JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

العديد من العلاجات والطفرات الجينية تؤثر على توقيت النضج الجنسي والخصوبة. ويصف هذا البروتوكول طريقة غير الغازية لتقييم بداية البلوغ في الفئران والجرذان قبل إعداد دراسة خصوبة في الحيوانات الناضجة جنسياً.

Abstract

تقييم الكفاءة الإنجابية أمر بالغ الأهمية لفهم تأثير المعاملة أو التلاعب بالجينات على محور الإنجابية، كما وصف المحور طائي جوندال الغدة النخامية. المحور الإنجابية هو integrator رئيسية المدخلات البيئية والداخلية تكييف الخصوبة إلى الظروف المواتية للاستنساخ. قبل الشروع في دراسة خصوبة في الفئران والجرذان، يتم تقييم النضج الجنسي لاستبعاد إمكانية أن تعمل الإنجابية ملاحظتها هي سبب تأخر أو تغيب بداية البلوغ. ويصف هذا البروتوكول نهجاً غير الغازية لتقييم بداية البلوغ في الذكور من خلال تحديد فصل بريبوتيال، وفي الإناث عن طريق فتح المهبل والسفاد الأول. بعد التأكد من إتمام البلوغ وبلوغ مرحلة النضج الجنسي، يمكن الشروع في دراسة خصوبة. يصف الإجراء شروط التربية المثلى للفئران والجرذان وكيفية إعداد دراسة خصوبة، وما المعايير لتقييم وتحديد ما إذا كان العلاج أو حذف الجينات تؤثر على الخصوبة.

Introduction

المرحلة الانتقالية من خلال سن البلوغ مطلوب لبلوغ مرحلة النضج الجنسي والكفاءة التناسلية. الانتقال البلوغ والحفاظ على معدل الخصوبة في سن البلوغ ينظم المحور الإنجابية، كما وصف المحور طائي جوندال الغدة النخامية (الشكل 1). وينظم توقيت بداية البلوغ والحفاظ على خصوبة محكم العوامل الداخلية، فضلا عن البيئة زيادة فرص البقاء على قيد الحياة للأبناء والآباء والأمهات1،2. يوفر هذا البروتوكول نهجاً غير الغازية لتحديد بداية البلوغ في الفئران والجرذان للتأكد من النضج الجنسي قبل إعداد دراسة خصوبة لتقييم الكفاءة التناسلية.

دراسة خصوبة في الحيوانات الناضجة جنسياً ويمكن أن تبدأ بعد أن مرت الحيوانات إلى سن البلوغ. قبل بداية البلوغ، محور الإنجابية هادئة، والدافع الرئيسي للنضج الجنسي، تروج – الإفراج عن هرمون (GnRH)، يطلق على الغدة النخامية بكميات غير كافية الشروع في سن البلوغ (الشكل 1). بداية البلوغ هو عملية معقدة والتي ينتج عنها زيادة جنره الإفراج في نيافة الوسيط. جنره يشجع الهرمون (LH) والمسام تحفيز إفراز هرمون (FSH) من الغدة النخامية، هما هرمونات ضرورية نضج جوندال ووظيفتها الإنجابية (الشكل 1)3،،من45 .

الإهانات إلى المحور الإنجابية يؤدي إلى انخفاض الخصوبة ويمكن أيضا التقدم أو التأخر في بداية البلوغ. وتشمل الشروط المعروفة للتأثير في توقيت بداية البلوغ والكفاءة الإنجابية التعرض للمواد الكيميائية6،7،1،وزن الجسم ارتفع أو انخفض8تغييرات في الصماء 2،طول اليوم9 والطفرات الوراثية10،11،،من1213،،من1415.

بداية مرحلة النضج الجنسي هو خطوة حاسمة يتعين استكماله قبل إعداد مقايسة خصوبة. مزايا تحديد بداية البلوغ من خلال فصل بريبوتيال وفتح المهبل والسفاد الأول، هي الخصائص غير الغازية لهذه الإجراءات، كما أنها لا تتطلب جمع الدم أو التضحية بالحيوان16، 17.

بعد أن يتم تحديد بداية البلوغ، بشكل صحيح إعداد دراسة خصوبة سوف توفر معلومات هامة حول السلامة المحور الإنجابية، وعادة ما يكون له ميزة ثانية لتوليد الحيوانات التجريبية لإجراء مزيد من الدراسات (التنقيح) 18-إعداد دراسة الخصوبة الموصوفة في هذا البروتوكول يمكن الكشف عن العجز في الصغيرة والكبيرة على حد سواء في الكفاءة التناسلية في الذكور والإناث. مفتاح معلمات تقييم تشمل 1) الوقت للقمامة الأولى، 2) عدد ليتر ولدت في حجم 3) القمامة وإطار زمني معين. وأخيراً، ترد توصيات لنوع متابعة الدراسات التي يمكن إجراؤها لتحديد سبب ضعف الخصوبة.

وصف البروتوكول يشير إلى الفئران وبيانات تمثيلية تعكس العمل المنجز في الفئران المعدلة وراثيا. ومع ذلك، كافة البروتوكولات شملت تصلح أيضا في الفئران.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تم الموافقة على "رعاية الحيوان المؤسسية" و "اللجنة استخدام من جامعة ولاية ميشيغان" كافة الأساليب الموصوفة هنا وتجري وفقا للدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية.

1. تحديد بداية البلوغ

  1. اتبع المبادئ التوجيهية المؤسسية للملابس، كحد أدنى، ومن الضروري ارتداء معطف مختبر نظيفة وقفازات نظيفة. دائماً التعامل مع الفئران ارتداء قفازات نظيفة.
  2. إعداد مساحة العمل عن طريق وضع وسادة على الطاولة.
    1. مكان أعلى قفص ماوس نظيفة مع الشبكة التي تواجه صعودا على لوحة المفاتيح.
    2. قم بإعداد مقياس في مساحة العمل. ضع كوب نظيف 500 – 1000 مل على الحجم والكتلة الفارغة.
    3. ضع ورقة بجوار منطقة العمل لوزن الجسم سجل وفصل بريبوتيال، وافتتاح المهبل أو السفاد الأول.
  3. تحديد الفئران للدراسة. إجراء عمليات تفتيش يومية لبداية البلوغ حتى يتم الوصول إلى سن البلوغ. إجراء التفتيش وفي الوقت نفسه اليوم طوال فترة الدراسة. بداية البلوغ يمكن أن يحدث في أقرب وقت بعد الولادة يوم 11-12-19، ولكن في الأجهزة الأكثر تجريبية، رصد بداية البلوغ يبدأ ~ 22 يوما.
  4. ضع القفص الماوس في مساحة العمل (الخطوة 1، 2). فتح القفص ووضع غطاء وزجاجة مياه وحامل الطعام على المائدة.
  5. تحديد فصل بريبوتيال في الفئران الذكور.
    1. أثناء الضغط الماوس من ذيله، وضعه في أعلى القفص الماوس نظيفة من الخطوة 1.2.1. بينما التمسك بلطف الذيل، اسمحوا الماوس استكشاف شبكة أعلى القفص ~ 5 s.
    2. اجذب الذيل إلى الخلف؛ عادة ما يؤدي هذا الحيوان تتحرك إلى الأمام بينما التمسك بالشبكة مع اليدين. أغلق نهج اليد الأخرى على الجلد بالرقبة والاذنين.
    3. فهم الجلد فضفاض بين الكتفين والرقبة مع الإبهام والسبابة. من المهم الحصول على عقد جيد للجلد، كما أنه سيمنع الماوس من تحول رئيسها لدغة.
    4. الاستيلاء على الجلد على ظهره بالاصابع المتبقية وأنه عقد بالضغط على يده. عقد إيمانا راسخا دون إعاقة التنفس والدم التدفق، أو ضررا العظام، العضلات أو الجلد. تشغيل اليد على كشف بطن الماوس، مع دعم الجزء الخلفي الماوس داخل كف اليد.
    5. مع اليد الحرة، بلطف دفع عودة الجلد حول القضيب دون إجبار. في فصل بريبوتيال، شرائح الجلد preputial الخلف فضح حشفة القضيب (الشكل 2A، السهم عرض الفاصل بريبوتيال). سجل وجود أو عدم وجود فصل بريبوتيال.
    6. وزن الماوس برفق وضعه في الكأس 500-1000 مل من الخطوة 1.2.2 وتسجيل الوزن.
    7. إعادة إدخال الماوس في القفص الإسكان بعقد سم الكأس 0-2 على الكلمة القفص وتلميح ببطء فوق الكأس السماح للماوس للخروج من تلقاء نفسها. تنظيف اخلطها بالماء والمنظفات المعتدلة والجافة قبل العودة إلى الجدول وترينج المقياس.
  6. تحديد فتح المهبل في الفئران الإناث.
    1. مكان كرة القطن، كوب وزجاجة من المياه المعقمة في مكان العمل (الخطوة 1، 2). صب الماء في الكأس. يرطب الكرة القطن بالماء المعقم ووضعه بجوار أعلى القفص من الخطوة 1.2.1.
    2. ضع القفص الماوس في مساحة العمل (الخطوة 1، 2)، ونقل الماوس من قفصة الرئيسية إلى أعلى القفص (الخطوة 1.2.1) خلال عقد في قاعدة الذيل. بلطف سحب الذيل لتشجيع حركة الماوس إلى الأمام.
    3. رفع الذيل مع دعم الوركين مع الأصابع الحرة. السماح هيندليمبس للحفاظ على الاتصال مع الجزء العلوي من القفص. إذا كان الماوس يتحرك كثيرا، أنه عقد في اليد كما هو موضح في الخطوات 1.5.1-1.5.4.
    4. تنظيف الفرج مع الكرة القطن هوميديفيد المياه من الخطوة 1.6.1 برفق. استخدام كرة القطن هوميديفيد نظيفة لكل الماوس. لتحديد فتح المهبل وفحص الفرج وتحديد ما إذا كان المهبل مفتوحة تماما (الشكل 2A، افتتاح المهبلي الإناث).
    5. السجل إذا حدث افتتاح المهبل. وزن الماوس وإعادته إلى القفص الصفحة الرئيسية كما هو موضح في الخطوات 1.5.6-1.5.7.
  7. السفاد أول مؤشر للاباضة الأولى.
    1. ضع كوب مع الماء المعقم وشريحة زجاجية مسمى ماصة 200 ميليلتر مع تلميح نظيفة في مجال العمل (الخطوة 1، 2).
    2. عقد الأنثى كما هو موضح في الخطوة 1.6.2-1.6.3. ضع طرف ماصة تحتوي على ~ 50 ميليلتر من الماء المعقم في افتتاح المهبل.
    3. بلطف تدفق الخلايا من جدار المهبل من خلال إدخال واستيعاب ~ 50 ميليلتر من الماء 2-4 مرات. تشويه المحتوى من طرف الماصة إلى شريحة الميكروسكوب زجاجية مسماة.
    4. مراقبة بعناية مورفولوجيا الخلوية في مجهر برايتفيلد استخدام 10 X أو 20 X الهدف أو السماح أيردري تشويه ح ~ 1 وثم كونتيرستين بمحلول أزرق الميثيلين 0.1% (حله في ddH2س) (الشكل 2). إلى كونتيرستين، وتراجع الشريحة المجففة إلى الحل الميثيلين الأزرق 0.1% ل ~ 30 ثانية. واسمحوا الهواء الشرائح الجافة ح 1.
    5. مراقبة الشرائح من الخطوة 1.7.4 في مجهر حقل مشرقة في 10 X أو 20 س. إنشاء مرحلة دورة الشبقية (الشكل 2)20 عن طريق مراقبة مورفولوجيا الخلايا التي تسمح بالتمييز بين أربع مراحل متميزة لدورة الشبقية (الشكل 2).
      ملاحظة: تتميز ميتيستروس بخليط من الخلايا الظهارية الحرشفية كورنيفيد والكريات البيضاء، ديستروس بالكريات البيضاء، بروستروس بخليط من الكريات البيضاء والخلايا الظهارية الأنوية السفاد بالخلايا الظهارية كورنيفيد (الشكل 2) 20.
    6. تسجيل وزن الجسم والعودة الماوس إلى قفصة الصفحة الرئيسية كما هو موضح في الخطوات 1.5.6-1.5.7. يتم إنهاء مسحات المهبل في اليوم عندما تم الماوس به السفاد الأول (الشكل 2).

2-مرغوب فيه تربية شروط الغرفة

  1. التأكد من أن الغرفة تربية درجة حرارة ~ 20-24 درجة مئوية، مع 55 ± 10% رطوبة، ومتجانسة الغرف الضوء كثافة ~ 300-400 لوكس حوالي 1 متر فوق الطابق21. يسمح هذا كثافة الضوء شدة الضوء قفص منتصف المرغوب فيه من لوكس 25-80. لاختبار كثافة الضوء، استخدام ضوء متر.
  2. استخدام نظام الآلي للتحكم في الإضاءة في الغرفة تربية لضمان التوقيت المناسب للإضاءة في جميع أنحاء هذه التجربة. طول النهار الظروف المثلى لتقييم معدل الخصوبة في مجموعة القوارض من يوم ح 12 (12 ح النور والظلام ح 12، LD12:12)، لشروط "الصيف--مثل" مع ح 14 في الظلام (LD14:10) خفيفة و 10 ح21.
  3. إعداد أقفاص تربية.
    1. إعداد قفص ماوس نظيفة مع غطاء، والماء، والغذاء والفراش، وتداخل كل تربية زوج.
    2. ملء بطاقات القفص مع جميع المعلومات المطلوبة، بما في ذلك الجنس، وتاريخ الميلاد، وضغط الماوس، وتاريخ عند التزاوج يتم إعداد.

3-خصوبة الدراسة

  1. تحديد الحيوانات التي ستستخدم لدراسة الخصوبة. التأكد من وجود الحيوانات ناضجة جنسياً (الخطوة 1). مجموعة عمر المستخدمة عادة لإعداد دراسة خصوبة في الفئران هو الأسابيع 10-16 من العمر، سن التي أنجزت فيها النضج الجنسي في الظروف الأكثر تجريبية.
  2. على طاولة نظيفة، ضع القفص تربية إعدادها في "الخطوة 2، 3".
  3. الصيد وأمسك الماوس.
    1. ببطء إدخال يد القفاز في القفص الماوس. اترك اليد في القفص لفترة قصيرة من الزمن (~ 5-30 ثانية)، السماح للفئران تتكيف مع رائحة القفازات واليد. تجنب الحركات المحمومة ومتشنج.
    2. أقل من ناحية المقعر قريبة من الجزء السفلي من القفص وتناولها ببطء للفئران. سيتم تشغيل بعيداً. عند تشغيلها على اليد، فخ ذيل ماوس واحدة بين الإبهام والسبابة.
    3. أرفع الماوس من ذيله ل s 2-3. إذا كان الماوس يحتاج إلى عقد أطول، التمسك الذيل وضع الماوس في اليد الكاسي الحفاظ على الاستمرار في الذيل.
  4. نقل 1 الذكور والإناث 1 بعد ذلك في قفص تربية بالضغط عليها من ذيله (الخطوة 3، 3). التأكد من وجود الإناث في نفس المرحلة استروس عند إعداد المقايسة الخصوبة. تحديد مرحلة استروس من الإناث عن طريق إجراء لطاخة مهبلية كما هو موضح في "الخطوة 1، 7".
  5. إغلاق القفص، وضمان أن الفئران بالمواد الغذائية والمياه وتداخل. إرفاق قفص حامل البطاقة مع بطاقة قفص القفص.
  6. ضع القفص تربية على الرف الإسكان. إجازة تربية القفص دون عائق قدر الإمكان لكامل مدة الدراسة الخصوبة. إجراء دراسة الخصوبة لمدة 30 يوما. لكل زوج من تربية والاحتفاظ بسجلات تفصيلية ونلاحظ 1) تاريخ التزاوج هو إعداد، 2) تاريخ ليتر يولدون و 3) عدد الجراء ولد، بما في ذلك الجراء الميت والحي. إجراء تدقيقات القمامة يوميا طوال فترة الدراسة.
  7. إطالة الخصوبة هو وضع دراسة لمدة 30-60 يوما إضافيا إذا لم يوجد أو لها تأثير ضعيف على الخصوبة في "الخطوة 3، 6".

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

النتائج المعروضة من اثنين من نماذج مختلفة وراثيا الماوس حيث تم حذف النسخ عامل البطني الأمامي هوميوبوكس 1 (Vax1) في الجسم كله في اليل واحد، يشار هنا إلى heterozygote الفئران (HET)13، أو Vax1 تم حذف شرطيا داخل جنره الخلايا العصبية22، يطلق عليها هنا كو ا?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

الرفاه العام للفئران أمر بالغ الأهمية ل تحليل خصوبة ناجحة21. عند القيام تحليل خصوبة، من المهم أن لا جسديا التحقق في الفئران كل يوم كهذا يمكن أن يسبب الإجهاد. كذلك تجنب التغييرات المتكررة القفص، أن هذه أيضا مرهقة. من الناحية المثالية سوف يتم التغييرات القفص لا يزيد عن 1-2 مرات في ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

ليس له علاقة بالكشف عن صاحب البلاغ.

Acknowledgements

أشكر المؤلف المساهمة في الأعمال الأولية التي هي الأساس لهذا المنشور. بفضل أيتور أغيري، جنفييف هاء ريان وايريكا ل. للحصول على تعليمات إعداد المخطوطة. وبفضل جيسيكا لي سورا والذقن أوستن للمساعدة التقنية مع المخطوطة. وأيد H.M.H. يونيس كينيدي شرايفر الوطني معهد صحة الطفل والتنمية البشرية من "معاهد الصحة الوطنية في" إطار جائزة رقم R00HD084759.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Sterile Cotton BallsFisher22456885
Surface protectorFisher1420637
Light meterVWR21800-014
Methylene blue Sigma-AldrichM9140
Microscope SlidesGenesee Scientific29-101
Optimouse rack with cagesAnimalCare systemsC89100
Water Bottle Basket AnimalCare systemsC61011
Filtered Cage TopsAnimalCare systemsC78210
Optimice Standard FeederAnimalCare systemsC40100SG
Cage Card HolderAnimalCare systemsC43251
Cage CardsAnimalCare systemsM52010
Bottle AssambleyAnimalCare systemsC79122P
Bed R'Nest NestingThe AndersonsBRN4WSR
1/8" Corn Cob bedding The Andersons8B
Standard mouse chowTeklad7904 (7004)
ScaleVWR10205-004
Polypropylene BeakerFisher14-955-111F

References

  1. Schneider, J. E. Energy balance and reproduction. Physiology and Behavior. 81 (2), 289-317 (2004).
  2. Walton, J. C., Weil, Z. M., Nelson, R. J. Influence of photoperiod on hormones, behavior, and immune function. Frontiers Neuroendocrinology. 32 (3), 303-319 (2012).
  3. Hoffmann, H. M., Mellon, P. L. A small population of hypothalamic neurons govern fertility: the critical role of VAX1 in GnRH neuron development and fertility maintenance. Neuroscience communications. 2, (2016).
  4. Kauffman, A. S. Sexual differentiation and the Kiss1 system: Hormonal and developmental considerations. Peptides. , (2009).
  5. Bronson, F. H., Dagg, C. P., Snell, G. D. Reproduction. , Dover Publications, Inc. New York. (1966).
  6. Chehab, F. F., Mounzih, K., Lu, R., Lim, M. E. Early onset of reproductive function in normal female mice treated with leptin. Science. , (1997).
  7. Yoshimura, S., Yamaguchi, H., Konno, K., Ohsawa, N., Noguchi, S., Chisaka, A. Observation of Preputial Separation is a Useful Tool for Evaluating Endocrine Active Chemicals. J Toxicologic Pathology. 18, 141-157 (2005).
  8. Ahima, R. S., Dushay, J., Flier, S. N., Prabakaran, D., Flier, J. S. Leptin accelerates the onset of puberty in normal female mice. Journal of Clinical Investigation. 99 (3), 391-395 (1997).
  9. Bohlen, T. M., et al. A short-day photoperiod delays the timing of puberty in female mice via changes in the kisspeptin system. Frontiers in Endocrinology. 9 (FEB), 1-9 (2018).
  10. Shahab, M., Mastronardi, C., Seminara, S. B., Crowley, W. F., Ojeda, S. R., Plant, T. M. Increased hypothalamic GPR54 signaling: A potential mechanism for initiation of puberty in primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2005).
  11. Hoffmann, H. M., Mellon, P. L. A small population of hypothalamic neurons govern fertility: the critical role of VAX1 in GnRH neuron development and fertility maintenance. Neuroscience communications. 2, 5-9 (2016).
  12. Navarro, V. M., et al. Role of Neurokinin B in the Control of Female Puberty and Its Modulation by Metabolic Status. Journal of Neuroscience. 32 (7), 2388-2397 (2012).
  13. Hoffmann, H. M., Tamrazian, A., Xie, H., Pérez-Millán, M. I., Kauffman, A. S., Mellon, P. L. Heterozygous deletion of ventral anterior homeobox (Vax1) causes subfertility in mice. Endocrinology. 155 (10), 4043-4053 (2014).
  14. Kauffman, A. S., et al. The Kisspeptin Receptor GPR54 Is Required for Sexual Differentiation of the Brain and Behavior. Journal of Neuroscience. 27 (33), 8826-8835 (2007).
  15. Teles, M. G., et al. Brief report: A GPR54-activating mutation in a patient with central precocious puberty. New England Journal of Medicine. , (2008).
  16. Korenbrot, C. C., Huhtaniemi, I. T., Weiner, R. I. Preputial separation as an external sign of pubertal development in the male rat. Biology of reproduction. , (1977).
  17. Gaytan, F., et al. Development and validation of a method for precise dating of female puberty in laboratory rodents: The puberty ovarian maturation score (Pub-Score). Scientific Reports. 7 (March), 1-11 (2017).
  18. Caligioni, C. Assessing reproductive status/stages in mice. Current Protocols in Neuroscience. , 1-11 (2010).
  19. Mayer, C., et al. Timing and completion of puberty in female mice depend on estrogen receptor -signaling in kisspeptin neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (52), 22693-22698 (2010).
  20. McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. L. Performing Vaginal Lavage, Crystal Violet Staining, and Vaginal Cytological Evaluation for Mouse Estrous Cycle Staging Identification. Journal of Visualized Experiments. (67), 4-9 (2012).
  21. Hedrich, H. The Laboratory Mouse. , Academic Press. (2012).
  22. Hoffmann, H. M., Trang, C., Gong, P., Kimura, I., Pandolfi, E. C., Mellon, P. L. Deletion of Vax1 from Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) Neurons Abolishes GnRH Expression and Leads to Hypogonadism and Infertility. Journal of Neuroscience. 36 (12), 3506-3518 (2016).
  23. Sloboda, D. M., Howie, G. J., Pleasants, A., Gluckman, P. D., Vickers, M. H. Pre- and postnatal nutritional histories influence reproductive maturation and ovarian function in the rat. PLoS ONE. , (2009).
  24. Manual, R. Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice. Management. , (2007).
  25. Kennedy, G. C., Mitra, J. Body weight and food intake as initiating factors for puberty in the rat. The Journal of Physiology. , (1963).
  26. Sisk, C. L., Foster, D. L. The neural basis of puberty and adolescence. Nature Neuroscience. 7 (10), 1040-1047 (2004).
  27. Nelson, J. F., Karelus, K., Felicio, L. S., Johnson, T. E. Genetic influences on the timing of puberty in mice. Biology of reproduction. , (1990).
  28. Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J mice: I. Cycle frequency, length and vaginal cytology. Biology of reproduction. , (1982).
  29. Falconer, D. S. Weight and age at puberty in female and male mice of strains selected for large and small body size. Genetical Research. , (1984).
  30. Rodriguez, I., Araki, K., Khatib, K., Martinou, J. C., Vassalli, P. Mouse vaginal opening is an apoptosis-dependent process which can be prevented by the overexpression of Bcl2. Developmental Biology. , (1997).
  31. Lomniczi, A., Wright, H., Ojeda, S. R. Epigenetic regulation of female puberty. Frontiers in Neuroendocrinology. 36, 90-107 (2015).
  32. Selmanoff, M. K., Goldman, B. D., Ginsburg, B. E. Developmental changes in serum luteinizing hormone, follicle stimulating hormone and androgen levels in males of two inbred mouse strains. Endocrinology. 100 (1), 122-127 (1977).
  33. Larder, R., Clark, D. D., Miller, N. L. G., Mellon, P. L. Hypothalamic Dysregulation and Infertility in Mice Lacking the Homeodomain Protein Six6. Journal of Neuroscience. 31 (2), 426-438 (2011).
  34. Knight, C. H., Maltz, E., Docherty, A. H. Milk yield and composition in mice: Effects of litter size and lactation number. Comparative Biochemistry and Physiology -- Part A: Physiology. 84 (1), 127-133 (1986).
  35. Chahoud, I., Paumgartten, F. J. R. Influence of litter size on the postnatal growth of rat pups: is there a rationale for litter-size standardization in toxicity studies. Environmental research. 109 (8), 1021-1027 (2009).
  36. Pandolfi, E. C., Hoffmann, H. M., Schoeller, E. L., Gorman, M. R., Mellon, P. L. Haploinsufficiency of SIX3 Abolishes Male Reproductive Behavior Through Disrupted Olfactory Development, and Impairs Female Fertility Through Disrupted GnRH Neuron Migration. Molecular Neurobiology. , (2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

140 preputial

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved