JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Protocol
  • Discussion
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هذا الأسلوب يعرض neuromusculature الجنينية لذبابة الفاكهة المناعية أو تسجيل الكهربية. ومن المفيد لدراسة الأحداث المبكرة في التنمية العصبية والعضلية أو أداء الكهربية في المسوخ التي لا يفقس.

Abstract

ذبابة الفاكهة نموذجا رئيس الوزراء الجينية لدراسة كل من التطور الجنيني وعلم الأعصاب وظيفية. تقليديا ، لا بأس هذه الحقول المعزولة عن بعضها البعض ، مع تواريخ مستقلة إلى حد كبير والمجتمعات العلمية. ومع ذلك ، فإن التفاعل بين هذه المجالات المتباينة عادة البرامج التنموية الكامنة وراء اكتساب الخصائص الكهربائية وتمايز وظيفي الإشارات الكيميائية من نقاط الاشتباك العصبي وظيفية خلال المراحل النهائية لتشكيل الدوائر العصبية. هذه الواجهة هي منطقة ذات أهمية حاسمة للتحقيق فيها. في ذبابة الفاكهة ، وهذه مراحل التطوير الوظيفي يحدث خلال الفترة من 8 ساعات <(عند درجة 25) خلال الثلث الأخير من مرحلة التطور الجنيني. واعتبر هذه الفترة الطويلة في وقت متأخر نظرا لالتنموية المستعصية التحقيق إلى ترسب من إهاب صعبة ، والبشرة غير منفذة. وكان مقدما اختراق تطبيق المياه البلمرة الغراء الجراحية التي يمكن تطبيقها محليا لإهاب لتمكين تشريح للرقابة في وقت متأخر من مرحلة الأجنة. مع شق طولي ظهري ، يمكن وضع الجنين شقة ، وكشف الحبل البطني العصب وعضلات الجسم الحائط لتحقيق التجريبية. وقد تم استخدام هذا النظام بشكل كبير لعزل وتوصيف طفرات جينية الجنينية التي تعوق تشكيل المشبك ، وبالتالي تكشف عن الآليات الجزيئية التي تحكم مواصفات وتمايز الاتصالات المشبك والوظيفية خصائص متشابك الإشارة.

Protocol

الجزء 1 : الأجهزة والمعدات

  1. مطلوب مجهر تشريح جيد للتشريح الجنين ؛ يقترح التكبير 40X ، مع قطع العين 25X الحد الأقصى لزيادة التكبير.
  2. مطلوبة ملقط غرامة (رقم 5) لاختيار دليل للأجنة وأجنة devitellinization.
  3. مطلوب معدات لصنع الزجاج وتعديل الإبر الدقيقة. مطلوبة انسحبت من الزجاج الإبر للتشريح. نحن نفضل الزجاج صلبا للتشريح (تستمر لفترة أطول) ، ولكن معيار أنابيب زجاجية سميكة الجدران (1-1،5 ملم القطر الخارجي) يعمل كذلك. بعض الناس استخدام الإبر التنغستن غرامة ، بالكهرباء إلى الحدة المطلوبة في حمام من هيدروكسيد الصوديوم 1M باستخدام 10 أمبير + autotransformer البطارية. الإبر التنغستن شحذ تشريح لها فائدة أنها مرنة نسبيا وطويل الأمد. وترد الإبر الزجاج جوفاء (مشابهة لتشكيل أقطاب التصحيح المشبك) لأنابيب البلاستيك وتستخدم أثناء تشريح لشفط وطرد من المياه المالحة ، وكذلك التسليم المراقب من الغراء. مجموعة متنوعة من الزجاج جر تتوفر لتصنيع الزجاج الإبر. يمكن للكمبيوتر أن تكون مبرمجة مسبقا جر لسحب مجموعة متنوعة من الأشكال والأحجام. وبراون يلهب النماذج (سوتر الصك شركاه) هي المفضلة على نطاق واسع. وينبغي أن يكون مجمع المجهر (40X 20 هدف) سيكون متاحا لفحص وتعديل كهربائي قبل استخدامه.
  4. ويشيع استخدام نوعين من الحلول لحمام الأنسجة الجنينية أثناء تشريح : 1) "قياسية" (جان وجان ، 1976a) أو "تعديل المعيار" (Broadie ، 2000) ملاحات ، على أساس الحلول شيوعا للتسجيل في النظم الأخرى اللافقارية ، و 2) "الدموي مثل" (HL) ملاحات (ستيوارت وآخرون 1994) ، حلا وسطا بين المالحة القياسية وقياس التركيزات الأيونية الدموي في ذبابة الفاكهة. تجدر الإشارة إلى أن أيا من هذه ملاحات تحاكي بدقة التركيب الكيميائي للالدموي في الجسم الحي (Broadie ، 2000). يتضمن معيار المالحة (مم) : 135 كلوريد الصوديوم ، 5 بوكل ، 4 MgCl 2 و 1.8 CaCl 2 ، 72 السكروز ، 5 TES ، ودرجة الحموضة 7،2. المجربون قد ترغب أيضا في النظر في إعداد تجاريا المالحة الحشرات (وسائل الإعلام مثل شنايدر الحشرات) ، وهو غير مناسب للتسجيل الكهربية ولكن على الأرجح لحماية صحة الأنسجة المكشوفة.

الجزء 2 : التدريج الأجنة والتشريح

  1. لجمع البيض الأمثل ، والحفاظ على الشباب (<7 أيام) ، ذكور الذباب صحية والإناث (20-40) على أواني زرع الطازجة لمدة 2-3 أيام. أواني زرع تتألف في العادة من الأكواب البلاستيكية 100 مل (ثلاثي صب) مثقبة لتوفير ما يكفي من دوران الهواء ، وتغطي لوحة آغار 60 مم. لوحات تحتوي على أجار التفاح أو عصير العنب مع تصلب آغار. عدة وصفات موجودة ، ولكن هو مثال واحد على النحو التالي : 700 مليلتر من الماء ، 25-30 آغار غراما ، و 300 مل من عصير (العنب أو التفاح) ، 0.5g البارابين الميثيل (ف hydroxymethylbenzoate) ، والسكر 30G. الأوتوكلاف الماء وآغار ، وتغلي بشكل منفصل ف hydroxymethylbenzoate مع السكر وعصير. مزيج من عصير آغار والحلول وتصب بسرعة الى 60 ملم لوحات ، وإزالة الفقاعات.
  2. قبل جمع البيض ، ويتم تغذية الذباب مع لصق الخميرة (7 جرام خميرة بيكر في 9 مل من المياه المخزنة في 4 درجات مئوية) على لوحات جديدة ، تغير ما لا يقل عن مرتين في اليوم لمدة يومين على الاقل. قبل 3 أيام ، يجب أن يكون وعاء جيد إنتاج البيض 100-200 للساعة الواحدة. وقد لوحظ أفضل وضع البيض في وعاء حافظ على جانبها مع آغار في لوحة خدش. وسيتم وضع العديد من الأجنة في أو بالقرب من الخدوش.
  3. لجمع أعداد كبيرة من الأجنة ، ونقل الأجنة بلطف من لوحة أجار في سلة باستخدام فرشاة الرسم. ويمكن إجراء سلة مع أنبوب الطرد المركزي 15 أو 50 مل. قطع الجزء السفلي ترك مساحة كافية للاعتراض على شاشة (70 ميكرومتر شبكة) بين الغطاء والجزء العلوي من الأنبوب. شطف الأجنة مع DH 2 0 وضعت في طبق بتري من المبيض بنسبة 50 ٪ الى 100 ​​٪ جديدة لإزالة المشيماء الخارجي. بدلا من ذلك ، يمكن جمع البيض بشكل فردي باستخدام الملقط غرامة ، وdechorionated عن طريق وضعها يدويا في قطرة من التبييض. يمكن اجتثاث chorionation تتخذ من أكثر من 30 ثانية إلى 2 دقيقة (التبييض الطازجة أسرع بكثير) ، وينبغي رصدها تحت مجهر تشريح. إزالة المشيماء يعرض لامعة ، والغشاء المحي شفافة. وينبغي أن البيض Dechorionated تشطف ، أو وضعها في المياه المالحة ، والتبييض يدمر الأنسجة devitellinized بسرعة.
  4. فمن الأهمية بمكان أن مرحلة الأجنة بعناية حتى سن التنموية المنشودة. في المراحل الجنينية تعريف ذبابة الفاكهة (17/01 ؛ كامبوس اورتيغا وHartenstein ، 1985) ليست مفيدة ، وتطوير جميع الوظيفية العصبية والعضلية يحدث في مرحلة متأخرة 16 أو 17 مرحلة. وبالتالي ، فإن قام قبل ساعات التنموية الأجنة عند 25 درجة مئوية في حاضنة مرطب ، في ساعات بعد الإخصاب أو ، وهو الأكثر شيوعا ، وبعد وضع البيض (AEL). في ظل هذه الظروف ، تخلق يدوم 21 + / -- 1 ساعة عند 25 درجة مئوية.
  5. البيض من وضع البيض توقيت (1-2 ساعةوينظر المقبل) التي تتراوح أعمارهم مناسب لمعايير شكلية. بعد الغسيل واسعة في DH 2 O ، يتم وضع البيض في صحن dechorionated ثقافة البلاستيك (تحت O 2 درهم) للعرض. ويمكن التأكد من التدريج الصحيح مع المعايير المورفولوجية باستخدام الضوء المنعكس مع مجهر تشريح (كامبوس وHartenstein أورتيغا ، 1985). من المسلم به عموما تنضج في وقت متأخر من مرحلة الأجنة (22 - 24H AEL) على وشك الفقس عن طريق تجزئة للبشرة والقصبة الهوائية المتضخمة. ويمكن أيضا استخدام الأجنة يكون genotyped GFP موازنات ومضان المجهر تشريح مع الفلاتر المناسبة.
  6. لتشريح والأجنة ونظموا dechorionated تنمويا المرفقة (الجانب الظهري متابعة) على ساترة تحت قطرة من المياه المالحة (انظر الخطوة 1.5). تتم إزالة غشاء الأجنة من المحي بواسطة ثقب الغشاء قرب نهاية الأمامي أو الخلفي مع micropipette الزجاج أو إبرة التنغستن ، ومن ثم تحرير بلطف الجنين من الغشاء. استعدادا للتشريح ، ينبغي وضع الجنين على ساترة ليصل السطح الظهري (الجانب الظهرية يصل تشريح سيعرض النظام العصبي وبطني neuromusculature للتجارب ، ولكن من الواضح أن يكون وضع الجنين في طرق أخرى لتسهيل الحصول على أخرى الأنسجة).
  7. الأجنة مرحلة مبكرة (<16 ساعة AEL) نعلق مباشرة لتنظيف الزجاج أو الزجاج المطلي مع متعدد الليزين (بولي - L - يسين هيدروبروميد ؛ Broadie وباتي ، 1993a ، ب). يجب أن يكون لاصق الأجنة كبار السن (> 16 ساعة AEL) ، في أعقاب تشكيل إهاب ، مثالي لcoverslips (داو كورننغ) Sylgard المغلفة. ويتم استخدام المياه البلمرة cyanoacrylate الغراء الجراحية أو البيطرية (Broadie وباتي ، 1993c ، د). يتم تسليم الغراء من خلال ماصة زجاج كهربائي صغير (10-20 ميكرون غيض القطر الداخلي) موصولة إلى أنبوب المطاط مع تدفق الغراء التي تسيطر عليها ضغط الفم. يجب توخي الحذر أثناء الولادة الغراء ، والصمغ polymerizes بسرعة عند الاتصال المالحة. نلاحظ أيضا أنه لا يمكن إجراء الإلتصاق في المياه المالحة أو منخفضة مع عدم وجود تركيزات أيون ثنائي التكافؤ ، كما يتطلب الغراء أيونات ثنائي التكافؤ لتبلمر. واستخدم لأول مرة بكميات صغيرة من الغراء تعلق بحزم الرأس والذيل.
  8. حالما يتم لصقها ينتهي من الجنين الى ساترة ، يتم إجراء شق على طول خط الوسط الظهرية مع القطب الزجاج أو شحذ إبرة التنغستن. يرصد هذا أسهل من خلال ثقب بلطف خط شق قبل اتخاذ خفض النهائي. وترد ثم الجانبين من شق إلى ساترة مع أكثر الغراء ، لنشر بلطف الشقة الجنين. الأعضاء الداخلية بما في ذلك في الأمعاء ، والهيئات والدهون ، اختياريا ، ثم تتم إزالة القصبة الهوائية عن طريق الشفط باستخدام ماصة الزجاج المرفقة أنابيب مطاطية (Broadie وباتي 1993a ، ج). وينبغي الآن أن يرفق الجنين شقة للساترة ، البشرة أسفل بطني مع نظام العصبي المركزي والأعصاب الطرفية ، وعضلات جسدية تتعرض للتجريب.

Discussion

التدريج الدقيق للأجنة غير الحاسمة نظرا لنضوج السريع للخصائص الفنية على مدار الساعة لعدة ساعات فقط. العديد من القضايا من تعقيد هذا التدريج. أولا ، معظم الباحثين استخدام بويضة لأجنة يضع توقيت المرحلة ، ولكن في المرة البيض يمكن أن تتفاوت كثيرا من الحيوان إلى الحيوان في ...

Acknowledgements

معتمد من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح كيلوبايت GM54544.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Embryo Collection CagesGenesee Scientific59-100 (for 60 mm dish; other sizes available)Cages can also be home made using punctured tri-pour beakers, as shown in video
Sylgard 184Dow CorningAvailable from various companiesSurgical glue adheres better to sylgard-coated coverslips
Fine glass tubing, outer diameter 1.0-1.5 mmVariousFor pulling into fine glass needles for dissection and tubes for glue delivery
Plastic tubing, to attach to glass pipette for mouth suction and glue applicationTygonTubing inner diameter needs to match glass outer diameter.

References

  1. Aravamudan, B., Fergestad, T., Davis, W. S., Rodesch, C. K., Broadie, K. Drosophila UNC-13 is essential for synaptic transmission. Nat. Neurosci. 2, 965-971 (1999).
  2. Auld, V. J., Fetter, R. D., Broadie, K., Goodman, C. S. Gliotactin a novel transmembrane protein on peripheral glia, is required to form the blood-nerve barrier in Drosophila. Cell. 81, 757-767 (1995).
  3. Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J. Neurosci. 18, 4673-4683 (1998).
  4. Baines, R. A., Robinson, S. G., Fujioka, M., Jaynes, J. B., Bate, M. Postsynaptic expression of tetanus toxin light chain blocks synaptogenesis in Drosophila. Curr. Biol. 9, 1267-1270 (1999).
  5. Baines, R. A., Uhler, J. P., Thompson, A., Sweeney, S. T., Bate, M. Altered electrical properties in Drosophila neurons developing without synaptic transmission. J. Neurosci. 21, 1523-1531 (2001).
  6. Bate, M. The embryonic development of the larval muscles in Drosophila. Development. 110, 791-804 (1990).
  7. Bate, M., Martinez Arias, A., Bate, M., Martinez Arias, A. . The Development of Drosophila melanogaster. , (1993).
  8. Baumgartner, S., JT, L. i. t. t. l. e. t. o. n., Broadie, K., MA, B. h. a. t., Harbecke, R., JA, L. e. n. g. y. e. l., Chiquet-Ehrismann, R., Prokop, A., Bellen, H. J. A Drosophila neurexin is required for septate junction and blood-nerve barrier formation and function. Cell. 87, 1059-1068 (1996).
  9. AH, B. r. a. n. d. Perrimon N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  10. Brand, A. GFP as a cell and developmental marker in the Drosophila nervous system. Methods Cell Biol. 58, 165-181 (1999).
  11. Broadie, K., Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Electrophysiological Approaches to the Neuromusculature. Drosophila Protocols. , 273-296 (2000).
  12. Broadie, K., Bate, M. Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 13, 144-166 (1993a).
  13. Broadie, K., Bate, M. Development of larval muscle properties in the embryonic myotubes of Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 13, 167-180 (1993b).
  14. Broadie, K., Bate, M. Activity-dependent development of the neuromuscular synapse during Drosophila embryogenesis. Neuron. 11, 607-619 (1993c).
  15. Broadie, K., Bate, M. Synaptogenesis in the Drosophila embryo: innervation directs receptor synthesis and localization. Nature. 361, 350-353 (1993d).
  16. Broadie, K., Bellen, H. J., DiAntonio, A., Littleton, J. T., Schwarz, T. L. The absence of Synaptotagmin disrupts excitation-secretion coupling during synaptic transmission. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91, 10727-10731 (1994).
  17. Broadie, K., Prokop, A., Bellen, H. J., O'Kane, C. J., Schulze, K. L., Sweeney, S. T. Syntaxin and Synaptobrevin function downstream of vesicle docking in Drosophila. Neuron. 15, 663-673 (1995).
  18. Broadie, K., Rushton, E., Skoulakis, E. C. M., Davis, R. L. e. o. n. a. r. d. o. a 14-3-3 protein involved in learning, regulates presynaptic function. Neuron. 19, 391-402 (1997).
  19. Broadie, K., Skaer, H., Bate, M. Whole-embryo culture of Drosophila: development of embryonic tissues in vitro. Roux's Arch. Develop. Biol. 201, 364-375 (1992).
  20. Campos-Ortega, J., Hartenstein, V. . The embryonic development of Drosophila melanogaster. , (1985).
  21. Deitcher, D. L., Ueda, A., Stewart, B. A., Burgess, R. W., Kidokoro, Y., Schwartz, T. L. Distinct requirements for evoked and spontaneous release of neurotransmitter are revealed by mutations in the Drosophila gene neuronal-synaptobrevin. J. Neurosci. 18, 2028-2039 (1998).
  22. Featherstone, D. E., Broadie, K. Surprises from Drosophila: genetic mechanisms of synaptic development and plasticity. Brain Res. Bull. 53, 501-511 (2000).
  23. Featherstone, D. E., Rushton, E. M., Hilderbrand-Chae, M., Phillips, A. M., Jackson, F. R., Broadie, K. Presynaptic glutamic acid decarboxylase is required for induction of the postsynaptic receptor field at a glutamatergic synapse. Neuron. 27, 71-84 (2000).
  24. Featherstone, D. E., Davis, W. S., Dubreuil, R. R., Broadie, K. Drosophila alpha- and beta-spectrin mutations disrupt presynaptic neurotransmitter release. J Neurosci. 21, 4215-4224 (2001).
  25. Featherstone, D. E., Rushton, E., Broadie, K. Developmental regulation of glutamate receptor field size by nonvesicular glutamate release. Nat Neurosci. 5, 141-146 (2002).
  26. Featherstone, D. E., Rushton, E., Rohrbough, J., Liebl, F., Karr, J., Sheng, Q., Rodesch, C. K., Broadie, K. An essential Drosophila glutamate receptor subunit that functions in both central neuropil and neuromuscular junction. J. Neurosci. 25, 3199-3208 (2005).
  27. Fergestad, T., Davis, W. S., Broadie, K. The stoned proteins regulate synaptic vesicle recycling in the presynaptic terminal. J Neurosci. 19, 5847-5860 (1999).
  28. Fergestad, T., Wu, M. N., Schulze, K. L., Lloyd, T. E., Bellen, H. J., Broadie, K. Targeted mutations in the syntaxin H3 domain specifically disrupt SNARE complex function in synaptic transmission. J Neurosci. 21, 9142-9150 (2001).
  29. Fergestad, T., Broadie, K. Interaction of stoned and synaptotagmin in synaptic vesicle endocytosis. J Neurosci. 21, 1218-1227 (2001).
  30. Goodman, C. S., Doe, C. Q., Bate, M., Martinez Arias, A. Embryonic Development of the Drosophila Central Nervous System. In The Development of Drosophila melanogaster. , 1131-1206 (1993).
  31. Harrison, S. D., Broadie, K., Goor, J. v. a. n. d. e., Rubin, G. M. Mutations in the Drosophila Rop gene suggest a function in general secretion and synaptic transmission. Neuron. 13, 555-566 (1994).
  32. Huang, F. D., Woodruff, E., Mohrmann, R., Broadie, K. Rolling blackout is required for synaptic vesicle exocytosis. J. Neurosci. 26, 2369-2379 (2006).
  33. Jan, L. Y., Jan, Y. N. Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster. J. Physiol. 262, 189-214 (1976).
  34. Jan, L. Y., Jan, Y. N. L-glutamate as an excitatory transmitter at the Drosophila larval neuromuscular junction. J. Physiol. 262, 215-236 (1976b).
  35. Kidokoro, Y., Nishikawa, K. I. Miniature endplate currents at the newly formed neuromuscular junction in Drosophila embryos and larvae. Neuroscience Research. 19, 143-154 (1994).
  36. Landgraf, M., Bossing, T., Technau, G. M., Bate, M. The origin, location, and projections of the embryonic abdominal motorneurons of Drosophila. J. Neurosci. 17, 9642-9655 (1997).
  37. Mohrmann, R., Matthies, H. J., Woodruff III, E., Broadie, K. Stoned B mediates sorting of integral synaptic vesicle proteins. Neuroscience. 153, 1048-1063 (2008).
  38. Nishikawa, K. I., Kidokoro, Y. Junctional and extrajunctional glutamate receptor channels in Drosophila embryos and larvae. J. Neurosci. 15, 7905-7915 (1995).
  39. Renden, R., Berwin, B., Davis, W., Ann, K., Chin, C. T., Kreber, R., Ganetzky, B., Martin, T. F., Broadie, K. Drosophila CAPS is an essential gene that regulates dense-core vesicle release and synaptic vesicle fusion. Neuron. 31, 421-437 (2001).
  40. Rohrbough, J., Broadie, K. Electrophysiological Analysis of Synaptic Transmission in Central Neurons of Drosophila Larvae. J. Neurophysiol. 88, 847-860 (2002).
  41. Rohrbough, J., Rushton, E., Palanker, L., Woodruff, E., Matthies, H. J., Acharya, U., Acharya, J. K., Broadie, K. Ceramidase regulates synaptic vesicle exocytosis and trafficking. J. Neurosci. 24, 7789-7803 (2004).
  42. Rohrbough, J., Rushton, E., Woodruff, E. 3. r. d., Fergestad, T., Vigneswaran, K., Broadie, K. Presynaptic establishment of the synaptic cleft extracellular matrix is required for postsynaptic differentiation. Genes Dev. 21, 2607-2628 (2007).
  43. Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions. J. Comp. Physiol.. A175, 179-191 (1994).
  44. Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects. Neuron. 14, 341-351 (1995).
  45. Tsunoda, S., Salkoff, L. Genetic analysis of Drosophila neurons: Shal, Shaw, and Shab encode most embryonic potassium currents. J. Neurosci. 15, 1741-1754 (1995).
  46. Ueda, A., Kidokoro, Y. Longitudinal body wall muscles are electrically coupled across the segmental boundary in the third instar larva of Drosophila melanogaster. Invertebrate Neuroscience. 1, 315-322 (1996).
  47. Wu, C. F., Haugland, F. N. Voltage clamp analysis of membrane currents in larval muscle fibers of Drosophila. J. Neurosci. 5, 2626-2640 (1985).
  48. Yan, Y., Broadie, K. In vivo assay of presynaptic microtubule cytoskeleton dynamics in Drosophila. J Neurosci Methods. 162, 198-205 (2007).
  49. Yoshikami, D., Okun, L. Staining of living presynaptic nerve terminals with selective fluorescent dyes. Nature. 310, 53-56 (1984).
  50. Zagotta, W. N., Brainard, M. S., Aldrich, R. W. Single-channel analysis of four distinct classes of potassium channels in Drosophila muscle. J. Neurosci. 8, 4765-4779 (1988).
  51. Zhang, Y. Q., Rodesch, C. K., Broadie, K. A living synaptic vesicle marker: synaptotagmin-GFP.. Genesis. 34, 142-145 (2002).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

27

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved