منتبذ الكلوي الزرع الذاتي في لحم الخنزير نموذج: بروتوكول خطوة بخطوة

Summary

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Abstract

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.

Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Introduction

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis ^1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available ^4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.

Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool ^7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used ^9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.

The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems ^12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters ¹⁴. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts ^15-17, model human IRI ¹⁸, study immunological pathways and allograft tolerance ¹⁹, provide surgical training ^20-22, test new pharmacological therapies ²³, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation ^24-26.

The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.

Protocol

وتلقى جميع الحيوانات الرعاية الإنسانية وجميع الدراسات التي أجريت وفقا للسياسات والمبادئ التوجيهية للمجلس الكندي للرعاية الحيوان. تم تنفيذ جميع الإجراءات في ظل استخدام الحيوانات البروتوكولات التي وافقت عليها لجنة جامعة الشبكة الصحية المؤسسي رعاية الحيوان.

ملاحظة: يتم تقديم لمحة تخطيطية للبروتوكول الدراسة في الشكل 1.

الشكل 1. بروتوكول الدراسة. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

1. الحيوانات

1. استخدام الذكور يوركشاير الخنازير (30 كلغ) في هذا البروتوكول.

2. الكلى الكسب غير المشروع استرجاع

1. الإجراءات قبل الجراحة
   1. منزل Yorkshir الذكورالخنازير الإلكترونية في منشأة بحثية لمدة أسبوع واحد على الأقل لتأقلم لهم. استخدام الحقن العضلي من السيفالوسبورين الجيل الثالث، مثل ceftiofur، لمدة 3 أيام للحد من المخاطر المحتملة للعدوى مع البكتيريا العقدية والسالمونيلا. صيام الخنازير مدة لا تقل عن 6 ساعات قبل التخدير للحيلولة دون الطموح.
   2. بدء التخدير الخنزير عن طريق الحقن العضلي الكيتامين (20 ملغ / كلغ)، الأتروبين (0.04 ملغ / كلغ)، وميدازولام (0.3 ملغ / كلغ). وفي وقت لاحق، نقل الحيوان من منشأة سكنية لغرفة العمليات (أو).
   3. وضع خنزير في موقف ضعيف على الطاولة أو. السماح للخنزير للتنفس 2 لتر من الأوكسجين مع 5٪ من الأيزوفلورين من تلقاء أنفسهم. كشف الحبال الصوتية مع المنظار ورذاذ لهم مع 2٪ محلول موضعي يدوكائين لمنع تشنج الحنجرة الناجمة عن التنبيب. بعد التنبيب مع أنبوب 6.5 ملم، منع الكفة مع 3-5 مل من الهواء.
      ملاحظة: Capnometry يؤكد positio الصحيحن من الأنبوب الرغامي.
   4. خفض الغاز الأيزوفلورين إلى 2.5٪. تعيين جهاز التنفس الصناعي ل14-16 الأنفاس / دقيقة وحجم المد والجزر إلى 10-15 مل / كجم من وزن الجسم. رصد الخنازير عن كثب. تسجل معدل ضربات القلب وتشبع الأكسجين بواسطة قياس التأكسج النبض. تأكيد التخدير المناسبة من خلال خفض معدل ضربات القلب (أقل من 150 نبضة / دقيقة)، وضغط الدم (أقل من القيم الانقباضي من 100 مم زئبق)، وكذلك عدم وجود حركات الخنازير (أي استخدام مرخيات العضلات).
   5. تحت ظروف معقمة، وإدخال من 9.5 الأب التجويف واحد قسطرة دائمة في الوريد الوداجي الداخلي باستخدام تقنية Seldinger ^27. لفترة وجيزة، واستخدام إبرة لثقب الوريد. بعد إدخال دليل الأسلاك، واستبدال الإبرة مع التعريف قشر بعيدا، تليها استبدال الأسلاك مع القسطرة الوعائية. إصلاح القسطرة على الجلد باستخدام الحرير 3-0 أو غير قابل للامتصاص خياطة حيدة.
      1. إدارة 500 ملغ من ميترونيدازول، 1 غرام من سيفازولين، و 20 ملغ من بانتوبرازول. ميلاديوزير 200 مل من أفرز اللبن حل قارع الأجراس مع 5٪ سكر العنب (D5W) و 1 مل من الفنتانيل سترات للساعة الواحدة عن طريق الوريد في جميع أنحاء الجراحة. تطبيق مرهم البيطرية على العينين لمنع جفاف بينما تحت التخدير.
2. الإجراءات الجراحية
   1. وبعد تطهير معقمة وتغطية الجراحي الميداني، إجراء شق خط الوسط من 25 سم في الطول. إدراج ضام. تغطية الأمعاء الكبيرة والصغيرة مع منشفة والموقف منها إلى الجانب الأيسر من أجل الوصول الأمثل إلى الكلية اليمنى.
   2. تحرير الحالب والكلية اليمنى نفسها من أي نوع من الأنسجة الملتصقة باستخدام الكي.
   3. تشريح الوريد الكلوي الأيمن والشريان باستخدام الكي حتى أصلهم من الوريد الأجوف السفلي والشريان الأورطي، على التوالي، أحرار. لتجنب بالتشنج الشرايين، وينبغي النظر في إدارة 30-65 ملغ من بابافيرين.
   4. بعد تشريح كامل الكلوي، وربطة عنق (الحرير، 3-0) وقطع الحالب بشكل أقصى. Preparعصام عاء من الجليد وحقيبة جهاز معقمة.
   5. أولا، المشبك الشريان الكلوي بالقرب من الشريان الأورطي والثانية، المشبك الوريد الكلوي قريب من الوريد الأجوف باستخدام المشابك السفينة. بعد ذلك، بتر الكسب غير المشروع الكلى ويقني؛ يدخل القنية فورا الشريان الكلوي مع قنية الشريان الكلوي. استخدام 500 مل من محلول الجليد الباردة الحامض الاميني التربتوفان-كيتوغلوتارات (HTK) لاخراج الدم. تخزين الكلى على الجليد حتى الزرع.
   6. في الوضع الطبيعي، إغلاق الشريان الكلوي المتبقية مع ربطة (الحرير، 2-0) والوريد الكلوي مع خياطة تشغيل (البرولين، 6-0).
   7. بعد التحقق من منطقة تشريح لوقف نزيف، إغلاق جدار البطن مع خياطة تشغيل (monofil، 1) والجلد مع الحرير 3-0 أو غير قابل للامتصاص خياطة حيدة ..
3. الإجراءات بعد العملية الجراحية
   1. إصلاح تحت الجلد القسطرة الوريدية مع خياطة (الحرير، 3-0) ونفق إلى الوراء الخنزير لمنع التلاعب غير المرغوب فيها. بعد وضع الخنزير عرضة، قuture (الحرير، 3-0) القسطرة بحزم على الجلد.
   2. فطم الخنازير من التنفس الصناعي والسماح لها الانتعاش في منطقة سكنية لها بعد نزع الأنبوب. إدارة اكتات رينغر عن طريق الوريد لتوسيع حجم وإدارة 0.3 البوبرينورفين ملغ لتسكين الألم. لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية.

3. الكلى الكسب غير المشروع زراعة

1. الإجراءات قبل الجراحة
   1. تخدير الخنزير باستخدام الحقن في الوريد من البروبوفول (1-2 مجم / كجم من وزن الجسم)، يليه استمرار تدفق البروبوفول بمعدل 50-100 ملغ / ساعة. إعادة تدخله الخنزير كما هو موضح في الخطوة 2.1.3 و2.1.4 وتعيين الغاز الأيزوفلورين إلى 3-4٪.
   2. إدارة 1 غرام من سيفازولين و 20 ملغ من الرابع بانتوبرازول أثناء الجراحة، واستخدام نفس البروتوكول مخدر كما هو موضح في 2.1.4.
   3. وبعد تطهير العقيمة، وجعل قطع من 4 سم بجوار القصبة الهوائية. تشريح منظمة الشفافية الدوليةssue لفضح الشريان السباتي. تمرير ملقط الإفراط في هولت وربطة عنق من الحرير (2-0) حول الشريان. استخدام طريقة سيلدينغر إلى إدخال قسطرة بلاستيكية لقياس مستمر لضغط الدم طوال الجراحة. بدلا من ذلك، يمكن استخدام تقنيات قياس ضغط الدم غير الغازية.
2. الإجراءات الجراحية
   1. بعد تطهير العقيمة، إعادة فتح تجويف البطن عن طريق خفض غرز الجلد واللفافة خياطة الجروح، وإعادة العمل الجراحي ضام لفضح تجويف البطن، وإعادة الأمعاء إلى الجانب الأيسر لتأمين وصول أفضل إلى الأوعية infrarenal.
   2. زرع الكلى الكسب غير المشروع الحفاظ النهائيين إلى جنب إلى الوريد الأجوف infrarenal والشريان الأورطي. لذلك، تشريح الوريد الأجوف والشريان الأبهر فوق 5-8 سم فوق التشعب الحرقفي باستخدام الشاحنات الصغيرة والكي. إذا كان ذلك ممكنا، لا تعكر صفو الأوعية اللمفاوية. إن لم يكن ذلك ممكنا، إغلاقها مع 5-0 الغرز البرولين.
   3. بعد الانتهاء من التشريح، وتحقق FOص النزيف وإزالة الأنسجة المتبقية من السفن. تأكد من أن لقط كاملة من الوريد الأجوف والشريان الأبهر مع المشبك Satinsky ممكنا.
   4. بعد ذلك، بتر في المقابل (يسار) في الكلى. للقيام بذلك، ضع الأمعاء إلى اليمين. تشريح الحالب والكلى نفسها، الوريد الكلوي، والشريان الكلوي من الأنسجة الملتصقة. ربط الحالب والأوعية الدموية وبتر الكلى. تحقق من وجود نزيف.
   5. إعادة الأمعاء إلى اليسار لفضح الشريان الأورطي infrarenal والوريد الأجوف. حقن الهيبارين (100 وحدة دولية / كجم من وزن الجسم)، والانتظار لمدة 2 دقيقة على الأقل.
   6. التحام الوريدي:
      1. استخدام المشبك Satinsky لكبح تماما الوريد الأجوف وجعل شق شق يطابق حجم الفتحة من الوريد الكلوي، وذلك باستخدام شفرة 11. مقص بوت يمكن استخدامها لتوسيع فتحة.
      2. بعد اختتام الكلى في قطعة من القماش التي تحتوي على الجليد العقيمة، إزالته من الجليد ووضعه في حقل الجراحية. استخدام اثنين نقرا مزدوجا مسلحين 6-0البرولين الغرز لإجراء الجمجمة وغرزة الزاوية الذيلية.
      3. تقريب الكلى، وتعادل في الزاوية العليا وإجراء خياطة تشغيل باستخدام 6-0 البرولين، بدءا من الجدار الخلفي. بعد أن أنهى 2/3، استخدم الطرف الآخر من التعادل لاستكمال خياطة في الجانب الأمامي. بعد ربط الغرز في الجمجمة، وتعادل غرز في الزاوية الذيلية.
      4. وضع المشبك البلدغ في الوريد الكلوي وفتح المشبك Satinsky. تحقق من مفاغرة لنزيف.
   7. التحام الشرياني:
      1. استخدام Satinsky المشبك مرة أخرى لكبح تماما الشريان الأورطي. استخدام شفرة 11 إلى إجراء شق شق، مطابقة فتح الشريان الكلوي. استخدام 4.0 مم مستديرة لكمة لتأمين افتتاح نظيفة.
      2. استخدام واحدة 6-0 خياطة البرولين لإجراء مفاغرة الشرايين، بدءا من الجانب المتلقي. تأكد من أن البطانة الشريانية يتم تضمينها في كل غرزة لمنع تشريح. وفي الوقت نفسه، يبدأ بالتنقيط المستمر من 10 مل norepinephrالمعهد الوطني للإحصاء (16 ملغ / 250 مل) مخففة في 500 مل من اللاكتات قارع الأجراس ويعاير للحفاظ على الضغط الانقباضي أعلى من 100 مم زئبق.
      3. حقن فيراباميل داخل arterially قبل الانتهاء من مفاغرة الشرايين وإدارة بابافيرين موضعيا إلى خارج السفينة لمنع بالتشنج.
      4. وضع المشبك البلدغ على الشريان الكلوي وفتح المشبك Satinksy. تحقق من مفاغرة لنزيف.
      5. بسط الكلى من القماش وإزالة الجليد. فتح البلدغ المشبك الوريدي الأولى، تليها المشبك الشرايين البلدغ. بعد ضخه، وينبغي أن يبدأ إنتاج البول على الفور.
      6. استخدام القماش لتأمين موقف إيجابي للالكسب غير المشروع المزروعة والحفاظ على ضخه متجانسة.
   8. الحالب التحام:
      1. استخدام مقص بوت لفتح الحالب من الكسب غير المشروع والمتلقي على طول طولي من 0.5 سم.
      2. استخدام اثنين من 6.0 البوليستر، بولي (ف dioxanone) الغرز لعودتهم جنبا إلى جنبمفاغرة teral. إجراء ستيتش الزاوية في كل جانب، ثم تشغيل الجدار الخلفي بصورة مستمرة الأولى، تليها الجدار الأمامي.
      3. بعد التحقق من وجود نزيف، وإزالة القماش والتفاف بعض من الأمعاء الدقيقة حول الكلى لأنه عقد في الموقف. إغلاق جدار البطن مع اثنين من monofil 1 الغرز. إغلاق الجلد مع 3-0 الحرير أو غير قابل للامتصاص خياطة حيدة.
      4. الحفاظ على الضغط الانقباضي أعلى من 100 مم زئبق باستمرار من قبل المعايرة بعناية ضخ بافراز حتى تم وضع الخنازير الى ضعية الرقود.
3. الإجراءات بعد العملية الجراحية
   1. بعد إغلاق البطن على النحو المذكور أعلاه، والحفاظ على خنزير تدفئة باستخدام وسادة التدفئة وبطانية-تعميم الحرارة. إزالة السطر الشرايين، وإغلاق ثقب في ثقب الشريان مع البرولين ستيتش 6-0 وإغلاق موقع شق.
   2. تحويل خنزير على ضعية الرقود، ووقف بالتنقيط بافراز وفطم الخنازير من التنفس الصناعي. شركةانخفاض الخنزير لاسترداد في مجال الإسكان ومراقبة عن كثب لضمان الانتعاش السلس من الإجراء. أخذ عينات غازات الدم كل ساعة عن طريق القسطرة الوداجي زرعها. توفير اللاكتات قارع الأجراس في حجم البديل وإدارة 0.3 البوبرينورفين ملغ لتسكين الألم.
   3. وبعد نزع الأنبوب، ومراقبة الخنازير عن كثب حتى أنها قادرة على شرب من تلقاء أنفسهم. لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية. لا عودة الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما.

4. بعد الجراحة المتابعة

1. إدارة 0.3 ملغ البوبرينورفين الرابع كل 8 ساعات لمدة 2 أيام على الأقل بعد الجراحة أو أكثر إذا لزم الأمر. بشكل روتيني إدارة جرعة وقائية واحدة من المضادات الحيوية أثناء الجراحة. في حال وعلامات العدوى وإدارة سيفازولين 1 غ الرابع مرتين في اليوم الواحد وميترونيدازول الرابع مرة واحدة يوميا حتىيحدث تحسن سريري. إدارة اللاكتات قارع الأجراس حتى يشرب الخنزير ما يكفي من المياه. 1000 وحدة دولية الهيبارين يمكن استخدامها لتأمين القسطرة لمنع تخثر الدم.
2. جمع عينات الدم الوريدي عبر القسطرة الوداجي وعينات البول لتقييم حالة سريرية الخنزير وظيفة الكلى.
3. للقتل الرحيم، لحث التخدير الخنزير مع د البروبوفول (5-10 مل)، والحفاظ عليه مع isoflurane 5٪. أنبوبا الخنزير كما هو موضح أعلاه. بعد relaparatomy والكلى الأنسجة جمع العينات، وتحدث السكتة القلبية عن طريق الحقن في الوريد من 40 mval بوكل.

النتائج

في ما يلي، (ن = 4) وأظهرت نتائج التجارب الزرع الذاتي الكلى. بعد استرجاع الكسب غير المشروع الأولي، استعادت الخنازير في منطقة سكنهم. وفي الوقت نفسه، تم تخزين الطعوم الكلى على الجليد لفترة يعني من 7 ساعة 35 دقيقة (± 18 دقيقة). بعد reinduction التخدير وتكرار فتح البطن، ومقطوعة الكلى المقابل والطعوم تخزينها الباردة زرع heterotopically كما هو موضح. بعد الفطام من التنفس الصناعي، تم انتشال الخنازير من عملية جراحية ومتابعة لمدة 10 يوما (انظر الشكل 1). يوميا (1-4 يوم بعد العملية، جراب) أو كل يوم الثاني تم جمع (6-10 جراب) عينات الدم لإجراء الغاز تحاليل الدم. لتقييم وظائف الكلى، والكرياتينين في مصل الدم واليوريا في الدم النيتروجين وقدرت (بون) القيم. وعلى سبيل المقارنة، يتم عرض نتائج واحدة الكسب غير المشروع الكلى allotransplanted. لكبت المناعة، تلقى هذا الخنزير السيكلوسبورين 100 ص ملغ وشاركrtisone 250 ملغ ivbid هذه التقنية الجراحية المستخدمة كانت هي نفسها كما في بروتوكول طعم ذاتي. لم تم تطبيق وقت نقص التروية الدافئ.

وكانت جميع الخنازير في حالة سريرية جيدة خلال فترة المتابعة. كشفت الكرياتينين واليوريا القيم المصل أعلى زيادة في يوم واحد بعد الجراحة (إنشاء 2.8 ± 0.7 ملغ / دل، كعكة 25.3 ± 7 ملغ / ديسيلتر)، وانخفضت حتى جراب 10 (إنشاء 1.7 ± 0.4 ملغ / دل، كعكة 10.7 ± 4 ملغ / دل) على مقربة من القيم الأساسية الأولية. أظهر الكسب غير المشروع الكلى allotransplanted ارتفاع الكرياتينين واليوريا القيم بعد وظيفة جيدة الكسب غير المشروع الأولية، بالمقارنة مع طعم ذاتي، وعلى الأرجح بسبب رفض (الشكل 2 و 3). كانت الارقاء الحمضي القاعدي (الشكل 4) ومستويات بالكهرباء (الشكل 5) مستقر دون تدخل. وأظهر الفحص النسيجي tubulointerstitium في الحفاظ على الكلى autotransplanted (شملت رقم ه 6)، ونشر التهاب خلالي، tubulitis، والتهاب الكبيبات في الكلى allotransplanted (الشكل 7).

الشكل 2. القيم مصل الكرياتينين. القيم مصل الكرياتينين (يعني والانحراف المعياري) للخط الأساس و10 بعد الجراحة. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل 3. القيم المصل كعكة. القيم المصل كعكة (يعني والانحراف المعياري) للخط الأساس و 10 أيام بعد الجراحة. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

"jove_content" FO: المحافظة على together.within الصفحات = "1">
بعد الرقم 4. حمض قاعدة الارقاء. الارقاء حمض قاعدة (يعني والانحراف المعياري) للخط الأساس و 10 أيام من الجراحة. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الرقم مستويات 5. بالكهرباء. مستويات بالكهرباء (يعني والانحراف المعياري) للخط الأساس وبعد 10 أيام من الجراحة. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل 6. الأنسجة (H &# 38؛. E)، التكبير 100X tubulointerstitium عادي في الكلى autotransplanted بعد 10 أيام من الجراحة الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الرقم 7. علم الأنسجة (H & E)، التكبير 100X. اسعة الخلالي التهاب، tubulitis، والتهاب الكبيبات، بما يتفق مع الرفض، في الكلى allotransplanted بعد 10 أيام من الجراحة. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Discussion

نموذج زرع الكلى الخنازير يوفر فرصة فريدة لتعزيز مجال زراعة البشري بسبب التشابه في الجوانب الجراحية، علم وظائف الأعضاء والكيمياء الحيوية، وعلم المناعة ^14.

تبعا للغرض من الدراسة التجريبية، ونموذج من الزرع الذاتي الكلوي ديها العديد من المزايا بالمقارنة مع النموذج زرع الطعم الخيفي. على الرغم من أن العديد من الجماعات تقرير ظيفة جيدة الكسب غير المشروع الكلى بعد زرع الطعم الخيفي ^28، كبت المناعة في الخنازير هو أمر صعب، خاصة في زرع الكلى. تحليل عينة من الدم قبل الجراحة لضمان التوافق لالكريات البيض الخنازير المستضد (SLA) قابلة للتنفيذ، ولكنها مكلفة وغير عملي ^14. بعد العمل الجراحي، وتدار المقترحة الأدوية المثبطة للمناعة مثل تاكروليماس والسيكلوسبورين (مثبطات الكالسينيورين، سى) عن طريق الفم أو الرابع ^28. تناوله عن طريق الفم غير عملية، والخنازير عادة ترفض ابتلاع ميديكا عن طريق الفمنشوئها. وعلاوة على ذلك، عوائق المعوية قد يؤدي إلى تفادي امتصاص ما يكفي من الأدوية المثبطة للمناعة والحفاظ على مستويات الدواء العلاجية. التسريب المستمر للد CNI في الحيوانات النشطة يتطلب تقنية عالية. رابعا إدارة البلعة يؤدي إلى ذروة القيم العالية، والتي تسبب التسمم. وهكذا، للتحقيق في أساليب المحافظة الجديدة، ونموذج من الزرع الذاتي الكلوي لديها العديد من المزايا. في نتائج تمثيلية من الكسب غير المشروع الكلى allotransplantated يتبين مما سبق، ذروة تأخير وزيادة الكرياتينين واليوريا تشير إلى الرفض، والذي يتبين من التقييم النسيجي.

وقد سبق أن استخدم النموذج الخنازير من الزرع الذاتي للتحقيق في تقنيات الحفظ جديدة ^14،18،29. ومع ذلك، فإن الكرياتينين واليوريا القيم المصل بعد العملية الجراحية ذكرت الخنازير autotransplanted في سيناريو القلب النابض تختلف إلى حد كبير على النظام التجريبي ^22،30 . بروتوكول المانحين القلب النابض نقدم هنا النتائج في انخفاض ما بعد الجراحة ذروة مصل الكرياتينين 2.8 ملغ / ديسيلتر (± 0.7) وكعكة ذروة 25.3 ملغ / ديسيلتر (± 7.4). هذه النتائج قابلة للمقارنة مع ذروة القيم المنخفضة التي قدمها Hanto وزملاؤه ^{28 و} Snoeijs وزملاؤه ^31.

لضمان تحقيق نتائج ناجحة بعد زرع الكلى في نموذج الزرع الذاتي الخنازير، حددنا عدة عوامل فنية رئيسية التي تقلل من نسبة معينة من التعقيدات. استخدام محلول الحامض الاميني التربتوفان-كيتوغلوتارات (HTK) يقلل من خطر الاصابة بالتشنج بسبب محتوى السفلي من البوتاسيوم مقارنة مع جامعة ولاية ويسكونسن (UW) حل. لمزيد من الانخفاض في خطر بالتشنج عند نقطة ضخه، فيراباميل يمكن حقنه في الشريان الكلوي، وبابافيرين يمكن أن تدار موضعيا أثناء استرجاع وبعد ضخه. وبالإضافة إلى ذلك، بالتنقيط المستمر من بافراز معاير للحفاظ علىضغط الدم الانقباضي أعلى من 100 مم زئبق يضمن ضخه متجانسة. ومن المفيد للحفاظ على هذا ضغط الدم على الأقل حتى يتم وضع الخنزير عرضة. وعلاوة على ذلك، وتحديد المواقع من الكسب غير المشروع المزروعة مهم لمنع مجعد الأوعية الدموية anastomosed حديثا. ولذلك، فإنه من المفيد أن بتر الكلية اليسرى المقابل قبل الخياطة مفاغرة من الكسب غير المشروع لتفادي التلاعب الميكانيكية واسعة النطاق. بعد الانتهاء من مفاغرة الحالب، التفاف الأمعاء الدقيقة حول الكسب غير المشروع المزروعة يؤمن موقفها بعد إغلاق جدار البطن. مضاعفات مثل عوائق الأمعاء بسبب مجعد من الأمعاء نادرا ما لاحظت ولكن يمكن أن يؤدي إلى مضاعفات خطيرة، بما في ذلك حالات بطء حركة الامعاء، انثقاب الأمعاء، والموت. وعموما، تقنية جراحية دقيقة، والتخدير اليقظة والمراقبة الدقيقة خلال متابعة ضمان حسن السريرية نتائج والكسب غير المشروع وظيفة.

الشرياني والوريدي مفاغرة يمكن PERFOrmed باستخدام تقنيات مختلفة. وضع مثلي من الكسب غير المشروع يسمح نهاية إلى نهاية مفاغرة الشريان الكلوي والوريد. في حالة زرع منتبذ، والكسب غير المشروع يمكن وضعه في الحفرة الكلى المقابل لمفاغرة نهاية إلى نهاية، على الأوعية الحرقفية، أو الأبهر القاصي مباشرة. زرع منتبذ مع مفاغرة إلى الشريان الأبهر والوريد مباشرة في تقنية نهاية إلى جنب ويفضل في هذا النموذج كما أنها يمكن أن تقلل من مخاطر تجلط الدم وبالتشنج ^32. الاختلافات التشريحية مع التشعبات الوريدية في وقت مبكر جدا قد يؤدي إلى الحاجة إلى الخياطة اثنين مفاغرة وريدية منفصلة. إذا كان الشريان أو الوريد وقصيرة نسبيا، والكسب غير المشروع يمكن أن تحول 180 درجة للحصول على طول الأوعية. الحالب مفاغرة جنبا إلى جنب يمكن أن يحقق نتائج جيدة التجريبية دون تعقيد قيود أو تسرب البول.

بشكل عام، فإن النموذج الخنازير من زرع الكلى يقدم مزايا مقارنة النماذج الحيوانية الأخرى. كما دescribed أعلاه، توجد بعض أوجه التشابه بين الخنازير والإعداد البشري، والذي يسمح ترجمة سريعة نسبيا من تقنيات جديدة في الممارسة السريرية. تقنية زرع أسهل من الناحية الفنية مقارنة مع نماذج القوارض. وبالإضافة إلى ذلك، من خلال وضع القسطرة الوريدية، وعينات الدم الطرفية يمكن جمعها بسهولة ومعالجتها لمزيد من التحقيق. جمع البول يسمح مزيد من التقييم للإصابة الكلى وظيفة. لجمع عينات البول، ويمكن إدخال القسطرة عن طريق الجلد في المثانة البولية. لتجنب التلاعب من قبل خنزير، ينبغي نفق النهاية البعيدة تحت الجلد إلى الجزء الخلفي من الحيوان. وثمة خيار آخر لجمع البول هو استخدام أقفاص التمثيل الغذائي، والتي تسمح فترات طويلة جمع لتقدير تصفية الكرياتينين وتركيز المؤشرات الحيوية إضافية في البول. بالموجات فوق الصوتية والمقطعية والتصوير بالرنين المغناطيسي والصور ممكنة. التبرع بعد الموت بروتوكولات الدورة الدموية يمكن أن تحاكي من خلال تطبيق الحارةنقص التروية قبل استرجاعها. وعلاوة على ذلك، الخنازير هي سهلة نسبيا للتعامل مع إذا مخصي للحد من السلوك العدواني لديهن.

تشمل المساوئ ارتفاع تكاليف شراء الحيوانات والإسكان، والمعدات الطبية الجراحية وغيرها، والقوى العاملة. هذه العوامل تعني أنه ليس من الممكن لتشمل أعدادا كبيرة من الحيوانات في كل مجموعة الدراسة. وعلاوة على ذلك، بالمقارنة مع نماذج القوارض، وتتوفر في الأدب لخنزير البيانات البيولوجية المعيارية لعدد محدود من المراجع. كبديل لتقييم تقنيات جديدة ومتطورة، مثل أساليب المحافظة الجديدة، ووصف مجموعات أخرى ضخه سوي الحرارة خارج الجسم كبديل لزرع الكلى ^33،34. هذه التقنية هي أسهل لأداء وأقل تكلفة. ومع ذلك، يوفر موحدة زرع الكلى الكسب غير المشروع نموذجا أكثر مماثلا للممارسة السريرية ويسمح تعد متابعة الفترات. وبالتالي، فإنه يعمل لكسب غير مشروع أكثر واقعية تقييممنة.

وفي الختام، فإن النموذج الخنازير من الزرع الذاتي الكلوي منتبذ يوفر السيناريو المهم السريري للتحقيق النهج رواية مبتكرة لتحسين نتائج الكسب غير المشروع الكلى. على وجه الخصوص، هذا البروتوكول يتميز التفاصيل التقنية الهامة التي من شأنها تسهيل إنشاء الناجح لنموذج الزرع الذاتي الكلوي ويسمح للترجمة سريعة من النتائج الجديدة إلى التجارب السريرية.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Anesthesia Equipment
Anesthesia Machine, Optimax	Moduflex Anesthesia Equipment	SN5180
Infusion Pump 3,000	SIMS Graseby LTD.	SN300050447
Infusion Pump Line	Smith Medical ASD Inc.	21-0442-25
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr)	Cook Medical Company	G01865
Isoflurane Vapor 19.1	Draeger Medical Canada Inc.	N/A
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm	Covidien Canada	86449
Temperature Therapy Pad	Gaymar Industries Inc	TP26E
Ventilator, AV 800	DRE Medical Equipment	40800AVV
Warm Touch, Patient Warming System	Nellcor/ Covidien Canada	5015300A
Name	Company	Catalog Number	Comments
Surgical Equipment
Abdominal Retractor	Medite GmbH	07-0001-00
Aorta/vein punch 4.0 mm, round	Scanlan International Inc.	1001-602
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp	Aesculap Inc.	FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp	Aesculap Inc.	FB519R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight	Aesculap Inc.	FB422R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved	Aesculap Inc.	FB423R
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled	Aesculap Inc.	FB453R
Dissection Blade #11	Feather Safety Razor Co.	089165B
Connector (1/4") with male luer lock	Sorin Group Inc.	AB1452
Liver Admin Set (flush line)	CardioMed Supplies Inc	17175
Maxon, 1	Covidien Canada	606173
Med-Rx Suction Connecting Tube	Benlan Inc.	70-8120
Organ Bag	CardioMed Supplies Inc	2990
Potts – De Martel, Scissors	Aesculap Inc.	BC648R
Renal artery cannula, 1.6"	Sorin Group Inc.	VC-11000
Sofsilk, 2-0	Covidien Canada	S405
Sofsilk, 3-0	Covidien Canada	S404
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp	Aesculap Inc.	FB605R
Suction Tip	Tyco Healthcare Group LP	8888501023
Surgipro II, 6-0	Covidien Canada	VP733X
Valleylab, Cautery Pencil	Covidien Canada	E2515H
Valleylab, Force Tx	Valleylab Inc.	216151480
Valleylab, Patient Return Electrode	Covidien Canada	E7507
Name	Company	Catalog Number	Comments
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml	Rafter 8 Products	238481
Buprenorphine 0.3 mg/ml	RB Pharmaceuticals LDT	N/A
Ceftiofur 3 mg/ml	Pfizer Canada Inc.	11103
Cefazolin 1 g	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2237138
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml	Sandoz Canada Inc.	2240434
Heparin 10,000 iU/10 ml	Sandoz Canada Inc.	10750
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution	Methapharm	CU001LBG
Isoflurane 99.9%, 250 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2231929
Ketamine Hydrochloride  5,000 mg/50 ml	Bimeda-MTC Animal Health Inc.	612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L	Baxter Corporation	JB1064
Lactated Ringer’s 1 L	Baxter Corporation	JB2324
Metronidazole 500 mg/100 ml	Baxter Corporation	870420
Midazolam 50 mg/10 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2242905
Norepinephrine 16 mg/250 ml Dextrose 5%	Baxter Corporation	N/A
Pantoprazole 40 mg	Sandoz Canada Inc.	2306727
Papaverine 65 mg/2 ml	Sandoz Canada Inc.	9881
Propofol 1,000 mg/100 ml	Pharmascience Inc.	2244379
Saline 0.9%, 1 L	Baxter Corporation	60208
Solu-Medrol 500 mg	Pfizer Canada Inc.	2367963
Verapamil	Sandoz Canada Inc.	2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml	AstraZeneca	2003767