JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Аннотация

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.

Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Введение

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis 1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available 4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.

Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool 7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used 9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.

The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems 12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters 14. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts 15-17, model human IRI 18, study immunological pathways and allograft tolerance 19, provide surgical training 20-22, test new pharmacological therapies 23, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation 24-26.

The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.

протокол

Все животные получали гуманного ухода и все исследования мы проводили в соответствии с политикой и руководящими принципами Канадского совета по уходу за животными. Все процедуры проводились под Животное использовать протоколы, которые были утверждены в университетской сети здоровья Institutional Animal Care комитета по.

Примечание: схематический обзор протокола исследования представлена ​​на рисунке 1.

figure-protocol-539
Рисунок 1. Протокол исследования. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

1. Животные

  1. Используйте мужчин Йоркшир свиней (30 кг) в данном протоколе.

2. Почки Прививка поисковая

  1. Предоперационное Процедура
    1. Дом мужчины Yorkshirе свиней в научно-исследовательский центр, по крайней мере одной недели, чтобы акклиматизироваться их. Используйте внутримышечной инъекции третьего поколения цефалоспоринов, такие как цефтиофура, в течение 3 дней, чтобы уменьшить потенциальный риск инфекций Streptococcus суис и сальмонеллы. Fast свиней в течение минимум 6 ч до индукции анестезии, чтобы предотвратить аспирацию.
    2. Инициировать обезболивание свиньи путем внутримышечной инъекции кетамина (20 мг / кг), атропина (0.04 мг / кг), и мидазолама (0,3 мг / кг). Впоследствии, транспортировки животного из жилищного объекта в операционную (OR).
    3. Поместите кота в лежачем положении на столе или на. Разрешить свинья дышать 2 л кислорода с 5% изофлуран спонтанно. Expose голосовые связки с ларингоскопа и брызги их с 2% раствор для наружного применения лидокаина для предотвращения интубации индуцированных ларингоспазм. После интубации с 6,5 мм пробирку, блокировать манжету 3-5 мл воздуха.
      Примечание: Capnometry подтверждает правильность Positioп от интубационной трубки.
    4. Уменьшение ИФ газ до 2,5%. Установите вентилятор до 14-16 вдохов / мин и дыхательного объема до 10-15 мл / кг массы тела. Монитор свинью тесно. Частота сердечных сокращений и насыщение кислородом регистрируются импульса оксиметрии. Подтверждение надлежащего обезболивания снижением частоты сердечных сокращений (ниже 150 ударов / мин) и артериального давления (ниже систолического значений 100 мм рт.ст.), а также отсутствие свиных движений (без использования миорелаксантов).
    5. В стерильных условиях, ввести 9,5 Фр одного просвета постоянным катетером во внутреннюю яремную вену с использованием Сельдингера технику 27. Вкратце, использовать иглу, чтобы проколоть вену. После введения гид-провод, заменить иглу с кожурой на выезде проводника, с последующей заменой провода на провод сосудистой катетера. Закрепить катетер к коже с помощью 3-0 шелка или нерассасывающегося мононити шов.
      1. Администрирование 500 мг метронидазола, 1 г цефазолина и 20 мг пантопразола. Объявлениедел 200 мл лактат раствор Рингера с 5% раствором декстрозы (D5W) и 1 мл фентанила цитрата в час внутривенно всей операции. Применить ветеринарную глазной мази на глазах, чтобы предотвратить сухость под наркозом.
  2. Хирургическая процедура
    1. После стерильной дезинфекции и освещения операционного поля, выполнить срединный разрез 25 см в длину. Вставьте втягивающим. Накройте большие и малые кишечники полотенцем и поместить их в левую сторону для оптимального доступа к правой почке.
    2. Освободить мочеточник и правой почки себя от любой клейкой ткани с использованием прижигания.
    3. не Рассеките правой почечной вены и артерии с помощью прижигания до их происхождения из нижней полой вены и аорты, соответственно, являются бесплатными. Чтобы избежать артериальную спазм сосудов, введение 30-65 мг папаверина должны быть рассмотрены.
    4. После полного почечной вскрытия, галстук (шелк, 3-0) и сократить мочеточник дистальнее. ДГОеа миску с ледяной и стерильный мешок орган.
    5. Во-первых, зажим почечной артерии близко к аорте и во-вторых, зажим почечной вены близко к полой вены с использованием зажимов сосудов. Далее, резекцию трансплантата почки и сразу вводить иглу почечной артерии с помощью канюли почечной артерии. Используйте 500 мл раствора ледяной гистидин-триптофан-КГ (НТК), чтобы избавиться от крови. Храните почку на льду до трансплантации.
    6. В месте, закройте оставшиеся почечной артерии лигатурой (шелк, 2-0) и почечную вену с управлением шва (проленовой, 6-0).
    7. После проверки расчлененный область для кровотечения, закрыть брюшной стенки с управлением шва (Monofil, 1) и кожи с 3-0 шелка или нерассасывающегося мононити шов ..
  3. Послеоперационный Процедура
    1. Закрепить венозный катетер подкожно швом (шелк, 3-0) и туннель это, чтобы поддержать свиньи, чтобы предотвратить нежелательное манипуляции. После размещения свинью склонной, Suture (шелк, 3-0) катетер твердо на кожу.
    2. Отучить кота от вентилятора и пусть он восстановиться в своем жилом районе после экстубации. Администрирование лактат Рингера внутривенно в течение объемного расширения и управлять 0,3 мг бупренорфина для обезболивания. Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в сознание достаточную для поддержания грудины лежачее положение.

3. Почки Прививка Трансплантация

  1. Предоперационное Процедура
    1. Обезболить свинью, используя внутривенную инъекцию пропофола (1-2 мг / кг массы тела) с последующим непрерывным вливанием пропофола со скоростью 50-100 мг / ч. Re-интубировать свинью, как описано в шаге 2.1.3 и 2.1.4 и установить изофлуран газа до 3-4%.
    2. Администрирование 1 г цефазолина и 20 мг пантопразола IV Во время операции, использовать тот же обезболивающий протокол, как описано в 2.1.4.
    3. После стерильной дезинфекцию, сделать разрез 4 см рядом с трахеи. Рассеките тиСГУП подвергать сонную артерию. Пойдите-Холт щипцов и шелковый галстук (2-0) вокруг артерии. Используйте технику Сельдингера ввести пластиковую катетер для непрерывного измерения артериального давления на протяжении всего хирургического вмешательства. В качестве альтернативы, неинвазивные методы измерения артериального давления могут быть использованы.
  2. Хирургическая процедура
    1. После стерильной дезинфекции, открыть брюшную полость путем разрезания петель кожи и фасции швами, вновь хирургического втягивающим подвергать брюшной полости, и переместить кишечника к левой стороне, чтобы позволить лучший доступ к инфраренального сосудов.
    2. Пересадка конца в стороне сохранились трансплантата почки на инфраренального полой вены и аорты. Поэтому, рассекают полую вену и аорту через 5-8 см выше подвздошной бифуркации с использованием пикапов и прижигание. Если это возможно, не беспокоить лимфатические сосуды; если это невозможно, закройте их с 5-0 PROLENE швов.
    3. После завершения рассечение, проверить FOг кровотечение и удалить остатки ткани из сосудов. Убедитесь, что полная фиксация полой вены и аорты с помощью зажима Сатинский осуществимо.
    4. Далее, резекцию контралатеральной (слева) почку. Чтобы сделать это, поместите кишечника вправо; рассекают мочеточник, сам почку, почечную вену и почечной артерии от клейкого ткани. Свяжите мочеточника и кровеносные сосуды и резекцию почки. Проверьте кровотечение.
    5. Повторно кишечника слева, чтобы выставить ИНФРАРЕНАЛЬНОГО аорты и полой вены. Вводят гепарин (100 МЕ / кг массы тела) и подождите не менее 2 мин.
    6. Венозный анастомоза:
      1. Используйте зажим Сатинский полностью зажать полую вену и сделать щелевой разрез, соответствующий размер открытия почечной вены, используя 11 лезвие. Pott ножницы могут быть использованы для дальнейшего расширения щели.
      2. После обертывания почку в ткань, содержащую стерильный лед, снимите его со льда и поместите его в операционное поле. Используйте два двойных вооружен 6-0PROLENE швов выполнять черепной и хвостовой угловой шов.
      3. Приблизительная почку, связать верхний угол и выполнять беговую шва с помощью 6-0 PROLENE, начиная с задней стенки. После доведя 2/3, использовать другой конец галстука, чтобы завершить шов на передней стороне. После завязывания черепных швов, связать стежки на хвостовом углу.
      4. Подставьте бульдог зажим на почечную вену и открыть зажим Сатински. Проверьте анастомоза при кровотечении.
    7. Артериальное анастомоза:
      1. Используйте Сатински зажать снова полностью зажать аорту. Используйте 11 лезвие, чтобы сделать щелевой разрез, соответствующий открытие почечной артерии. Используйте 4,0 мм круглого штампа обеспечить чистую открытие.
      2. Использование одного 6-0 проленовой шов выполнять артериальную анастомоза, начиная стороне получателя. Убедитесь, что артериального эндотелия входит в каждой нити, чтобы предотвратить расслоение. Между тем, начать внутривенное капельное вливание 10 мл norepinephrине (16 мг / 250 мл) разводили в 500 мл лактата Рингера и титруют держать систолическое давление выше 100 мм рт.
      3. Вводят верапамил внутриартериально до завершения артериальной анастомоза и администрировать папаверин местно на внешней стороне сосуда, чтобы предотвратить вазоспазм.
      4. Подставьте бульдог зажим на почечную артерию и открыть зажим Satinksy. Проверьте анастомозов при кровотечении.
      5. Разверните почку от ткани и удалить лед. Откройте венозный бульдог зажим сначала, сопровождаемый зажима артериальной бульдог. После реперфузии, производство мочи следует начинать немедленно.
      6. Используйте ткань, чтобы обеспечить выгодное положение для пересаженного трансплантата и поддерживать однородную реперфузии.
    8. Мочеточника анастомоза:
      1. Используйте POTT ножницы, чтобы открыть мочеточник от трансплантата и получателя над продольной длины 0,5 см.
      2. Используйте два 6,0 полиэстер, поли (п-диоксанон) Швы для Юр стороны в сторонуteral анастомоза. Выполните угловую Стич на каждой стороне, а затем запустить заднюю стенку в непрерывном режиме первой, а затем передней стенки.
      3. После проверки кровотечения, удаления ткань и обернуть некоторые из тонкой кишки вокруг почки, чтобы держать это в положении. Закройте брюшной стенки с двумя Monofil 1 швов. Закройте кожу 3-0 шелка или нерассасывающегося мононити шва.
      4. Поддерживать систолическое давление выше 100 мм рт.ст. непрерывно тщательно титрования норэпинефрина настой, пока свинья не был помещен в положении лежа.
  3. Послеоперационный Процедура
    1. После брюшной закрытия, как указано выше, держать свинью нагреться использованием грелку и тепловой циркуляции одеяло. Удалить артериальной линии, закрыть проколу отверстие в артерии с 6-0 проленовой Стич и закрыть место разреза.
    2. Включите свинью на положении лежа, остановить норэпинефрина капельно и отучить кота от вентилятора. Альнизкая свинья восстановить в своей площади жилья и внимательно следить за ним, чтобы обеспечить его бесперебойную восстановление после процедуры. Взять образцы крови газов каждой ч через имплантированный яремной катетер. Обеспечить лактат Рингера для замены объема и администрировать 0,3 мг бупренорфина для обезболивания.
    3. После экстубации, следить за свинью тесно, пока он не в состоянии пить самостоятельно. Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в сознание достаточную для поддержания грудины лежачее положение. Не возвращать животное, которое претерпел операцию по компании других животных до полного восстановления.

4. Послеоперационный Follow Up

  1. Администрирование 0,3 мг бупренорфина в каждые 8 ​​ч в течение по крайней мере 2 дней после операции или дольше, если это необходимо. Регулярно вводить одну профилактическую дозу антибиотика во время операции. В случае появления признаков инфекции, не вводить цефазолин 1 г внутривенно дважды в день и метронидазол IV один раз в день до тех пор,Клиническое улучшение наступает. Администрирование лактат Рингера, пока свинья не пьет достаточное количество воды. 1000 МЕ гепарина может быть использован для фиксации катетера, чтобы предотвратить свертывание.
  2. Сбор образцов венозной крови в через яремную катетер и образцами мочи для оценки клинического состояния свиньи и функцию почек.
  3. Для эвтаназии, индуцировать анестезию свиньи с пропофолом IV (5-10 мл) и поддерживать его с ИФ 5%. Интубировать свинью, как описано выше. После relaparatomy и сбора образцов ткани почек, индуцируют остановку сердца путем внутривенной инъекции 40 mval KCl.

Результаты

В дальнейшем, результаты экспериментов почечных аутотрансплантации (п = 4) демонстрируются. После первоначального поиска трансплантата, свиньи восстановлены в их жилом районе. Между тем, трансплантаты почек хранили на льду в течение среднего времени 7 ч 35 мин (± 18 мин). После reinduction анестезии и повторного лапаротомии, контралатеральной почки иссекают и холодные сохраненных трансплантаты трансплантируют гетеротопически как описано. После отлучения от ИВЛ, свиньи были извлечены из хирургии и наблюдались в течение 10 дней (рисунок 1). Ежедневно (1-4 день после операции; стручок) или каждый второй день были собраны (6-10 POD) образцы крови для выполнения газ анализы крови; оценить функции почек, креатинин сыворотки и азота мочевины крови оценивали значения (АМК). Для сравнения, результаты одного allotransplanted пересадке почки представлены. Для иммуносупрессии, это свинья получала циклоспорин 100 мг внутрь и Коrtisone 250 мг ivbid хирургической техники, используемой был таким же, как в протоколе аутотрансплантате; нет теплое время ишемии была применена.

Все свиньи были в хорошем клиническом состоянии в течение последующего периода. Креатинина и азота мочевины значения сыворотки показал самый высокий рост в первый день после операции (CREA 2,8 ± 0,7 мг / дл, АМК 25,3 ± 7 мг / дл) и убывала до стручок 10 (Crea 1,7 ± 0,4 мг / дл, АМК 10,7 ± 4 мг / дл) близка к первоначальным исходным значениям. Allotransplanted трансплантата почки продемонстрировали более высокие значения креатинина и BUN после хорошей начальной функции трансплантата, по сравнению с аутотрансплантатов, скорее всего из-за отказа (рис 2 и 3). Кислотно-основное гемостаза (Рисунок 4), а уровень электролита (рисунок 5) были стабильными без вмешательства. Гистологическое исследование показало сохранившийся тубулоинтерстиция в autotransplanted почек (Figurе 6), и диффузного интерстициального воспаления, tubulitis и гломерулит в allotransplanted почки (рисунок 7).

figure-results-2259
Рисунок 2. Значения креатинина сыворотки. Значения креатинина сыворотки (среднее и стандартное отклонение) для базового уровня и 10 после операции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

figure-results-2723
Рисунок 3. Сыворотка АМК значения. Значения Сыворотка АМК (среднее значение и стандартное отклонение) для базового уровня и 10 дней после операции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

figure-results-3199
Рисунок 4. Кислотно-основное гемостаза. Кислотно-основное гемостаза (среднее и стандартное отклонение) для базового уровня и 10 дней после операции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

figure-results-3665
Фигура уровни 5. электролита. Уровень электролитов (среднее и стандартное отклонение) для базового уровня и 10 дней после операции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

figure-results-4114
Рисунок 6. Гистология (H &# 38;.. Е), 100х Нормальная тубулоинтерстиция в autotransplanted почки 10 дней после операции Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

figure-results-4551
Рисунок 7. Гистология (H & E), 100х. Обширный интерстициальный воспаление, tubulitis и гломерулит, согласуется с отказом, в allotransplanted почки 10 дней после операции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

Обсуждение

Модель свиного трансплантации почки предоставляет уникальную возможность для дальнейшего область трансплантации человека из-за сходства в хирургических аспектах, физиологии, биохимии и иммунологии 14.

В зависимости от цели экспериментального исследования, модель почечной аутотрансплантации имеет ряд преимуществ по сравнению с моделью Аллотрансплантация. Хотя несколько групп сообщают о хороших почечной функции трансплантата после аллотрансплантации 28, иммуносупрессии у свиней является сложной задачей, особенно в трансплантации почки. Предоперационное образец крови анализируется, чтобы обеспечить совместимость для свиней лейкоцитов антигена (SLA) осуществимы, но дорого и непрактично 14. В послеоперационном периоде, предложенные иммунодепрессанты, такие как циклоспорин и циклоспорина (ингибиторы кальциневрина, CNI) вводят перорально или внутривенно 28. Пероральное непрактично, так как свиньи обычно отказываются проглотить оральный медикуции. Кроме того, кишечные обструкции может устранить достаточное поглощение иммуносупрессивных препаратов и поддержания терапевтических уровней препарата. Непрерывной инфузии IV CNI в активных животных технически требовательными. Iv болюсное введение приводит к высоким значениям пика, которые вызывают токсичность. Таким образом, для исследования новых методов консервации, модель почечной аутотрансплантации имеет ряд преимуществ. В представительных результатов allotransplantated пересадке почки показано выше, с задержкой и увеличенной пике креатинина и мочевины показывают отказ, который был продемонстрирован на гистологических.

Свиной модель аутотрансплантации ранее использовалось для исследования новых методов консервации 14,18,29. Тем не менее, сообщили послеоперационная сывороточного креатинина и азота мочевины значения autotransplanted свиней в сценарии сердца избиение может значительно варьироваться в зависимости от экспериментальной системы 22,30 . Сердца биться протокол донор приведем приводит к низкому послеоперационном сывороточного креатинина пике 2,8 мг / дл (± 0,7) и АМК пике 25,3 мг / дл (± 7,4). Эти результаты сопоставимы с низкими значениями пиковых представленных Hanto и коллегами 28 и Snoeijs и коллегами 31.

Чтобы обеспечить успешный исход после трансплантации почки в свиной модели аутотрансплантации, мы определили несколько ключевых технических факторов, которые минимизируют скорость некоторых осложнений. Применение раствора гистидин-триптофан-КГ (HTK) снижает риск спазма сосудов из-за его более низким содержанием калия по сравнению с университетом раствора Висконсин (UW). Для дальнейшего уменьшения риска вазоспазма в точке реперфузии, верапамил может быть введен в почечную артерию, и папаверин могут быть введены местно при извлечении и после реперфузии. Кроме того, непрерывное капельное норадреналина титруют поддерживатьсистолическое кровяное давление выше 100 мм рт.ст. обеспечивает однородную реперфузии. Это полезно для поддержания этого кровяное давление, по крайней мере, пока свинья не позиционируется склонны. Кроме того, позиционирование пересаженного трансплантата важно предотвратить перекручивание вновь анастомозировали кровеносных сосудов. Поэтому было бы полезно резекцию контралатеральной левую почку до пошива анастомозов трансплантата, чтобы избежать огромный механических манипуляций. После окончания мочеточника анастомоза, упаковка тонкий кишечник вокруг пересаженного трансплантата обеспечивает его положение после закрытия брюшной стенки. Такие осложнения, как препятствия кишечника вследствие перегиба кишечника наблюдаются редко, но может привести к серьезным осложнениям, в том числе кишечной непроходимости, перфорации кишечника, и смерти. В целом, точные хирургическая техника, внимательный анестезии и тщательный контроль во время наблюдения обеспечить хороший клинический результат и функции трансплантата.

Артериальные и венозные анастомозы можно PERFOrmed с использованием различных методов. Ортотопическая размещение трансплантата позволяет конца в конец анастомозы почечной артерии и вены. В случае гетеротопной трансплантации трансплантат можно расположить в противоположной почечной ямки для конца в конец анастомоза, на подвздошных сосудов, или дистальный аорты непосредственно. Гетеротопическая трансплантация анастомозов в аорте и вены прямо в конец в бок техники являются предпочтительными в этой модели, как это может уменьшить риск тромбоза и спазма сосудов 32. Анатомические вариации с самых ранних венозных бифуркации может привести к необходимости шитье два отдельных венозных анастомозов. Если артери или вена относительно короткие, трансплантат может быть повернуты на 180 °, чтобы получить длину сосудов. Мочеточника из стороны в сторону анастомоза можно добиться хороших результатов эксперимента без усложнения стриктуры или мочевой утечки.

В общем, свиной модель трансплантации почек предлагает преимущества по сравнению с другими животных моделях. Как гвневписанной выше, определенное сходство есть между свиной и человеческий обстановке, что позволяет относительно быстро перевод новых методов в клиническую практику. Методика трансплантации технически проще по сравнению с моделями грызунов. Кроме того, путем размещения венозные катетеры, образцы периферической крови могут быть собраны и обработаны легко для дальнейшего исследования. Сбора мочи позволяет дополнительную оценку почечной травмы и функции. Для сбора проб мочи, чрескожная катетер может быть вставлен в мочевой пузырь. Чтобы избежать манипуляции свиньи, дистальный конец должен быть тоннельный подкожно в заднюю часть животного. Еще один вариант для сбора мочи является использование метаболических клетках, которые позволяют продолжительные периоды сбора оценить клиренс креатинина и концентрацию дополнительных биомаркеров в моче. Сонография, компьютерная томография, и МРТ возможны. Пожертвование после кровообращения протоколов смерти можно имитировать, применяя теплоишемия до извлечения. Кроме того, свиньи могут быть сравнительно легко обрабатывать, если кастрировали, чтобы ограничить их агрессивное поведение.

К недостаткам можно отнести высокие затраты на приобретение животных, жилье, хирургического и другого медицинского оборудования и рабочей силы. Эти факторы означают, что это не представляется возможным включить большое количество животных в каждой исследуемой группе. Кроме того, по сравнению с моделями грызунов, ограниченное число ссылок доступны в литературе для свиней нормативных биологических данных. В качестве альтернативы для оценки новых развитых методов, таких как новые методы сохранения, другие группы описали нормотермических Экс Vivo реперфузии в качестве альтернативы трансплантации почки 33,34. Эта методика проще выполнить и менее дорогим. Тем не менее, стандартизирована трансплантация почки привитой обеспечивает модель больше похожа на клиническую практику и позволяет больше следить за периоды. Поэтому он служит для более реалистичной оценки трансплантатания.

В заключение отметим, что свиной модель гетеротопической почечной аутотрансплантации обеспечивает клиническую важную сценарий расследовать инновационные новые подходы для улучшения результатов почек привитых. В частности, этот протокол характеризует наиболее важные технические детали, которые будут способствовать успешному созданию почечной модели аутотрансплантации и позволяет быстро перевод новых открытий в клинических испытаниях.

Раскрытие информации

The authors have nothing to disclose.

Благодарности

We thank the Sorin Group (Milano, Italy), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Sweden), and Braun AG (Melsungen, Germany) for their support. We highly appreciate the support of the John David and Signy Eaton Foundation.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia Equipment
Anesthesia Machine, OptimaxModuflex Anesthesia EquipmentSN5180
Infusion Pump 3,000SIMS Graseby LTD.SN300050447
Infusion Pump LineSmith Medical ASD Inc.21-0442-25
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr)Cook Medical CompanyG01865
Isoflurane Vapor 19.1Draeger Medical Canada Inc.N/A
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mmCovidien Canada86449
Temperature Therapy PadGaymar Industries IncTP26E
Ventilator, AV 800DRE Medical Equipment40800AVV
Warm Touch, Patient Warming SystemNellcor/ Covidien Canada5015300A
NameCompanyCatalog NumberComments
Surgical Equipment
Abdominal RetractorMedite GmbH07-0001-00
Aorta/vein punch 4.0 mm, roundScanlan International Inc.1001-602
De Bakey, Atraumatic Peripheral, ClampAesculap Inc.FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, ClampAesculap Inc.FB519R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, StraightAesculap Inc.FB422R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, CurvedAesculap Inc.FB423R
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, AngledAesculap Inc.FB453R
Dissection Blade #11Feather Safety Razor Co.089165B
Connector (1/4") with male luer lockSorin Group Inc.AB1452
Liver Admin Set (flush line)CardioMed Supplies Inc17175
Maxon, 1Covidien Canada606173
Med-Rx Suction Connecting TubeBenlan Inc.70-8120
Organ BagCardioMed Supplies Inc2990
Potts – De Martel, ScissorsAesculap Inc.BC648R
Renal artery cannula, 1.6"Sorin Group Inc.VC-11000
Sofsilk, 2-0Covidien CanadaS405
Sofsilk, 3-0Covidien CanadaS404
Satinsky, Suprahepatic Cava ClampAesculap Inc.FB605R
Suction TipTyco Healthcare Group LP8888501023
Surgipro II, 6-0Covidien CanadaVP733X
Valleylab, Cautery PencilCovidien CanadaE2515H
Valleylab, Force TxValleylab Inc.216151480
Valleylab, Patient Return ElectrodeCovidien CanadaE7507
NameCompanyCatalog NumberComments
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 mlRafter 8 Products238481
Buprenorphine 0.3 mg/mlRB Pharmaceuticals LDTN/A
Ceftiofur 3 mg/mlPfizer Canada Inc.11103
Cefazolin 1 gPharmaceutical Partners of Canada Inc.2237138
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 mlSandoz Canada Inc.2240434
Heparin 10,000 iU/10 mlSandoz Canada Inc.10750
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solutionMethapharmCU001LBG
Isoflurane 99.9%, 250 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.2231929
Ketamine Hydrochloride  5,000 mg/50 mlBimeda-MTC Animal Health Inc.612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 LBaxter CorporationJB1064
Lactated Ringer’s 1 LBaxter CorporationJB2324
Metronidazole 500 mg/100 mlBaxter Corporation870420
Midazolam 50 mg/10 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.2242905
Norepinephrine 16 mg/250 ml Dextrose 5%Baxter CorporationN/A
Pantoprazole 40 mgSandoz Canada Inc.2306727
Papaverine 65 mg/2 mlSandoz Canada Inc.9881
Propofol 1,000 mg/100 mlPharmascience Inc.2244379
Saline 0.9%, 1 LBaxter Corporation60208
Solu-Medrol 500 mgPfizer Canada Inc.2367963
VerapamilSandoz Canada Inc.2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 mlAstraZeneca2003767

Ссылки

  1. Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  3. Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
  4. Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, (2014).
  5. . Annual Report 2013 - Eurotransplant International Foundation. Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013)
  6. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  7. Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
  8. Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  9. Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
  10. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  11. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  12. Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  13. Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127 (2011).
  14. Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
  15. Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
  17. Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
  18. Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
  19. Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, 6-15 (2013).
  20. He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
  21. Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
  22. Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
  23. Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
  24. Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
  25. Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d'Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
  26. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
  27. Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
  28. Maathuis, M. -. H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
  29. Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
  30. Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
  31. Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  32. Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
  33. Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

108DGF

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены