JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

A technique to study NG2 cells and oligodendrocytes using a slice culture system of the forebrain and cerebellum is described. This method allows examination of the dynamics of proliferation and differentiation of cells within the oligodendrocyte lineage where the extracellular environment can be easily manipulated while maintaining tissue cytoarchitecture.

Abstract

NG2 الخلايا معربا عن (polydendrocytes، خلايا دبقية قليلة التغصن السلائف) هي رابع السكان الخلايا الدبقية كبير في الجهاز العصبي المركزي. أثناء التطور الجنيني وبعد الولادة أنها تتكاثر بنشاط وتوليد الخلايا قليلة التغصن myelinating. وعادة تتم دراسة هذه الخلايا في الثقافات فصلها الأولية، cocultures الخلايا العصبية، وفي الأنسجة الثابتة. باستخدام خطوط الماوس المعدلة وراثيا المتوفرة حديثا شريحة نظم الاستزراع يمكن استخدامها لتحقيق انتشار والتمايز للخلايا دبقية قليلة التغصن النسب في المنطقتين المادة الرمادية والبيضاء في الدماغ الأمامي والمخيخ. يتم إعداد الثقافات شريحة من الفئران بعد الولادة المبكرة ويتم الاحتفاظ في الثقافة لمدة تصل إلى 1 في الشهر. هذه الشرائح ولا يمكن تصوير عدة مرات خلال الفترة الثقافة للتحقيق في سلوك الخلايا والتفاعلات. هذا الأسلوب يسمح التصور من انقسام الخلايا NG2 والخطوات المؤدية إلى دبقية قليلة التغصن التمايز مع تمكين تحليل مفصل للمنطقة تعتمدالأنف والحنجرة خلية دبقية قليلة التغصن NG2 وعدم التجانس الوظيفي. هذا هو أسلوب القوية التي يمكن استخدامها لتحقيق الإشارات الجوهرية وخارجي التأثير على هذه الخلايا مع مرور الوقت في بيئة الخلوية التي تشبه تلك الموجودة في الجسم الحي.

Introduction

وقد أثبتت الثقافات شريحة Organoytpic من الجهاز العصبي المركزي إلى أن تكون مفيدة للغاية لدراسة الخلايا العصبية وبيولوجيا الخلايا الدبقية في نظام semiintact 1-4. هذه الثقافات هي بسيطة نسبيا لاعتماد وتحتفظ العديد من الفوائد من مزارع الخلايا فصلها الأولية مثل التلاعب في البيئة خارج الخلية وسهولة الوصول للالمتكررة على المدى الطويل التصوير الخلية الحية والتسجيلات الكهربية 5-9. بالإضافة إلى ذلك، الحفاظ على الثقافات شريحة التهندس الخلوي الأنسجة 3 الأبعاد، والربط العصبية الإقليمي، ومعظم أنواع الخلايا الرئيسية موجودة في النظام. هذه الخصائص تجعل هذه الثقافات نظام فريد ومريحة للتحقيق في سلوك خلية واحدة وعلم وظائف الأعضاء مع التفاعلات الخلوية والبيئية.

خلايا NG2 هي مجموعة من الخلايا الدبقية في الجهاز العصبي المركزي الثدييات التي لا تزال تتكاثر وتوليد مyelinating قليلة التغصن أثناء التطور الجنيني وبعد الولادة 10. فقد تمت دراستها على نطاق واسع في مزارع الخلايا الأولية فصلها، والتطورات الأخيرة في خطوط الماوس المعدلة وراثيا مع التعبير NG2 خلية محددة من البروتينات الفلورية سهلت في رسم مصير الجسم الحي والتسجيلات الكهربية في الاستعدادات شريحة الحادة. حتى مع هذه الدراسات، لا يعرف الكثير عن ديناميات الزمنية من NG2 تكاثر الخلايا والتمايز دبقية قليلة التغصن. على الرغم من أن يستخدم على نطاق واسع الثقافة خلية فصلها عن المنشأة النسبي في التلاعب الدوائية والوراثية، فإنه ليست مناسبة للاستجواب الاختلافات الوظيفية لهذه الخلايا في مناطق الدماغ المختلفة لا سيما عندما يكون من المرغوب فيه للحفاظ على سياق المكروية الخلوية. الثقافات شريحة توفر بديل بسيط هو أن قابلة للتلاعب الدوائية واستخدمت لتحقيق دبقية قليلة التغصن تكون الميالين 11،12، والخليةاستجابة جزيئية بعد ليزوليسيتين (مجلس السلام الليبيري) أو الأجسام المضادة التي يسببها إزالة الميالين 13،14، وتحريض عودة الميالين عن طريق العلاج الدوائي 15.

وهناك طريقة للتحقيق وإجراء التصوير الحية والأنسجة الثابتة (أو postfixation) تحليل NG2 تكاثر الخلايا والتمايز دبقية قليلة التغصن في الثقافات شريحة عضوي النمط مأخوذة من كل من الدماغ الأمامي والمخيخ يوصف. هذا هو وسيلة قوية يمكن استخدامها لدراسة مصير خلية من خلايا NG2 واحدة بعد تقسيم 16 واكتشاف الاختلافات إقليمية وتعتمد على العمر في عامل نمو الخلايا NG2 يسببها انتشار 17. هذه التقنية بسيطة نسبيا يمكن الوصول إليها على نطاق واسع لمواصلة التحقيق خلية جوهري و / أو بيئية آليات تنظيم وظائف أعضاء هذه الخلايا الدبقية واستجابتها لنشاط الخلايا العصبية أو ضرر المايلين.

Protocol

ملاحظة: جميع الإجراءات الحيوانية تتبع المبادئ التوجيهية حيث تم اعتمادها من قبل اللجنة المؤسسية رعاية الحيوان واستخدام (IACUC) في جامعة كونيتيكت.

ملاحظة: للحصول على هذه التجارب التأسيسية NG2cre 18 (JAX # 008533) ومحرض NG2creER 16 (JAX # 008538) الفئران المعدلة وراثيا منها إلى Z / EG 19 (JAX # 003920) أو gtRosa26: مراسل YFP 20 (JAX # 006148) خطوط استخدمت التوالي صورة لخلايا NG2 وذريتها. لصورة قليلة التغصن ناضجة، استخدمت PLPDsRed الفئران المعدلة وراثيا 21. من أجل البقاء ثابت، وشرائح يمكن عزل من الفئران تصل إلى 10 يوم بعد الولادة من كل من الدماغ الأمامي والمخيخ.

1. شريحة التحضير

  1. في الثقافة هود، ضع إدراج زراعة الأنسجة في ست لوحات جيدة وإضافة 1 مل شريحة متوسطة الثقافة (وصفة في قسم الكواشف). وضع لوحات في الحاضنة زراعة الخلايا عند 37 درجة مئوية مع 5٪ CO 2 على الأقل 2 ساعة قبل تشريح.
  2. تعقيم جميع الأدوات والمروحية الأنسجة مع الايثانول 70٪.
  3. فقاعة عازلة تشريح (وصفة في قسم الكواشف) مع 95٪ O 2، 5٪ CO 2 على الجليد لمدة 15 دقيقة على الأقل قبل بدء تشريح.
  4. تخدير الجراء الماوس عن طريق وضعها على الجليد لمدة 5-10 دقيقة وفقا لبروتوكولات الحيوانية المعتمدة. تأكد عمق مناسب من التخدير عن طريق التأكد من الفئران لا تستجيب الى الذيل وأخمص القدمين معسر.
  5. قطع رأس الحيوانات باستخدام مقص حاد التالية بروتوكولات الحيوان. بسرعة إزالة الجمجمة على الدماغ الأمامي والمخيخ بجعل أول خفض سهمي تليها شق الجانبي، وذلك باستخدام أدوات معقمة. قطع الأعصاب القحفية من السطح البطني من الدماغ والمخيخ بعناية من قبل المتداول الأنسجة إلى الجانب.
  6. وضع الأنسجة في العقيمة 35 ملم صحن يحتوي عازلة تشريح المؤكسج الجليد الباردة.
  7. باستخدام شفرة حلاقة، قطع المخيخ والدماغ الأمامي. ثم اجراء خفض منتصف السهمي ترولاف الدماغ الأمامي والمخيخ، التي تفصل بين نصفي الكرة الأرضية.
  8. قطع 300 أقسام الاكليلية والسهمي ميكرون سميكة من الدماغ الأمامي والمخيخ مع المروحية الأنسجة اليدوية. ملاحظة: المروحية الأنسجة اليدوية تتيح معالجة سريعة من تشريح للثقافة الحضانة دون الحاجة لتضمين الاغاروز. ويمكن أيضا أن تستخدم vibratome كما هو موضح سابقا 9.
  9. نقل شرائح فصلها إلى فقاعات حديثا عازلة تشريح الباردة على الجليد.
  10. استخدام تشريح ملاعق صغيرة أو وزنها لفصل المقاطع الفردية ونقلها إلى preincubated ستة أطباق جيدا مع تدرج الثقافة.
  11. إزالة أي عازلة تشريح الزائد من سطح إدراج الثقافة باستخدام ماصة نقل القابل للتصرف أو P 200 طرف الماصة. يمكن وضعها مرتين إلى ثلاث الدماغ الأمامي أو ثلاث شرائح للدماغ على إدراج ثقافة واحدة.
    ملاحظة: للحصول على نتائج متسقة مع الثقافات الدماغ المقدم، فإنه يعتبر مثاليا لاتخاذ شرائح التي تغطي الجزء الأمامي من ثلث الجسم الثفني(الشكل 1A) من أجل دراسة كل مناطق المادة الرمادية والبيضاء في نفس شريحة. كل حيوان عادة ما ينتج 6 شرائح الدماغ الأمامي و 6 شرائح المخيخ.
  12. وضع لوحات جيدة ستة في الحاضنة واستبدال شريحة المتوسطة مع 1 مل من شريحة متوسطة بعد 1 يوم إعداد شريحة وبعد ذلك مرة كل يومين حتى شريحة التثبيت.
  13. اعتمادا على التجربة، استخدام شرائح بعد 5-7 أيام في الثقافة. فقط استخدام شرائح التي تصبح شفافة بعد الأيام القليلة الأولى وتجاهل تلك التي لديها مناطق مبهمة متفاوتة. ملاحظة: المناطق المعتمة داخل شرائح مرئية بالعين وتظهر كما أجمة من زنازين مظلمة تحت النقيض من المرحلة. بعد أن تم يتقن هذه التقنية، تحدث شرائح مبهمة الميتة نادرا، في أقل من 1-5٪ من شرائح.

2. الوقت الفاصل بين التصوير من الانقسام الخلوي NG2 والتمايز دبقية قليلة التغصن

ملاحظة: لإجراء وقت التصوير انقضاء NG2 تكاثر الخلايا والتمايز نستخدم NG2cre: ZEG الفئران 16التي تعبر عن EGFP في الخلايا NG2 وذريتها (الشكل 1C-E). مراسل التعبير في هذا الخط هو قوي بما فيه الكفاية للحصول على صور حية لGFP + الخلايا في شرائح فورا بعد باجتزاء لفترة زمنية من أربعة أسابيع على الأقل. ويتم الحصول على أوضح الصور بعد فترة ترقق الأولية للشريحة، والذي يحدث خلال الأيام الأولى 3-5 في الثقافة.

  1. في كافة مراحل التجربة، والحفاظ على شرائح في حاضنة زراعة الخلايا عند 37 درجة مئوية وإزالة إلا لفترات قصيرة من الوقت (أقل من 15 دقيقة لكل شريحة)، والحفاظ على غطاء على لوحة جيدا ستة حين التصوير.
  2. باستخدام المجهر مضان مقلوب مجهزة الكاميرا الرقمية، والتقاط الصور عند نقطة أول مرة باستخدام الهدف 10X. ملاحظة: نقطة للمرة الأولى سوف تختلف من التجربة ويمكن أن يكون اليوم الذي أعدت شرائح أو أي نقطة زمنية بعد.
  3. التقاط الصور من مناطق متعددة في نقطة زمنية واحدة في كل من مناطق المادة الرمادية والبيضاء للشريحة. مذكرة عشرالمنطقة تصويرها بواسطة البريد المعالم محددة داخل شريحة وعن طريق تعيين موقع الصورة على التخطيطي التي يمكن استخدامها لجلسات التصوير لاحقة. ويمكن أن تشمل معالم مفيدة حواف شرائح و / أو التوجه مساحات المادة البيضاء. صورة 7:56 المواقع على كل شريحة في كل نقطة زمنية.
  4. التقاط صور لاحقة في الفترة الفاصلة من 4-6 ساعة إذا فحص انقسام الخلايا دبقية قليلة التغصن NG2 والتمايز، بشكل مثالي خلال 5-7 أيام.
  5. التقاط صورة نهائية لجميع المناطق وتحديد شرائح الفور. إضافة 1 مل من تثبيتي (4٪ PFA مع 0.1M-L يسين 0.01 M الصوديوم الفوقية بريودات) إلى الجزء السفلي من إدراج الثقافة، ثم يضاف 1 مل أخرى على أعلى من شرائح. والحرص على عدم بخ تثبيتي مباشرة على شريحة لأنها يمكن أن تنفصل عن الغشاء. إصلاح الأنسجة لمدة 30 دقيقة والمضي قدما المناعية باستخدام علامات مرحلة تنموية محددة كما هو موضح في القسم 4.
  6. شرائح غسل مع 0.2 M فوسفات الصوديوم عازلة 3 × 10 مفي. إذا لزم الأمر، وشرائح تخزينها في 4 درجة مئوية في 0.2 M فوسفات الصوديوم العازلة لمدة 1-3 أيام قبل المناعية ولكن أداء مثالي تلطيخ خلال 24 ساعة. المضي قدما المناعية كما هو موضح أدناه في القسم 4 لتحديد نسبة الخلايا التي متباينة في الخلايا قليلة التغصن (الشكل 2D-F).

3. مصير خارطة آله خلية NG2 عن طريق الفئران المعدلة وراثيا في محرض مراسل الثقافات شريحة

ملاحظة: لتتبع مصير خلايا NG2 من نقطة زمنية معينة في الثقافة، محرض NG2creER: يمكن استخدام YFP الفئران المعدلة وراثيا.

  1. لحث لجنة المساواة العرقية إعادة التركيب والتعبير مراسل بإضافة 100 نانومتر 4OHT الذائبة في الايثانول إلى مستنبت. ملاحظة: يجب أن تظهر خلايا إيجابية مراسل في غضون 1-2 أيام في كفاءة تحريض ~ 20-25٪ YFP + NG2 + / + NG2 الخلايا وعند هذه النقطة الوقت سوف تكون جميع الخلايا في مرحلة خلية NG2 (الشكل 2A-C)
  2. إصلاح وغسل شريحةق في نقاط زمنية مختلفة بعد مختلف التلاعب (وصفها في الأقسام 2.5 و 2.6).

4. شريحة المناعية

  1. قطع الأغشية مع شرائح المرفقة من إدراج باستخدام مشرط.
  2. نقل شرائح إلى الآبار الفردية لالمالحة 24 لوحة تحتوي على الآبار الفوسفات مخزنة (PBS) باستخدام مجموعة من ملاقط، مع الحرص على عدم تعطيل تشكيل شريحة عند التقاط الغشاء.
  3. نقل الشرائح الى 24 لوحة جيدا مع عرقلة الحل تحتوي على 5٪ مصل الماعز العادي (خ ع) و 0.1٪ تريتون-X100 في برنامج تلفزيوني لمدة 1 ساعة.
  4. احتضان الشرائح في الأجسام المضادة الأولية O / N في NGS 5٪ في برنامج تلفزيوني في 4 درجات مئوية. لتحديد الخلايا في مرحلة خلية NG2، استخدام الأجسام المضادة لNG2 وPDGFRα. لتحديد الخلايا قليلة التغصن متباينة، استخدام الأجسام المضادة للمستضد غدومي المرجلات القولونية (APC، استنساخ CC1).
  5. على شرائح غسل يوم الثاني في برنامج تلفزيوني X15 3 دقائق، ثم في احتضان antibo الثانوييموت في 5٪ NGS في برنامج تلفزيوني لمدة 1 ساعة على RT. تغسل شرائح في برنامج تلفزيوني 3 X15 دقيقة وجبل على الشرائح. جبل مع شرائح صعودا وغشاء تواجه الشريحة بحيث الغشاء لا يكون بين الهدف والأنسجة.

النتائج

وترد أمثلة على بيانات تمثيلية أدناه التي تم الحصول عليها باستخدام شريحة الثقافات من كل من الدماغ الأمامي والمخيخ من P8 NG2cre: ZEG، NG2creER: YFP وPLPDsRed خطوط الماوس المعدلة وراثيا. خلايا NG2 يمكن تصويرها خلال أيام في الدماغ الأمامي والمخيخ شرائح (الشكل 1B-D، فيديو 1) والنمط ?...

Discussion

تكون الميالين في الجهاز العصبي المركزي أمر ضروري للتواصل الفعال وبقاء الخلايا العصبية محور عصبي 22. خلايا NG2 تولد باستمرار قليلة التغصن myelinating في مرحلة البلوغ مع الحفاظ على السكان المقيمين في معظم مناطق الدماغ 16،23 - 25. وقد وصفت بعض الآليات الوراثية والجزيئ?...

Disclosures

The authors declare that they have no competing financial interests

Acknowledgements

This work was funded by grants from the National Multiple Sclerosis Society (RG4179 to A.N.), the National Institutes of Health (NIH R01NS073425 and R01NS074870 to A.N.) and the National Science Foundation (A.N.). We thank Dr. Frank Kirchhoff (University of Saarland, Homburg Germany) for providing PLPDsRed transgenic mice. We thank Youfen Sun for her assistance in maintaining the transgenic mouse colony.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Slice Culture Medium
Minimum Essential MediumInvitrogen1109050%
Hank’s Balanced Salt SolutionInvitrogen1417525%
HEPESSigma-AldrichH-403425mM
L-GlutamineInvitrogen250301mM
InsulinSigma-AldrichI66341mg/L
Ascorbic AcidSigma-AldrichA-02780.4mM
Horse SerumHycloneSH30074.0325%
Titrate to pH 7.22 with NaOH, filter with bottle top filter, and store at 4 degrees Celsius
Dissection Buffer
NaClSigma-AldrichS3014124mM
KClSigma-AldrichP54053.004mM
KH2PO4Sigma-AldrichP56551.25mM
MgSO4 (anhydrous)Sigma-AldrichM75064.004mM
CaCl2 2H2OSigma-AldrichC79022mM
NaHCO3Sigma-AldrichS576126mM
D-(+)-GlucoseSigma-AldrichG702110mM
Ascorbic AcidSigma-AldrichA-02782.0mM
AdenosineSigma-AldrichA40360.075mM
Filter with bottle top filter and store at 4 degrees Celsius, oxygenate with 95%O2 5%CO2 before use
Other Reagents and Supplies
4-hydroxy tamoxifen (4OHT)Sigma-AldrichH7904100nM
Paraformaldehyde (PFA)EM Sciences192004%
L-LysineSigma-AldrichL-60270.1M
Sodium MetaperiodateSigma-AldrichS-18780.01M
Rabbit anti NG2 antibodyChemicon (Millipore)AB53201:500
Mouse anti CC1 antibodyCalbiochem (Millipore)OP801:200
Mouse anti Ki67 antibodyVision BiosystemsNCL-Ki67-MM11:300
Mouse anti NeuN antibodyChemicon (Millipore)MAB3771:500
Species specific secondary antibodiesJackson Immunoresearch
Normal Goat Serum (NGS)5%
Triton X-1000.10%
Mounting medium with DAPIVector LabsH-1200
Millicell culture membrane inserts 0.45μm pore sizeFisher ScientificPICM03050
Bottle top filtersFisher Scientific09-740-25E
Ethanol
95% O2 5% CO2 gas mix
Phosphate Buffered Saline (PBS)
Sterile six well plates
Dissecting (hippocampal) or weighing spatulas
Manual or automatic tissue chopper
Razor blades
Disposable transfer pipettes
35mm and 60mm sterile Petri dishes
Stereomicroscope
Inverted Phase Microscope
Laminar Flow Hood
Tissue Culture Incubator
Inverted Fluorescence Microcope

References

  1. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. Journal of Neuroscience Methods. 37 (2), (1991).
  2. Gogolla, N., Galimberti, I., DePaola, V., Caroni, P. Preparation of organotypic hippocampal slice cultures for long-term live imaging. Nature Protocols. 1 (3), 1165-1171 (2006).
  3. Gähwiler, B. H., Capogna, M., Debanne, D., McKinney, R. A., Thompson, S. M. Organotypic slice cultures: a technique has come of age. Trends in Neurosciences. 20 (10), 471-477 (1997).
  4. Yamamoto, N., Kurotani, T., Toyama, K. Neural connections between the lateral geniculate nucleus and visual cortex in vitro. Science. 245 (4914), 192-194 (1989).
  5. Bahr, B. A., Kessler, M., et al. Stable maintenance of glutamate receptors and other synaptic components in long-term hippocampal slices. Hippocampus. 5 (5), 425-439 (1995).
  6. Noctor, S. C., Flint, A. C., Weissman, T. A., Dammerman, R. S., Kriegstein, A. R. Neurons derived from radial glial cells establish radial units in neocortex. Nature. 409 (6821), 714-720 (2001).
  7. Noctor, S. C., Martínez-Cerdeño, V., Ivic, L., Kriegstein, A. R. Cortical neurons arise in symmetric and asymmetric division zones and migrate through specific phases. Nature Neuroscience. 7 (2), (2004).
  8. Kapfhammer, J. P., Gugger, O. S. The analysis of purkinje cell dendritic morphology in organotypic slice cultures. Journal of Visualized Experiments JoVE. (61), (2012).
  9. Elias, L., Kriegstein, A. Organotypic slice culture of E18 rat brains. Journal of Visualized Experiments JoVE. (6), e235 (2007).
  10. Nishiyama, A., Komitova, M., Suzuki, R., Zhu, X. Polydendrocytes (NG2 cells): multifunctional cells with lineage plasticity. Nature Reviews Neuroscience. 10 (1), 9-22 (2009).
  11. Haber, M., Vautrin, S., Fry, E. J., Murai, K. K. Subtype-specific oligodendrocyte dynamics in organotypic culture. Glia. 57 (9), 1000-1013 (2009).
  12. Bin, J. M., Leong, S. Y., Bull, S. -. J., Antel, J. P., Kennedy, T. E. Oligodendrocyte precursor cell transplantation into organotypic cerebellar shiverer slices: a model to study myelination and myelin maintenance. PloS one. 7 (7), (2012).
  13. Birgbauer, E., Rao, T. S., Webb, M. Lysolecithin induces demyelination in vitro in a cerebellar slice culture system. Journal of Neuroscience Research. 78 (2), 157-166 (2004).
  14. Harrer, M. D., von Budingen, H. C., et al. Live imaging of remyelination after antibody-mediated demyelination in an ex model for immune mediated CNS damage. Experimental Neurology. 216 (2), 431-438 (2009).
  15. Fancy, S. P. J., Harrington, E. P., et al. Axin2 as regulatory and therapeutic target in newborn brain injury and remyelination. Nature Neuroscience. 14 (8), 1009-1016 (2011).
  16. Zhu, X., Hill, R. A., Dietrich, D., Komitova, M., Suzuki, R., Nishiyama, A. Age-dependent fate and lineage restriction of single NG2 cells. Development. 138 (4), 745-753 (2011).
  17. Hill, R. A., Patel, K. D., Medved, J., Reiss, A. M., Nishiyama, A. NG2 Cells in White Matter But Not Gray Matter Proliferate in Response to PDGF. Journal of Neuroscience. 33 (36), 14558-14566 (2013).
  18. Zhu, X., Bergles, D. E., Nishiyama, A. NG2 cells generate both oligodendrocytes and gray matter astrocytes. Development. 135 (1), 145-157 (2008).
  19. Novak, A., Guo, C., Yang, W., Nagy, A., Lobe, C. G. Z/EG, a double reporter mouse line that expresses enhanced green fluorescent protein upon Cre-mediated excision. Genesis. 28 (3-4), 147-155 (2000).
  20. Soriano, P. Generalized lacZ expression with the ROSA26 Cre reporter strain. Nature Genetics. 21 (1), 70-71 (1999).
  21. Hirrlinger, P. G., Scheller, A., et al. Expression of reef coral fluorescent proteins in the central nervous system of transgenic mice. Molecular and Cellular Neuroscience. 30 (3), 291-303 (2005).
  22. Nave, K. -. A. Myelination and support of axonal integrity by glia. Nature. 468 (7321), 244-252 (2010).
  23. Rivers, L. E., Young, K. M., et al. PDGFRA/NG2 glia generate myelinating oligodendrocytes and piriform projection neurons in adult mice. Nature Neuroscience. 11 (12), 1392-1401 (2008).
  24. Dimou, L., Simon, C., Kirchhoff, F., Takebayashi, H., Gotz, M. Progeny of Olig2-expressing progenitors in the gray and white matter of the adult mouse cerebral cortex. The Journal of Neuroscience. 28 (41), 10434-10442 (2008).
  25. Kang, S. H., Fukaya, M., Yang, J. K., Rothstein, J. D., Bergles, D. E. NG2+ CNS glial progenitors remain committed to the oligodendrocyte lineage in postnatal life and following neurodegeneration. Neuron. 68 (4), 668-681 (2010).
  26. Ioannidou, K., Anderson, K. I., Strachan, D., Edgar, J. M., Barnett, S. C. Time-lapse imaging of the dynamics of CNS glial-axonal interactions in vitro and ex vivo. PloS one. 7 (1), e30775 (2012).
  27. Ghoumari, A. M., Baulieu, E. E., Schumacher, M. Progesterone increases oligodendroglial cell proliferation in rat cerebellar slice cultures. Neuroscience. 135 (1), 47-58 (2005).
  28. Azim, K., Butt, A. M. GSK3β negatively regulates oligodendrocyte differentiation and myelination in vivo. Glia. 59 (4), 540-553 (2011).
  29. Hussain, R., El-Etr, M., et al. Progesterone and nestorone facilitate axon remyelination: a role for progesterone receptors. Endocrinology. 152 (10), 3820-3831 (2011).
  30. Pampaloni, F., Reynaud, E. G., Stelzer, E. H. K. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 8 (10), 839-845 (2007).
  31. Lubetzki, C., Demerens, C., et al. Even in culture, oligodendrocytes myelinate solely axons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90 (14), 6820-6824 (1993).
  32. Demerens, C., Stankoff, B., et al. Induction of myelination in the central nervous system by electrical activity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (18), 9887-9892 (1996).
  33. Wood, P. M., Bunge, R. P. Evidence that sensory axons are mitogenic for Schwann cells. Nature. 256 (5519), 662-664 (1975).
  34. Stevens, B., Tanner, S., Fields, R. D. Control of myelination by specific patterns of neural impulses. The Journal of Neuroscience. 18 (22), 9303-9311 (1998).
  35. Stevens, B., Porta, S., Haak, L. L., Gallo, V., Fields, R. D. Adenosine: a neuron-glial transmitter promoting myelination in the CNS in response to action potentials. Neuron. 36 (5), 855-868 (2002).
  36. Wake, H., Lee, P. R., Fields, R. D. Control of local protein synthesis and initial events in myelination by action potentials. Science. 333 (6049), 1647-1651 (2011).
  37. Rosenberg, S. S., Kelland, E. E., Tokar, E., De la Torre, A. R., Chan, J. R. The geometric and spatial constraints of the microenvironment induce oligodendrocyte differentiation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (38), 14662-14667 (2008).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

90 NG2 CSPG4 polydendrocyte

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved