Name: non-invasive ultrasound assessment of endometrial cancer progression in pax8-directed deletion of the tumor suppressors arid1a and pten in mice
Uploaded: 2023-02-17T13:45:00
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Nous sommes reconnaissants du financement du programme SPORE du cancer de l’ovaire P50CA228991 du NCI, du programme de formation postdoctorale 5T32OD011089 et du Fonds de dotation Richard W. TeLinde de l’Université Johns Hopkins. Le projet a également été financé en partie par les subventions accordées aux établissements privés d’enseignement supérieur par la Société de promotion et d’aide mutuelle pour les écoles privées du Japon.

Toutes les procédures et expériences impliquant des souris ont été effectuées conformément aux protocoles approuvés par le comité de soin et d’utilisation des animaux de Johns Hopkins. Pour toutes les procédures, l’EPI approprié a été porté, y compris des gants et des blouses d’isolement jetables. Des précautions ont été prises lors de la manipulation des objets tranchants, qui ont été éliminés de façon appropriée dans des contenants d’objets pointus ou tranchants de la boîte rouge immédia...

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	<li>Ajayi, A. F., Akhigbe, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Staging+of+the+estrous+cycle+and+induction+of+estrus+in+experimental+rodents:+an+update.">Staging of the estrous cycle and induction of estrus in experimental rodents: an update.</a> Fertility Research and Practice. 6, 5 (2020).</li><li>Kim, S. W., Kim, Y. Y., Kim, H., Ku, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+closer+to+intrauterine+adhesive+pathology.">Animal models closer to intrauterine adhesive pathology.</a> Annals of Translational Medicine. 8 (18), 1125 (2020).</li><li>Shi, D., Vine, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+polycystic+ovary+syndrome:+a+focused+review+of+rodent+models+in+relationship+to+clinical+phenotypes+and+cardiometabolic+risk.">Animal models of polycystic ovary syndrome: a focused review of rodent models in relationship to clinical phenotypes and cardiometabolic risk.</a> Fertility and Sterility. 98 (1), 185-193 (2012).</li><li>Greco, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasound+biomicroscopy+in+small+animal+research:+applications+in+molecular+and+preclinical+imaging.">Ultrasound biomicroscopy in small animal research: applications in molecular and preclinical imaging.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, 519238 (2012).</li><li>Palsdottir, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interobserver+agreement+of+transvaginal+ultrasound+and+magnetic+resonance+imaging+in+local+staging+of+cervical+cancer.">Interobserver agreement of transvaginal ultrasound and magnetic resonance imaging in local staging of cervical cancer.</a> Ultrasound in Obstetrics and Gynecology. 58 (5), 773-779 (2021).</li><li>Gabrielson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+with+confirmation+by+histopathology+for+increased+rigor+and+reproducibility+in+translational+research:+A+review+of+examples,+options,+and+resources.">In vivo imaging with confirmation by histopathology for increased rigor and reproducibility in translational research: A review of examples, options, and resources.</a> ILAR Journal. 59 (1), 80-98 (2018).</li><li>Peterson, R. 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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complementarity+of+ultrasound+and+fluorescence+imaging+in+an+orthotopic+mouse+model+of+pancreatic+cancer.">Complementarity of ultrasound and fluorescence imaging in an orthotopic mouse model of pancreatic cancer.</a> BMC Cancer. 9, 106 (2009).</li><li>Wu, G., Wang, L., Yu, L., Wang, H., Xuan, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+three-dimensional+ultrasound+micro-imaging+to+monitor+prostate+tumor+development+in+a+transgenic+prostate+cancer+mouse+model.">The use of three-dimensional ultrasound micro-imaging to monitor prostate tumor development in a transgenic prostate cancer mouse model.</a> The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 207 (3), 181-189 (2005).</li><li>Rinaldi, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasound-guided+intrauterine+injection+of+lipopolysaccharide+as+a+novel+model+of+preterm+birth+in+the+mouse.">Ultrasound-guided intrauterine injection of lipopolysaccharide as a novel model of preterm birth in the mouse.</a> The American Journal of Pathology. 185 (5), 1201-1206 (2015).</li><li>Wang, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasonography+in+experimental+reproductive+investigations+on+rats.">Ultrasonography in experimental reproductive investigations on rats.</a> Journal of Visualized Experiments. 130, e56038 (2017).</li><li>Suryo Rahmanto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inactivation+of+Arid1a+in+the+endometrium+is+associated+with+endometrioid+tumorigenesis+through+transcriptional+reprogramming.">Inactivation of Arid1a in the endometrium is associated with endometrioid tumorigenesis through transcriptional reprogramming.</a> Nature Communications. 11, 2717 (2020).</li><li>Pani, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pre-existing+thyroiditis+ameliorates+papillary+thyroid+cancer:+Insights+from+a+new+mouse+model.">Pre-existing thyroiditis ameliorates papillary thyroid cancer: Insights from a new mouse model.</a> Endocrinology. 162 (10), bqab144 (2021).</li></ol>

Ce protocole examine l’utilité de l’échographie pour évaluer les changements morphologiques utérins dans la progression de l’adénocarcinome dans l’utérus chez la souris. Dans cette étude, en suivant longitudinalement l’induction du cancer de l’endomètre chez la souris, les détails anatomiques détectés par échographie se sont révélés être des indicateurs de pathologie macroscopique et histologique. Cela ouvre la porte à l’utilisation d’études longitudinales avec un plus petit nombre de so...

Les souris restent l’un des modèles animaux les plus importants pour les troubles de la reproduction 1,2,3. Il existe plusieurs modèles génétiquement modifiés ou induits de rongeurs de cancers de l’ovaire et de l’utérus. Ces études reposent généralement sur plusieurs cohortes euthanasiées à différents moments pour saisir les tendances longitudinales des changements morphologiques et pathologiques. Cela empêche la capacité d’acquérir des données continues sur le développement du cancer chez une souris individuelle. De plus, sans connaître l’état de progression de la maladie chez la souris, les études d’intervention sont basées sur des points temporels prédéterminés et des résultats moyens des cohortes précédentes plutôt que sur des seuils individuels pour la détection de la progression chez un animal spécifique 4,5. Par conséquent, des approches d’imagerie qui permettent une évaluation longitudinale chez des animaux vivants sont nécessaires pour faciliter les modèles précliniques permettant de tester de nouveaux médicaments ou composés et accélérer la compréhension de la pathobiologie tout en augmentant la rigueur et la reproductibilité6.
L’imagerie par ultrasons (US) est une méthode intéressante pour la surveillance longitudinale de la progression du cancer de l’utérus chez la souris, car elle est relativement facile et peu coûteuse par rapport aux autres méthodes d’imagerie, est facile à réaliser et peut avoir une résolution remarquable 6,7. Cette modalité non invasive peut capturer des caractéristiques à l’échelle du micron chez des souris éveillées ou avec des souris sous sédation brève à l’aide d’un examen de 5 à 10 minutes. La microscopie à ultrasons a été validée comme méthode pour mesurer le développement du follicule ovarien de souris 8 et la croissance de la néoplasie implantée ou induite 9,10,11. L’échographie à haute fréquence a également été utilisée pour les injections intra-utérines percutanées12 et l’observation des changements utérins chez le rat au cours du cycle œstruel13. Les États-Unis à haute fréquence peuvent être utilisés avec des souris maintenues sur des plates-formes fixes spécialisées à l’aide d’un système de rail pour maintenir le transducteur / sonde afin de capturer des images haute résolution avec une position et une pression normalisées; toutefois, cet équipement n’est pas disponible dans tous les établissements. Les méthodes de balayage de transducteurs portatifs peuvent être adoptées avec moins d’équipement dédié et utilisées à la fois pour le diagnostic clinique et les applications de recherche chez la souris.
La question demeure de savoir si l’imagerie américaine avec des sondes portatives à haute fréquence pourrait être utilisée pour surveiller le développement du cancer de l’utérus sur plusieurs semaines. Semblable aux intestins, l’utérus de rongeur est une structure mince à paroi mince qui est très mobile dans l’abdomen et est contiguë à travers plusieurs profondeurs de tissus, ce qui rend l’imagerie plus difficile qu’avec des organes relativement immobiles tels que les reins. Cette étude visait à établir la corrélation entre les tissus observés par échographie et histopathologie, à définir des points de repère pour localiser l’utérus de souris et à déterminer la faisabilité de l’évaluation longitudinale du cancer de l’endomètre. Cette étude présente des données montrant une correspondance qualitative entre l’apparition de l’utérus imagé par US et l’histopathologie, ainsi que l’imagerie en série de souris sur plusieurs semaines. Ces résultats indiquent que les soins intensifs portatifs peuvent être utilisés pour surveiller le développement du cancer de l’endomètre chez la souris, créant ainsi une opportunité de collecter des données longitudinales individuelles sur des souris pour étudier le cancer de l’utérus sans avoir besoin d’équipement dédié.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Reagents and Equipment Used for Animal Care</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Diet (2018, 625 Doxycycline)</td>
			<td>Envigio</td>
			<td>TD.01306</td>
			<td>Mouse Feed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents and Equipment Used for Ultrasound Imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL injectable 0.9% NaCl&#160;</td>
			<td>Hospira, Inc</td>
			<td>RL-7302</td>
			<td>Isotonic Fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbent Pad with Plastic Backing</td>
			<td>Daigger</td>
			<td>EF8313</td>
			<td>Absorbant Pads</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Induction Chambers</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>75-2029</td>
			<td>Induction Chamber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthetic absorber kit with absorber canister, holder, tubing, &#38; adapters</td>
			<td>CWE, Inc</td>
			<td>13-20000</td>
			<td>Nose Cone and Tubing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aquasonic Clear Ultrasound Gel (0.25 Liter)</td>
			<td>Parker Laboratoies</td>
			<td>08-03</td>
			<td>Ultrasound Gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Plastipak 3 mL Syringe</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>309657</td>
			<td>Syringe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F/Air Scavenger Charcoal Canister</td>
			<td>OMNICON</td>
			<td>80120</td>
			<td>Scavenging System for Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Vet One</td>
			<td>502017</td>
			<td>Anesthesia Agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>M1050 Non-Rebreathing Mobile Anesthesia Machine</td>
			<td>Scivena Scientific</td>
			<td>M1050</td>
			<td>Anestheic Vaporizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MX550S, 25-55 MHz Transducer, 15mm, Linear</td>
			<td>VisualSonics</td>
			<td>MX550S</td>
			<td>Ultrasound Transducer (Probe)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nair Hair Aloe &#38; Lanolin Hair Removal Lotion - 9.0 oz</td>
			<td>Nair</td>
			<td></td>
			<td>Depilliating Cream</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Philips Norelco Multigroomer All-in-One Trimmer Series 7000</td>
			<td>Philips North America</td>
			<td>MG7750</td>
			<td>Clippers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrecisionGlide 25 G 1&#34; Needle</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>305125</td>
			<td>Needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Ophthalmic Ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>17033-211-38</td>
			<td>Lubricating Eye Drops</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo 3100 Imaging System</td>
			<td>VisualSonics</td>
			<td>Vevo 3100</td>
			<td>Ultrasound Machine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo LAB 5.6.1</td>
			<td>VisualSonics</td>
			<td>Vevo LAB 5.6.1</td>
			<td>Ultrasound Analysis Software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vinyl Heating Pad with cover, 12 x 15&#34;</td>
			<td>Sunbeam</td>
			<td>731-500-000R</td>
			<td>Heating Pad</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wd Elements 2TB Basic Storage</td>
			<td>Western Digital Elements</td>
			<td>WDBU6Y0020BBK-WESN</td>
			<td>Data Storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents and Equipment Used for Immunohistochemistry</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% w/v Formalin</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>SF98-4</td>
			<td>Tissue Fixation Buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal-Free Blocker and Diluent, R.T.U.</td>
			<td>Vector Laboratories Inc.</td>
			<td>&#160;SP5035</td>
			<td>Antibody Blocker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Charged Super Frost Plus Glass Slides</td>
			<td>VWR</td>
			<td>4831-703</td>
			<td>Tissue Mounting Slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Citrate Buffer</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>&#160;C9999-1000ML</td>
			<td>Epitope Retrival Buffer (pTEN)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cytoseal &#8211; 60</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>8310-4</td>
			<td>Resin for Slide Sealing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gold Seal Cover Glass</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>3322</td>
			<td>Coverslide</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harris Modified Hematoxylin</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>HHS32-1L</td>
			<td>Counterstain Buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hybridization Incubator (Dual Chamber)</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>13-247-30Q</td>
			<td>Oven to Melt Parraffin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImmPACT DAB Substrate, Peroxidase (HRP)</td>
			<td>Vector Laboratories Inc.</td>
			<td>SK-4105</td>
			<td>Signal Development Substrate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImmPRESS HRP Goat Anti-Rabbit IgG Polymer Detection Kit, Peroxidase</td>
			<td>Vector Laboratories Inc.</td>
			<td>MP-7451</td>
			<td>Secondary IHC Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oster 5712 Digital Food Steamer</td>
			<td>Oster</td>
			<td>5712</td>
			<td>Vegetable Steamer for Epitope Retrival</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rabbit mAB anti-ARID1a</td>
			<td>abcam</td>
			<td>ab182560</td>
			<td>Primary IHC Antibody (1:1,000)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rabbit mAB anti-PTEN</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>9559</td>
			<td>Primary IHC Antibody (1:100)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scotts Tap Water Substitute</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>S5134-100ML</td>
			<td>&#34;Blueing&#34; Buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Path IV Cassette</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>22272416</td>
			<td>Tissue Fixation Cassette</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trilogy Buffer</td>
			<td>Cell Marque</td>
			<td>&#160;920P-10</td>
			<td>Epitope Retrival Buffer (ARID1a)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

non-invasive ultrasound assessment of endometrial cancer progression in pax8-directed deletion of the tumor suppressors arid1a and pten in mice

Les cancers de l’utérus peuvent être étudiés chez la souris en raison de la facilité de manipulation et de manipulation génétique dans ces modèles. Cependant, ces études se limitent souvent à l’évaluation de la pathologie post-mortem chez les animaux euthanasiés à plusieurs moments dans différentes cohortes, ce qui augmente le nombre de souris nécessaires pour une étude. L’imagerie des souris dans les études longitudinales peut suivre la progression de la maladie chez des animaux individuels, réduisant ainsi le nombre de souris nécessaires. Les progrès de la technologie des ultrasons ont permis de détecter des changements au niveau micrométrique dans les tissus. L’échographie a été utilisée pour étudier la maturation des follicules dans les ovaires et la croissance de la xénogreffe, mais n’a pas été appliquée aux changements morphologiques dans l’utérus de la souris. Ce protocole examine la juxtaposition de la pathologie avec des comparaisons d’imagerie in vivo dans un modèle murin de cancer de l’endomètre induit. Les caractéristiques observées par échographie correspondaient au degré de changement observé par la pathologie macroscopique et l’histologie. L’échographie s’est avérée hautement prédictive de la pathologie observée, soutenant l’incorporation de l’échographie dans les études longitudinales des maladies utérines telles que le cancer chez la souris.

Les souris transgéniques Pax8-Cre-Arid1a-Pten à double délétion (iPAD) ont été maintenues sur un fond génétique mixte (129S, BALB/C, C57BL/6), comme décrit précédemment14. Les souris ont toutes été nourries avec une alimentation en doxycycline pendant 2 semaines pour induire la Cre recombinase. Dans des travaux antérieurs de notre groupe, la doxycycline a été administrée par gavage14; Cependant, dans cette étude, la méthode d’induction...

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Non-Invasive Ultrasound Assessment of Endometrial Cancer Progression in Pax8-Directed Deletion of the Tumor Suppressors Arid1a and Pten in Mice

Ce protocole décrit une méthode de surveillance de la progression des changements morphologiques au fil du temps dans l’utérus dans un modèle murin inductible de cancer de l’endomètre utilisant l’imagerie par ultrasons avec corrélation avec les changements macroscopiques et histologiques.

Évaluation échographique non invasive de la progression du cancer de l’endomètre dans la délétion dirigée par Pax8 des suppresseurs de tumeurs Arid1a et Pten chez la souris

Uterine cancers can be studied in mice due to the ease of handling and genetic manipulation in these models. However, these studies are often limited to ...

Cette étude montre que l’échographie guidée manuelle est bien adaptée pour surveiller le développement de la pathologie utérine dans un modèle murin induit de cancer de l’endomètre. L’imagerie par ultrasons est non invasive et permet donc des études longitudinales de souris individuelles sur plusieurs jours et semaines. Cela permet de capturer les variations individuelles et, en fin de compte, d’utiliser moins d’animaux pour l’étude.Cette méthode peut être facilement appliquée pour surveiller les changements pathologiques et d’autres modèles miroirs, y compris ceux pour la néoplasie et les maladies chroniques du tube urinaire et digestif. Commencez à configurer l’appareil à ultrasons pour l’imagerie de l’utérus ou de l’ovaire en sélectionnant un transducteur ou une sonde avec une plage de 32 à 56 mégahertz. Accédez à l’onglet Applications de l’écran d’accueil et sélectionnez Mode Petit abdomen de la souris.Cliquez ensuite sur Numériser pour revenir à l’écran d’accueil et attendez qu’une image en direct s’affiche. Ensuite, sélectionnez Mode B dans les options de la barre d’outils de gauche avant de cliquer sur l’option Plus de contrôles pour afficher des outils supplémentaires pour affiner l’image, tels que le gain et la profondeur de l’image ou pour ajuster les paramètres d’acquisition de clip, tels que le nombre d’images par seconde. Une fois les paramètres d’image sélectionnés, revenez à l’écran d’accueil en cliquant sur Mode B.Placez une seringue de trois à 10 millilitres remplie d’une solution de liquide isotonique stérile entre un coussin chauffant et un tampon absorbant pendant plusieurs minutes pour le préchauffer à 35 à 40 degrés Celsius. Si la machine n’a pas de chauffe-eau, placez un flacon de gel à ultrasons sur le coussin chauffant. Pour injecter un à deux millilitres de solution dans la cavité péritonéale d’une souris, fixez la souris par la peau dans une main, exposant le ventre.Tenez ensuite la souris à un angle d’environ 20 degrés, le nez pointé vers le sol. Insérez une aiguille de seringue tuberculine de calibre 25 dans la peau et la paroi abdominale du quadrant caudale droit de l’abdomen. Pour éviter l’injection dans le système vasculaire ou le tractus gastro-intestinal, tirez sur le piston de la seringue avec une pression minimale pour rechercher du sang.Placez la souris en position couchée ventrale sur le coussin absorbant au-dessus d’un coussin chauffant avant de placer solidement un cône de nez de rongeur sur le nez et le museau de la souris. Placez une petite quantité de gel à ultrasons préchauffé abaxial à la colonne vertébrale de chaque côté de la souris anesthésiée entre la dernière côte et le bassin. Mettez une petite quantité de gel sur la sonde à ultrasons.Ensuite, placez la sonde parallèle aux vertèbres avec l’avant de la sonde du côté crânien. Avec une souris en position couchée ventrale, balayez lentement la zone à la recherche du repère rénal. Avec le rein en vue, tirez la sonde caudale pour trouver l’ovaire, qui est une structure ovale à ronde légèrement hyperéchogène dans un coussinet adipeux ovarien très hyperéchogénique, bordé crânien-ventralement par le rein et dorsal-latéralement par la paroi abdominale dorsale.Améliorez le contraste de l’image en ajustant le gain du signal à l’aide du curseur situé en bas de l’écran de contrôle. Pour améliorer l’imagerie du rein, appliquez une pression sur l’abdomen controlatéral à l’aide d’un doigt. Faites varier la pression et l’angle de parallèle à la colonne vertébrale à environ 20 degrés ventral.Une fois que l’organe d’intérêt est en vue, capturez une vidéo en cliquant sur Enregistrer le clip ou Démarrer l’enregistrement. Une fois terminé, cliquez sur Arrêter l’enregistrement pour conserver les images à un nombre prédéfini d’images. Tenez la sonde caudale jusqu’à ce que l’ovaire soit dans l’aspect le plus crânien du champ de vision.Variez la pression et l’angle de la sonde pour voir et imager l’utérus. Répétez la collecte de vidéos et d’images pour chaque organe d’intérêt. Trouvez l’utérus longeant longitudinalement la paroi abdominale dorsale avec la musculature latérale de la jambe en vue.Surveillez le tissu pour un mouvement péristaltique afin de différencier les anses intestinales des cornes stationnaires utérines. Placez la souris en position couchée dorsale pour recueillir les images à partir d’une approche ventrale. Assurez-vous que la lubrification des yeux est suffisante et que le museau est fixé dans le cône nasal.Appliquez une petite quantité de gel à ultrasons préchauffé sur l’abdomen ventral avant d’appliquer la sonde à la ligne médiane et crânienne du pubis pour localiser la vessie comme point de repère hypoéchologique. Pour trouver les cornes utérines, tirez la sonde latéralement à la vessie. Appliquez une légère pression numérique de l’un ou des deux côtés de la souris.Une fois que les cornes utérines sont dans le champ de vision, tenez la sonde perpendiculairement à la souris et balayez les deux côtés de l’abdomen pour capturer des vues transversales des deux cornes. Faites pivoter la sonde pour capturer des vues sagittales. Après l’échographie, essuyez la souris avec une serviette en papier avant de la remettre dans sa cage pour récupérer.Une fois que la souris est complètement réveillée après deux à cinq minutes, retournez la souris dans la salle des animaux. La comparaison par ultrasons de la cavité abdominale de la souris avant et après l’injection de solution saline a montré une meilleure visualisation des organes abdominaux, y compris l’utérus et les ovaires après l’injection de solution saline. Une approche ventrale a été utilisée pour étudier les coupes transversales des cornes utérines adjacentes à la vessie hypoéchogénique.L’immunohistochimie avec des anticorps dirigés contre Arid1a et Pten a été utilisée pour étudier la perte adéquate de protéines suppresseurs de tumeurs accomplie dans les cellules épithéliales utérines par rapport au tissu stromal voisin. Des images échographiques d’un utérus de souris présentant des changements pathologiques précoces ont été détectées après trois semaines de traitement à la doxycycline, montrant la lumière hypoéchogène et dilatée de l’utérus. Dans l’étude de pathologie macroscopique et d’histopathologie du même utérus, un utérus à paroi mince plus petit mais dilaté et une hyperplasie endométriale précoce avec préservation de la lumière distincte ont été observés respectivement.Les souris euthanasiées à des moments ultérieurs ont montré un utérus plus grand avec une lumière plus petite et une paroi épaissie. Lors de l’apprentissage de l’utilisation du placement manuel des sondes, une pression excessive ou un mouvement rapide peut rendre difficile l’identification des organes. Utilisez des mouvements doux et délibérés et concentrez-vous d’abord sur l’identification des organes qui sont des points de repère.À la fin de l’étude, les souris sont sacrifiées et les tissus sont prélevés pour confirmer l’élimination des gènes et caractériser les changements tissulaires. Cette technique permet aux investigateurs de surveiller les lésions intraabdominales au fil du temps. Et dans notre cas, nous l’avons utilisé pour suivre la progression du cancer de l’utérus dans le modèle iPad, ce que nous avons ensuite confirmé par histopathologie.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Non-Invasive Ultrasound Assessment of Endometrial Cancer Progression in Pax8-Directed Deletion of the Tumor Suppressors Arid1a and Pten in Mice

The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

le<em&gt; Drosophila</em&gt; Imaginal Tumor Disc Modèle: Visualisation et quantification de l&#39;expression génique et de tumeurs invasives utilisant Mosaïques génétique

Drosophila melanogaster has emerged as a powerful experimental system for functional and mechanistic studies of tumor development and progression in the ...

Recherche

Recherche en cancérologie

In Vivo EPR Assessment of pH, pO2, Redox Status, and Concentrations of Phosphate and Glutathione in the Tumor Microenvironment

In Vivo EPR Assessment of pH, pO2, Redox Status, and Concentrations of Phosphate and Glutathione in the Tumor Microenvironment

In Vivo Évaluation des EPR du pH, pO2, statut Redox et les Concentrations de Phosphate et de glutathion dans le microenvironnement tumoral

This protocol demonstrates the capability of low-field electron paramagnetic resonance (EPR)-based techniques in combination with functional paramagnetic ...

Radionuclide-fluorescence Reporter Gene Imaging to Track Tumor Progression in Rodent Tumor Models

Gène rapporteur de radionucléide-fluorescence Imaging pour suivre la Progression tumorale dans les modèles de rongeurs tumeur

Metastasis is responsible for most cancer deaths. Despite extensive research, the mechanistic understanding of the complex processes governing metastasis ...

Utilization of Ultrasound Guided Tissue-directed Cellular Implantation for the Establishment of Biologically Relevant Metastatic Tumor Xenografts

Utilisation des ultrasons guidés axés sur les tissus cellulaire Implantation pour la mise en place de xénogreffes tumorales métastatiques biologiquement pertinente

Preclinical testing of anticancer therapies relies on relevant xenograft models that mimic the innate tendencies of cancer. Advantages of standard ...

Enrichment and Characterization of the Tumor Immune and Non-immune Microenvironments in Established Subcutaneous Murine Tumors

Enrichissement et la caractérisation des tumeur immunitaire et Non immuns micro-environnements dans les tumeurs murines sous-cutanée établis

The tumor immune microenvironment (TIME) has recently been recognized as a critical mediator of treatment response in solid tumors, especially for ...

Digital Polymerase Chain Reaction Assay for the Genetic Variation in a Sporadic Familial Adenomatous Polyposis Patient Using the Chip-in-a-tube Format

Digital Polymerase Chain Reaction Assay for la Variation génétique chez un Patient sporadiques de la polypose adénomateuse familiale en utilisant le Format de puce-in-a-tube

The quantitative analysis of human genetic variation is crucial for understanding the molecular characteristics of serious medical conditions, such as ...

Intramucosal Inoculation of Squamous Cell Carcinoma Cells in Mice for Tumor Immune Profiling and Treatment Response Assessment

Inoculation de cellules de carcinome épidermoïde chez les souris pour tumeur immunitaire profilage et évaluation de réponse traitement suffit

Head and neck squamous cell carcinoma (HNSCC) is a debilitating and deadly disease with a high prevalence of recurrence and treatment failure. To develop ...

In Vivo Inhibition of MicroRNA to Decrease Tumor Growth in Mice

In Vivo Inhibition of MicroRNA to Decrease Tumor Growth in Mice In Vivo Inhibition of MicroRNA to Decrease Tumor Growth in Mice In Vivo Inhibition of MicroRNA to Decrease Tumor Growth in Mice In Vivo

MicroRNAs (miRNAs) are important regulators of gene expression through their ability to destabilize mRNA and inhibit translation of target mRNAs. An ...

Detection of Lung Tumor Progression in Mice by Ultrasound Imaging

Détection de la progression des tumeurs pulmonaires chez les souris par imagerie par ultrasons

With ~1.6 million victims per year, lung cancer contributes tremendously to the worldwide burden of cancer. Lung cancer is partly driven by genetic ...