마우스와 위식도 역류의 외과 모델

요약

This article demonstrates surgical procedures of gastroesophageal reflux with mice. These models are useful tools for research on mechanisms and treatment of gastroesophageal reflux disease and potentially Barrett’s esophagus and esophageal adenocarcinoma.

초록

Multiple surgical procedures have been reported to induce gastroesophageal reflux in animals. Herein, we report three surgical models with mice aiming to induce reflux of gastric contents, duodenal contents or mixed contents. Surgical procedures and general principles have been described in detail. A researcher with surgical experience should be able to grasp the technique after a short period of practice. After surgery, most mice can survive and develop reflux esophagitis similar to that in humans. However, it should be noted that histological differences between mouse and human esophagus are the inherent limitations of these surgical models. If used for research on Barrett’s esophagus and adenocarcinoma, these procedures may need to be combined with genetic modifications.

서문

Gastroesophageal reflux disease (GERD) is a chronic disorder caused by the prolonged exposure of distal esophagus to gastric or gastroduodenal contents¹. Prolonged exposure to these noxious refluxates impairs the intrinsic defenses within the esophageal epithelium and thus results in esophagitis². Barrett’s esophagus arises in the setting of chronic reflux, and is a premalignant lesion with increased risk of esophageal adenocarcinoma^3,4. Despite the clinical importance, the mechanisms of GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma have not been well understood.

Animal models are essential for research on etiology, pathology, molecular mechanisms, prevention and treatment of human diseases. Up to date, various animal models of GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma have been developed using model animals^5,6. Mouse esophagus is lined with stratified squamous epithelium which is histologically similar to that in human esophagus. Although a mouse esophagus is different from human esophagus in terms of keratinization and the absence of submucosal glands, the mouse is still an appealing model animal because of its relatively low cost of maintenance and its potential of sophisticated genetic modifications. Two approaches are commonly used to model GERD, Barrett’s esophagus and adenocarcinoma in mice: reflux surgery and genetic modification. Reflux surgery is the best way to induce reflux and genetic modifications mimics molecular alterations^5,7. Reflux surgery can be combined with genetic modifications to further understand disease mechanisms⁸.

Many surgical procedures have been reported by us and others^6,9: (1) gastric reflux: pyloric ligation, pyloric constriction with forestomach ligation, Wendel cardioplasty, and esophagogastric anastomosis; (2) mixed reflux: esophagogastroduodenal anastomosis, esophagoduodenostomy (or esophagojejunostomy); (3) duodenal reflux: esophagogastroduodenal anastomosis plus gastrectomy; (4) reflux of chemical components: bilious reflux, pancreatic reflux, esophageal perfusion; and (5) esophageal transplantation⁵. Recently a microsurgical mouse model was reported to produce jejunal reflux via an esophagojejunostomy with magnets¹⁰. These surgical models have advantages over in vitro cell culture or organotypic culture models. In vitro, esophageal cells cannot tolerate a medium with high acidity or high concentrations of bile acids. Unconjugated bile acids which are commonly used to produce changes in esophageal epithelial cells in vitro are usually not present in the duodenal refluxate in vivo. Thus conclusions drawn from such in vitro studies should be taken with caution.

Surgery on the mouse esophagus remains a technical challenge because of its small size. A low rate of postoperative survival does not allow experiments which require certain sample size to reach statistically sound conclusions. In the past we have successfully developed and characterized surgical models of gastric reflux, mixed reflux, duodenal reflux with mice in long-term experiments^9,11,12. We have also provided consultation to several other groups in their mouse surgery. Herein, we describe three surgical procedures in mice in order to help the community to establish these models in their labs.

프로토콜

모든 동물 실험 기관 동물 케어 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다.

1. 마우스 준비

1. 을 통해 마우스를 사용합니다 ~ 체중 20g 또는 수술 연령 6 ~ 위의 주.
2. 수술 전, 쥐에게 실험 차우와 물 광고 무제한을 제공하고 12시 12분 시간의 명암주기를 유지한다.
3. 머리 깎기와 수술 영역을 면도. 80 밀리그램 / kg 케타민, 12 밀리그램 / kg 자일 라진의 복강 내 주사하여 마우스를 마취. 이 용량은 몇 분 안에 잠에 마우스를두고 다음과 같은 외과 적 치료에 대한 충분한 마취를 제공합니다.
4. 발바닥이 끼 때 각막 반사와 사지 수축의 부재에 따라 적절한 마취를 확인합니다. 건조를 방지하기 위해 눈에 안과 연고를 윤활 적용합니다.
5. betadine 용액으로 피부를 소독.

2. 위 역류 모델 (그림 1B)

1. 위 확인항문을 가리키는 검상 돌기에서 시작 ~ 2cm의 중간 선 절개.
2. 중간 선을 통해 복강을 엽니 다. 가위와 노출을 향상시키기 위해 칼 모양을 제거합니다.
3. 별도의 간 및 위장 사이의 결합 조직을 잘라. 결찰 및 주문 안저까지 완전 무료로 비장과 안저의 혈관 번들을 잘라.
4. 왼쪽으로 약간 안저를 켜고 분야에서 위식도 접합부의 왼쪽에 노출됩니다. 상피를 노출 예리한 가위를 사용하여 식도 따라 근육에 길이 5mm 절개를.
5. 같은 방향 (절개 1, 그림 1B)를 따라 상피를 오픈. (절개 2, 3, 4, 그림 1B) 날카로운 운영 가위 forestomach의 대부분을 차단하기 위해 forestomach에 세 개의 절개를합니다. 위가 비어 있지 않은 경우,주의 깊게 위 내용물을 제거합니다.
6. 8-0 prolene의의 수 투어를 배치재 정확한 점막에 지점을 통해 (forestomach에) (식도에) 및 포인트 '(테이퍼 포인트 바늘) 반대 점막합니다. 각각 점 B와 점 B ', 그리고 포인트의 다른 쌍을 통해 마찬가지로 장소 봉합. 균등 공간이 봉합 서로 3-4mm.
7. 혈액과 위의 내용을 정리하는 생리 식염수로 복강을 세척 할 것. 실크 봉합사와 복부 벽과 금속 클립으로 피부를 닫습니다.

3. 혼합 환류 모델 (그림 1C)

1. 팔로우는 위식도 접합부를 노출 2.4 2.1 단계를 반복합니다.
2. 부드럽게 식도 뒤에 혈관에서 식도의 등 쪽을 분리합니다. 식도과 혈관 사이의 작은면 팁을 전달합니다.
   주 :면이 부분적으로 그 크기를 줄이기 위해 선단으로부터 제거 될 수있다. 이면 팁 식도를 해제하고 혈관을 보호 두 가지 목적.
3. 두 5mm 길이 INC 확인위식도 접합부와 날카로운 운영 가위로 유문에 인접한 십이지장의 기단부에 isions 각. 십이지장에 절개를 들어, 혈관을 피하고 항 장간막 테두리에 배치했다.
4. 중단 8-0 prolene의 봉합과 반대 점막 정확한 점막에 절개를 문합. 일반적으로 등쪽에 3-4 봉합과 전면에 2-3 봉합을 배치합니다.
5. 면 팁을 제거합니다. 생리 식염수와 복강을 세척하고 복벽과 피부를 닫습니다.

4. 십이지장 역류 모델 (그림 1D)

1. 혼합 역류를 생성하기 위해 3.4에 3.1 단계를 따르십시오.
2. 조심스럽게 뒷면을 노출 위장을 들어 올립니다. 간 로브는 간, 위의 배면 사이의 결합 조직에 의해 잡힐 수있다. 결합 조직을 조심스럽게 잘라 적절히 간을 보호하고, 식도의 등쪽에 혈관을 노출.
3. 결찰 및혈관을 절단. 결찰 및 위식도 접합부에서 식도를 잘라.
4. 유문에 십이지장을 결찰. 결찰 및 mesenterium를 잘라. 전체 위장을 제거합니다.
5. 생리 식염수로 복강을 세척 할 것. 복벽과 피부를 닫습니다.

5. 후 수술 적 치료

1. 수술 후 가열 패드와 체온을 유지한다. 만 흉골 드러 누움을 회복 한 후, 다시 다른 동물과 마우스를 놓습니다.
2. 감염을 예방하고 통증을 완화하기 위해 항생제와 진통제를 준다. Baytril를 주입 (10 ㎎ / ㎏, IP, QD, 3 일간) 감염을 방지하고, 부 프레 노르 핀 염산염 (0.05 ㎎ / ㎏, SC, 입찰. 이틀 동안) 진통제로. 금식은 수술 후 필요는 없습니다.
   액체 또는 부드러운식이 요법을들 수있다.
3. 마우스는 다음과 같은 징후를 보여 매일 basis.If에 일반 건강 상태 (극적인 체중 감소> 15 %, 응용 프로그램의 부족을 평가etite, 발성, 쥐를 안락사, 입, 코, 눈, 구부리고 제스처, 활동, 비정상적인 정리 활동)에서 배출.

결과

대부분의 마우스는 (> 95 %)이 수술을 견딜 수. 수술 전후 기간 동안 사망의 주요 원인은 마취제의 과다, 출혈 및 알 수없는 이유를들 수있다.

수술 후 4 주> 십이지장 역류과 위 역류 또는 혼합 역류> 80 % 마우스와 90 %의 마우스는 살아남을 수 있습니다. 이 기간 동안, 마우스는 주로 식도 협착과 먹을 수없는 사망. 이 마우스는 심한 스트레스 (구부리고 자세, 활동, 구토, ?...

토론

다양한 수술 모델은 설치류에서 위, 십이지장 및 혼합 역류을 모방하기 위해 설립되었다. 여기에 설명이 세 가지 절차는 수술 후 생존의 합리적인 가격과 장기적인 실험에 적합하다. 수술 경험이있는 연구원은 연습의 짧은 기간 후에 기술을 파악 할 수 있어야한다.

출혈은 수술, 간, 위, 및 혈관의 부주의 한 손상 사이의 결합 조직의 분리시 간 열상 전 마취제의 복강 내 주사?...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
Dumont #1 Forceps Dumostar Tip	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Micro Clip Applying Forceps 5.5"	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Bonn Scissors 3.5" Straight 15 mm Sharp/Sharp Tungsten Carbide Blades	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Operating Scissors 5.5" Straight Sharp/Sharp SureCut	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Surgeon's Needle 1/2 Circle Cutting Edge Size 12 (25 mm Chord Length) Pack 12	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Halsey Needle Holder 5" Smooth	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Micro Needle Holder 5.125" Curved Lock .6 mm	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Reflex 9 mm Wound Clip Applier	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
Reflex 9 mm Wound Clips Box Of 100	Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD)
PRONOVA Poly (hexafluoropropylene-VDF) Suture 8-0	Ethicon US, LLC
Ringer's solution	Henry Schein, Inc.
ketamine	Henry Schein, Inc.
xylazine	Henry Schein, Inc.