نماذج الجراحية من الجزر المعدي مع الفئران

Summary

This article demonstrates surgical procedures of gastroesophageal reflux with mice. These models are useful tools for research on mechanisms and treatment of gastroesophageal reflux disease and potentially Barrett’s esophagus and esophageal adenocarcinoma.

Abstract

Multiple surgical procedures have been reported to induce gastroesophageal reflux in animals. Herein, we report three surgical models with mice aiming to induce reflux of gastric contents, duodenal contents or mixed contents. Surgical procedures and general principles have been described in detail. A researcher with surgical experience should be able to grasp the technique after a short period of practice. After surgery, most mice can survive and develop reflux esophagitis similar to that in humans. However, it should be noted that histological differences between mouse and human esophagus are the inherent limitations of these surgical models. If used for research on Barrett’s esophagus and adenocarcinoma, these procedures may need to be combined with genetic modifications.

Introduction

Gastroesophageal reflux disease (GERD) is a chronic disorder caused by the prolonged exposure of distal esophagus to gastric or gastroduodenal contents¹. Prolonged exposure to these noxious refluxates impairs the intrinsic defenses within the esophageal epithelium and thus results in esophagitis². Barrett’s esophagus arises in the setting of chronic reflux, and is a premalignant lesion with increased risk of esophageal adenocarcinoma^3,4. Despite the clinical importance, the mechanisms of GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma have not been well understood.

Animal models are essential for research on etiology, pathology, molecular mechanisms, prevention and treatment of human diseases. Up to date, various animal models of GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma have been developed using model animals^5,6. Mouse esophagus is lined with stratified squamous epithelium which is histologically similar to that in human esophagus. Although a mouse esophagus is different from human esophagus in terms of keratinization and the absence of submucosal glands, the mouse is still an appealing model animal because of its relatively low cost of maintenance and its potential of sophisticated genetic modifications. Two approaches are commonly used to model GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma in mice: reflux surgery and genetic modification. Reflux surgery is the best way to induce reflux and genetic modifications mimics molecular alterations^5,7. Reflux surgery can be combined with genetic modifications to further understand disease mechanisms⁸.

Many surgical procedures have been reported by us and others^6,9: (1) gastric reflux: pyloric ligation, pyloric constriction with forestomach ligation, Wendel cardioplasty, and esophagogastric anastomosis; (2) mixed reflux: esophagogastroduodenal anastomosis, esophagoduodenostomy (or esophagojejunostomy); (3) duodenal reflux: esophagogastroduodenal anastomosis plus gastrectomy; (4) reflux of chemical components: bilious reflux, pancreatic reflux, esophageal perfusion; and (5) esophageal transplantation⁵. Recently a microsurgical mouse model was reported to produce jejunal reflux via an esophagojejunostomy with magnets¹⁰. These surgical models have advantages over in vitro cell culture or organotypic culture models. In vitro, esophageal cells cannot tolerate a medium with high acidity or high concentrations of bile acids. Unconjugated bile acids which are commonly used to produce changes in esophageal epithelial cells in vitro are usually not present in the duodenal refluxate in vivo. Thus conclusions drawn from such in vitro studies should be taken with caution.

Surgery on the mouse esophagus remains a technical challenge because of its small size. A low rate of postoperative survival does not allow experiments which require certain sample size to reach statistically sound conclusions. In the past we have successfully developed and characterized surgical models of gastric reflux, mixed reflux, duodenal reflux with mice in long-term experiments^9,11,12. We have also provided consultation to several other groups in their mouse surgery. Herein, we describe three surgical procedures in mice in order to help the community to establish these models in their labs.

Protocol

وقد تمت الموافقة على جميع التجارب على الحيوانات من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي.

1. إعداد ماوس

1. استخدام الفئران أكثر ~ 20 غرام في وزن الجسم أو أعلى ~ 6 أسابيع في سن لإجراء عملية جراحية.
2. قبل الجراحة، وإعطاء الفئران مختبر طعام والمياه الإعلانية بالمال وبالشهرة أيضا والحفاظ على دورة ضوء الظلام 0:12 ساعة.
3. حلق المنطقة الجراحية مع المقص الشعر. تخدير الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق من 80 ملغم / كغم من الكيتامين و 12 ملغ / كغ زيلازين. هذه الجرعة يضع الفئران إلى النوم في بضع دقائق وتقدم التخدير كافية لإجراء العمليات الجراحية التالية.
4. تأكيد التخدير المناسبة استنادا إلى غياب منعكس القرنية والأطراف تراجع عند مقروص قاطع الطريق. تطبيق التشحيم مرهم على العينين لمنع جفاف.
5. تعقيم الجلد بمحلول betadine.

2. أمراض المعدة والحموضة الجزر نموذج (الشكل 1B)

1. جعل العلويشق خط الوسط من ~ 2 سم بدءا من الخنجري لافتا إلى فتحة الشرج.
2. فتح تجويف البطن عن طريق خط الوسط. إزالة الخنجري لتعزيز التعرض مع زوج من مقص.
3. فصل وقطع الأنسجة الضامة بين الكبد والمعدة. Ligate وقطع حزمة السفينة بين الطحال وقاع من أجل مجانية تماما عن قاع.
4. تحويل قاع قليلا إلى اليسار وفضح الجانب الأيسر من تقاطع المعدي في هذا المجال. جعل 5 مم شق طولي على العضلات على طول المريء البعيدة باستخدام زوج من مقص حاد لفضح ظهارة.
5. خفض فتح ظهارة على طول نفس الاتجاه (شق 1، الشكل 1B). جعل ثلاثة شقوق على forestomach (شق 2 و 3 و 4، الشكل 1B) بقطع معظم forestomach مع مقص التشغيل حادة. إذا كانت المعدة ليست فارغة، وإزالة بعناية محتويات المعدة.
6. وضع sutu 8-0 البرولينإعادة (مع نقطة تفتق إبرة) من خلال النقطة (أ) (في المريء) والنقطة (أ) '(على forestomach) مع الغشاء المخاطي دقيقة المخاطية المعارضة. وبالمثل الغرز مكان من خلال نقطة ونقطة ب ب "، وغيرها من أزواج من النقاط، على التوالي. الفضاء بالتساوي هذه الغرز 3-4 ملم من بعضها البعض.
7. يغسل تجويف البطن بمحلول ملحي طبيعي لتنظيف الدم ومحتويات المعدة. إغلاق جدار البطن مع خيوط الحرير والجلد مع مقاطع معدنية.

3. مختلط الجزر نموذج (الشكل 1C)

1. اتبع الخطوات من 2،1-2،4 لفضح تقاطع المعدي.
2. فصل بلطف الجانب الظهري من المريء من الأوعية الدموية خلف المريء. تمرير معلومات سرية صغيرة من القطن بين السفن المريء والدم.
   ملاحظة: القطن يمكن إزالتها جزئيا من طرف لتقليل حجمها. هذا غيض من القطن يخدم غرضين، رافعين المريء وحماية الأوعية الدموية.
3. جعل المؤتمر الوطني العراقي اثنين 5 مم الطوليisions كل على مفرق المعدي ونهاية القريبة من الاثني عشر المجاورة لبوابة المعدة مع مقص التشغيل حادة. لشق على الاثني عشر، وتجنب الأوعية الدموية ووضع على الحدود المضادة للالمساريقي.
4. يفاغر الشقوق مع الغشاء المخاطي دقيقة المخاطية المعارضة مع توقف 8-0 الغرز البرولين. عادة ما تضع 3-4 الغرز على الجانب الظهري و2-3 الغرز على الجانب الأمامي.
5. إزالة غيض من القطن. يغسل تجويف البطن بمحلول ملحي طبيعي وإغلاق جدار البطن والجلد.

4. الاثنى عشر الجزر نموذج (الشكل 1D)

1. اتبع الخطوة 3،1-3،4 لتوليد الجزر مختلطة.
2. رفع بعناية المعدة لفضح الجانب الخلفي لها. A فص الكبد قد تكون اشتعلت من قبل الأنسجة الضامة بين الكبد والجزء الخلفي من المعدة. قطع بعناية الأنسجة الضامة، صحيح حماية الكبد، وفضح الأوعية الدموية على الجانب الظهري من المريء.
3. وLigateقطع الأوعية الدموية. Ligate وقطع المريء عند تقاطع المعدي.
4. Ligate الاثني عشر في بوابة المعدة. Ligate وقطع mesenterium. إزالة المعدة كلها.
5. يغسل تجويف البطن بمحلول ملحي طبيعي. إغلاق جدار البطن والجلد.

5. علاج ما بعد الجراحة

1. بعد جراحة المحافظة على درجة حرارة الجسم مع وسادة التدفئة. إلا بعد استعادة الاستلقاء القصية، وضع الفئران مرة أخرى مع غيرها من الحيوانات.
2. إعطاء المضادات الحيوية والمسكنات لمنع العدوى وتخفيف الألم. حقن Baytril (10 ملغ / كغ، والملكية الفكرية، QD، لمدة 3 أيام) لمنع العدوى، وهيدروكلوريد البوبرينورفين (0.05 ملغ / كغ، SC، محاولة. لمدة يومين)، ومسكن للألم. الصيام ليس من الضروري بعد الجراحة.
   قد يعطى حمية سائلة أو لينة.
3. تقييم الحالة الصحية العامة على basis.If يوميا تظهر الفئران العلامات التالية (فقدان الوزن مثيرة> 15٪، وعدم التطبيقetite، النطق، إفرازات من الفم أو الأنف أو العينين، لفتة منحنية والخمول والنشاط الاستمالة غير طبيعي)، الموت ببطء الفئران.

النتائج

معظم الفئران (> 95٪) يمكن البقاء على قيد الحياة لعملية جراحية. خلال الفترة المحيطة بالجراحة، والأسباب الرئيسية للوفاة وتشمل جرعة زائدة من التخدير، والنزيف، وأسباب غير معروفة.

أربعة أسابيع بعد الجراحة،> 90٪ الفئران مع ارتجاع الم?...

Discussion

وقد وضعت نماذج الجراحية المختلفة لتقليد المعدة، والاثني عشر الجزر مختلطة في القوارض. هذه الإجراءات الثلاثة المذكورة هنا هي مناسبة لتجارب طويلة الأمد مع معدلات معقولة من البقاء على قيد الحياة بعد العملية الجراحية. باحث من ذوي الخبرة الجراحية وينبغي أن تكون قادرة على...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Dumont #1 Forceps Dumostar Tip	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Micro Clip Applying Forceps 5.5"	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Bonn Scissors 3.5" Straight 15 mm Sharp/Sharp Tungsten Carbide Blades	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Operating Scissors 5.5" Straight Sharp/Sharp SureCut	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Surgeon's Needle 1/2 Circle Cutting Edge Size 12 (25 mm Chord Length) Pack 12	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Halsey Needle Holder 5" Smooth	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Micro Needle Holder 5.125" Curved Lock .6 mm	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Reflex 9 mm Wound Clip Applier	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Reflex 9 mm Wound Clips Box Of 100	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
PRONOVA Poly (hexafluoropropylene-VDF) Suture 8-0	Ethicon US, LLC
Ringer's solution	Henry Schein, Inc.
ketamine	Henry Schein, Inc.
xylazine	Henry Schein, Inc.