le Syndrome de Li-Fraumeni cellules souches de pluripotentes induites Patient dérivé de modélisation

Li-Fraumeni syndrome (LFS) is an autosomal dominant hereditary cancer disorder. Patients with LFS are predisposed to a various type of tumors, including ...

Assessment of the Metabolic Profile of Primary Leukemia Cells

Évaluation du profil métabolique des cellules leucémiques primaires

The metabolic requirement of cancer cells can negatively influence survival and treatment efficacy. Nowadays, pharmaceutical targeting of metabolic ...

In Vitro Tumor Cell Rechallenge For Predictive Evaluation of Chimeric Antigen Receptor T Cell Antitumor Function

En reprise cellule tumorale in Vitro pour l’évaluation prédictive de l’antigène chimérique fonction antitumorale des récepteurs des lymphocytes T

The field of chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy is rapidly advancing with improvements in CAR design, gene-engineering approaches and ...

Patient-derived Heterogeneous Xenograft Model of Pancreatic Cancer Using Zebrafish Larvae as Hosts for Comparative Drug Assessment

Modèle de xénogreffe hétérogène dérivé par le patient du cancer du pancréas à l'aide de larves de poisson zèbre comme hôtes pour l'évaluation comparative des médicaments

Patient-derived tumor xenograft (PDX) and cell-derived tumor xenograft (CDX) are important techniques for preclinical assessment, medication guidance and ...

A Melanoma Patient-Derived Xenograft Model

Un modèle de xénogreffe dérivé du mélanome

Accumulating evidence suggests that molecular and biological properties differ in melanoma cells grown in traditional two-dimensional tissue culture ...

Establishment of Gastric Cancer Patient-derived Xenograft Models and Primary Cell Lines

Établissement de modèles de xénogreffe dérivés du cancer gastrique et de lignées cellulaires primaires

The use of preclinical models to advance our understanding of tumor biology and investigate the efficacy of therapeutic agents is key to cancer research. ...

Manufacturing Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cells for Adoptive Immunotherapy

Manufacturing Chimeric Antigen Receptor CAR T Cells for Adoptive Immunotherapy

Fabrication de cellules T de récepteur d'antigène chimérique (CAR) pour l'immunothérapie adoptive

Adoptive immunotherapy holds promise for the treatment of cancer and infectious disease. We describe a simple approach to transduce primary human T cells ...