Хирургические Модели гастроэзофагеальной рефлюксной с мышами

Резюме

This article demonstrates surgical procedures of gastroesophageal reflux with mice. These models are useful tools for research on mechanisms and treatment of gastroesophageal reflux disease and potentially Barrett’s esophagus and esophageal adenocarcinoma.

Аннотация

Multiple surgical procedures have been reported to induce gastroesophageal reflux in animals. Herein, we report three surgical models with mice aiming to induce reflux of gastric contents, duodenal contents or mixed contents. Surgical procedures and general principles have been described in detail. A researcher with surgical experience should be able to grasp the technique after a short period of practice. After surgery, most mice can survive and develop reflux esophagitis similar to that in humans. However, it should be noted that histological differences between mouse and human esophagus are the inherent limitations of these surgical models. If used for research on Barrett’s esophagus and adenocarcinoma, these procedures may need to be combined with genetic modifications.

Введение

Gastroesophageal reflux disease (GERD) is a chronic disorder caused by the prolonged exposure of distal esophagus to gastric or gastroduodenal contents¹. Prolonged exposure to these noxious refluxates impairs the intrinsic defenses within the esophageal epithelium and thus results in esophagitis². Barrett’s esophagus arises in the setting of chronic reflux, and is a premalignant lesion with increased risk of esophageal adenocarcinoma^3,4. Despite the clinical importance, the mechanisms of GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma have not been well understood.

Animal models are essential for research on etiology, pathology, molecular mechanisms, prevention and treatment of human diseases. Up to date, various animal models of GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma have been developed using model animals^5,6. Mouse esophagus is lined with stratified squamous epithelium which is histologically similar to that in human esophagus. Although a mouse esophagus is different from human esophagus in terms of keratinization and the absence of submucosal glands, the mouse is still an appealing model animal because of its relatively low cost of maintenance and its potential of sophisticated genetic modifications. Two approaches are commonly used to model GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma in mice: reflux surgery and genetic modification. Reflux surgery is the best way to induce reflux and genetic modifications mimics molecular alterations^5,7. Reflux surgery can be combined with genetic modifications to further understand disease mechanisms⁸.

Many surgical procedures have been reported by us and others^6,9: (1) gastric reflux: pyloric ligation, pyloric constriction with forestomach ligation, Wendel cardioplasty, and esophagogastric anastomosis; (2) mixed reflux: esophagogastroduodenal anastomosis, esophagoduodenostomy (or esophagojejunostomy); (3) duodenal reflux: esophagogastroduodenal anastomosis plus gastrectomy; (4) reflux of chemical components: bilious reflux, pancreatic reflux, esophageal perfusion; and (5) esophageal transplantation⁵. Recently a microsurgical mouse model was reported to produce jejunal reflux via an esophagojejunostomy with magnets¹⁰. These surgical models have advantages over in vitro cell culture or organotypic culture models. In vitro, esophageal cells cannot tolerate a medium with high acidity or high concentrations of bile acids. Unconjugated bile acids which are commonly used to produce changes in esophageal epithelial cells in vitro are usually not present in the duodenal refluxate in vivo. Thus conclusions drawn from such in vitro studies should be taken with caution.

Surgery on the mouse esophagus remains a technical challenge because of its small size. A low rate of postoperative survival does not allow experiments which require certain sample size to reach statistically sound conclusions. In the past we have successfully developed and characterized surgical models of gastric reflux, mixed reflux, duodenal reflux with mice in long-term experiments^9,11,12. We have also provided consultation to several other groups in their mouse surgery. Herein, we describe three surgical procedures in mice in order to help the community to establish these models in their labs.

протокол

Все эксперименты на животных были одобрены Комитетом по уходу и использованию животного Институциональная.

1. Подготовка Мышь

1. Используйте мышь над ~ 20 г массы тела или выше ~ 6 недель в возрасте для хирургии.
2. До операции, дать мышам лаборатории чау и воды вволю и поддерживать на 12:12 час свет-темнота цикла.
3. Бритье хирургического зона с машинки для стрижки волос. Обезболить мышей внутрибрюшинным введением 80 мг / кг кетамина и 12 мг / кг ксилазина. Эта доза ставит мышей в сон в течение нескольких минут и обеспечивает достаточное обезболивание для следующих хирургических процедур.
4. Подтвердите правильное обезболивания, основанный на отсутствии роговицы рефлекс и конечностей втягивания, когда разбойник зажат. Применить смазочных глазной мази на глазах, чтобы предотвратить сухость.
5. Стерилизовать кожу бетадином решения.

2. желудочного рефлюкса Модель (1В)

1. Сделайте верхнийсрединный разрез от ~ 2 см, начиная с мечевидным указывая на анус.
2. Откройте брюшной полости через линии. Удалить мечевидного для повышения экспозиции с ножницами.
3. Отдельная и сократить соединительной ткани между печени и желудка. Лигировать и вырезать пучок сосудов между селезенки и глазного дна, чтобы полностью освободить дно.
4. Поверните глазного дна немного влево и выставить левую сторону желудочно-перехода в поле. Сделайте 5 мм продольный разрез на мышцы вдоль дистального отдела пищевода с использованием пары острых ножниц, чтобы выставить эпителий.
5. Разрежьте эпителий в том же направлении (разрез 1, 1В). Сделать три разрезы на forestomach (2 разреза, 3 и 4, Фигура 1В), чтобы отрезать большую часть forestomach с острыми ножницами эксплуатации. Если желудок не пуст, тщательно удалить содержимое желудка.
6. Поставьте 8-0 проленовой ŞuţuRe (с конической точки иглы) через точку А (на пищеводе) и точка А '(на forestomach) с точным слизистой слизистой оболочки оппозиции. Аналогичным образом место швы через точку В и точка В ', и другими парами точек, соответственно. Равномерно пространстве эти швы 3-4 мм друг от друга.
7. Вымойте брюшной полости физиологическим раствором для очистки крови и содержимого желудка. Закройте брюшной стенки с шелковыми швами и кожу с металлическими зажимами.

3. Смешанный рефлюкс Модель (рис 1С)

1. Последующие шаги 2.1 до 2.4, чтобы разоблачить желудочно-пищеводного соединения.
2. Аккуратно отделить спинной стороне пищевода из кровеносных сосудов позади пищевода. Пройдите небольшой кончик хлопок между пищеводом и кровеносных сосудов.
   Примечание: Хлопок может быть частично удаляют из наконечника, чтобы уменьшить его размер. Этот совет хлопок служит двум целям, поднимая пищевод и защиты кровеносных сосудов.
3. Сделайте два 5 мм продольное вклisions друг на желудочно-перехода и проксимальный конец двенадцатиперстной кишки, прилегающей к привратника с острыми ножницами эксплуатации. Для разреза на двенадцатиперстную кишку, во избежание кровеносные сосуды и разместить на анти-брыжеечной границе.
4. Анастомозирует разрезы с точным слизистой слизистой оболочки оппозиции прерванных 8-0 Prolene швов. Обычно место 3-4 швов на спинной стороне и 2-3 швов на лицевой стороне.
5. Снимите наконечник хлопка. Промыть брюшную полость с физиологического раствора и закрыть брюшной стенки и кожу.

4. двенадцатиперстной рефлюкс Модель (рис 1D)

1. Следуйте шаг 3.1 до 3.4 для создания смешанного рефлюкса.
2. Осторожно поднимите живот, чтобы выставить свою обратную сторону. Выступ печени может быть захвачен соединительной ткани между печени и задней части желудка. Аккуратно вырежьте соединительной ткани, должным образом защитить печень, и выставить кровеносные сосуды на спинной стороне пищевода.
3. Перевязывать исократить кровеносные сосуды. Перевязывать и сократить пищевод в желудочно-перехода.
4. Перевязывать двенадцатиперстную кишку на привратника. Перевязывать и сократить брыжейки. Снять целый желудок.
5. Промыть брюшную полость с физиологического раствора. Закройте брюшной стенки и кожу.

5. После хирургического лечения

1. После операции поддержания температуры тела с грелку. Лишь после восстановления грудины лежачее положение, место мышей обратно с другими животными.
2. Дайте антибиотики и обезболивающее для предотвращения инфекции и облегчить боль. Вводите Baytril (10 мг / кг, внутрибрюшинно, ежедневно, в течение 3 дней), чтобы предотвратить инфекцию, и бупренорфин гидрохлорид (0,05 мг / кг, подкожно, ставка. В течение двух дней), как болеутоляющее средство. Пост не является необходимым после операции.
   Жидкость или мягкое диета может быть предоставлена.
3. Оценить общее состояние здоровья на ежедневной basis.If мышей показывают следующие признаки (драматическая потеря веса> 15%, отсутствие приложенияetite, вокализации, выделения из носа, рта или глаз, сгорбившись жест, бездействия, ненормальное уход деятельности), усыпить мышей.

Результаты

Большинство мышей (> 95%) может пережить операцию. В послеоперационном периоде, ведущие причины смерти включают передозировку анестетиков, кровотечение и неизвестные причины.

Четыре недели после операции,> 90% мышей с желудочного рефлюкса или смешанной рефлюкса и> 80% м...

Обсуждение

Различные хирургические модели были созданы, чтобы имитировать желудка, язва двенадцатиперстной и смешанный рефлюкс у грызунов. Эти три процедуры, описанные здесь, подходят для долгосрочных экспериментов с разумным ценам послеоперационного выживания. Исследователь с опытом хирурги?...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
Dumont #1 Forceps Dumostar Tip	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Micro Clip Applying Forceps 5.5"	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Bonn Scissors 3.5" Straight 15 mm Sharp/Sharp Tungsten Carbide Blades	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Operating Scissors 5.5" Straight Sharp/Sharp SureCut	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Surgeon's Needle 1/2 Circle Cutting Edge Size 12 (25 mm Chord Length) Pack 12	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Halsey Needle Holder 5" Smooth	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Micro Needle Holder 5.125" Curved Lock .6 mm	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Reflex 9 mm Wound Clip Applier	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Reflex 9 mm Wound Clips Box Of 100	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
PRONOVA Poly (hexafluoropropylene-VDF) Suture 8-0	Ethicon US, LLC
Ringer's solution	Henry Schein, Inc.
ketamine	Henry Schein, Inc.
xylazine	Henry Schein, Inc.